Name: a standardized method for measuring internal lung surface area via mouse pneumonectomy and prosthesis implantation
Uploaded: 2017-07-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation at JoVE.com

Yazarlar, yardım için Pekin Ulusal Biyolojik Bilimler Enstitüsü&#39;nü kabul etmek istiyorlar. Bu çalışma Pekin Belediye Tabiat Bilimleri Vakfı (No. Z17110200040000) tarafından desteklenmiştir.

Bu protokolde kullanılan tüm prosedürler, Pekin Ulusal Biyolojik Bilimler Enstitüsünün Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Yönergelerdeki önerilere uygun olarak gerçekleştirildi. 8 haftalık CD-1 erkek fareler, deneyler gerçekleştirilene kadar spesifik bir patojen içermeyen (SPF) tesiste barındırıldı. Ameliyatlar tamamen anestezi uygulanmış fareler kullanılarak gerçekleştirildi (diğer bir deyişle çimdikleme tepkileri olmadan). Ameliyattan sonra fareler yeterli miktarda yiyecek ve tatlı su ile sıcak, nemli bir odada tutuldu. Fareler, intraperitoneal enjeksiyon yoluyla verilen bir anestetik doz aşımı kullanılarak öldürüldü. 1. Fare PNX Cerrahisi <ol><li> İntraperitoneal (IP) enjeksiyon yoluyla farelere sodyum fenobarbital (120 mg / kg vücut ağırlığı) ve buprenorfin (0.1 mg / kg vücut ağırlığı) ile tamamen uyartın. Fareler artık parmak ucu ile tepki göstermediğinde ameliyat yapın. </li><li> Farelerin sol toraksındaki saçları kimyasal madde ile çıkarınilatory tedavisi (~ 3 x 3 cm 2 alan). </li><li> Her fareyi, ventral tarafı operatöre bakacak şekilde entübasyon platformuna sabitleyin ( Şekil 1A ). </li><li> Farenin dilini çekin ve ses tellerini, kateterleri 18 ( Şekil 1A ) yönlendirmek için bir çentik içeren küçük bir hayvan laringoskopu ile aydınlatın. </li><li> Solunum sırasında ses tellerinin hareketlerini gözleyerek ses tellerini ayırt edin. Anterior açı 19 ile trakea 20 G intravenöz entübasyon kanülünü yavaşça yerleştirin. </li><li> Fareleri sağ yanal yatık konuma getirin ve kanülü mekanik bir ventilatöre bağlayın ( örn., Basınç kontrollü , Malzeme Tablosuna bakın). Fare göğsünün solunum hareketlerini gözleyerek kanülün trakeaya sokulduğunu kontrol edin ( Şekil 1B ). </li><li> İnspirasyon basıncını ayarlayınVentilatörü 12 cm H 2 O&#39;ye ayarlayın ve solunum hızını dakikada 120 nefes alma değerine ayarlayın ( Şekil 1B ). </li><li> Cerrahi bölgedeki cildi betadin ve% 70 etanol ile arındırın. </li><li> 5. interkostal boşluktaki boşluğa Noyes Bahar Makas (kesici kenar: 14 mm, uç çapı: 0.275 mm) ile cilt ve kasları keserek 2-3 cm posterolateral torakotomi insizyonu yapın ( Şekil 2B , C ). Torakotomi prosedürü için kullanılan cerrahi aletler kullanımdan önce sterilize edilir. </li><li> Sol akciğerin ortaya çıkması için 5. interkostal boşluğa 1.5 cm&#39;lik bir kesi yapın ( Şekil 2D , E ). Ameliyat sırasında kanamayı durdurmak için yüksek sıcaklıkta bir koterizer kullanın. </li><li> Sol akciğer lobunun üçte birini künt uçlu forseps ile göğüsten kaldırın ( Şekil 2F ) ve daha sonra solun tamamını dışarı çekmek için bir pamuk çubuğu kullanınAkciğer ( Şekil 2G ). </li><li> Sol akciğer lobunun pulmoner arter ve bronşunu belirleyin ( Şekil 2G ). </li><li> Bronşu ve damarları ipek cerrahi dikişle hilumda sıkıca bağlayın ve ligasyondan 3-4 mm uzakta sol akciğer lobunu kesin ( Şekil 2H , I ). NOT: (toraks boşluğunda yani hava veya gaz) pnömotoraks neden olabilir sol hilusta, üzerinde dikiş knot kesmeye özen gösterin. </li><li> 1 dikiş ile göğüs duvarını kapatın ve kas tabakasını ve cilt tabakasını sırayla 5-6 kesilmiş sütürleri kullanarak dikin. Her dikiş arasında 3-4 mm boşluk bırakın ( Şekil 2M , 2N ). NOT: Cerrahi dikiş iğnesini kalpten uzak tutun; İstenmeyen kardiyak ponksiyon ölümle sonuçlanır. </li><li> Cerrahi alanı povidon iyotla dezenfekte edin. </li><li> AfteCerrahi işlem, fareyi 38 ° C&#39;lik bir termal yastığa yerleştirin ve spontan solunum hareketleri başlayana kadar fareyi vantilatörün içine bağlayın ( Şekil 2O ). </li></ol> 2. Protez İmplantasyonu <ol><li> PNX prosedürünün adımları 1.1 - 1.13&#39;ü gerçekleştirin (farenin sol akciğer lobu çıkarıldığı noktaya kadar). </li><li> Künt forseps kullanarak silikon protezin (müşterinin yaptığı, 12 mm uzunluğunda, 3 mm kalınlığında, 7 mm genişliğinde, 0.2 g, elipsoid şeklinde) kelepçeleyin ( Şekil 2J ). Silikon protezi yerleştirmeden önce sterilize edin. </li><li> Göğüs boşluğunu ortaya çıkarmak için kaburgayı bir elinizle forsepsle tutun ve daha sonra başka bir elle boş protezi sol boş torak boşluğuna yerleştirin. NOT: Ekleme açısı protezin ön yüzü ile göğüs arası yüzeyi arasında yaklaşık 45 derecedir ( Şekil 2K ,L). Protezi yerleştirirken çok nazik olun. Aşırı kuvvet plevral rüptüre neden olur. </li><li> Protezin sol boş torak boşluğunu kapladığından emin olmak için künt forsepsle protezin yönünü ayarlayın. </li><li> Fare PNX prosedürünün 1.14 - 1.16 adımlarını uygulayın. </li></ol> 3. ILV ölçümü <ol><li> Tek kullanımlık bir serolojik pipetten (10 mL), bir iğne adaptörü olan 40 cm uzunluğunda bir esnek borudan, bir akış hızı kontrol valfinden ve 18 G&#39;lik bir iğneden çıkarılmış bir pistondan oluşan özel bir cihaz hazırlayın (&quot;şişme tüpü&quot;). Montajdan sonra, pipeti bantla bir tahtaya sabitleyin ( Şekil 3A ). Pipet üstü ile deney tezgahı arasındaki mesafe en az 30 cm olmalıdır. </li><li> Elle çalkalanarak, 55 ° C&#39;lik bir su banyosunda 500 gr önceden ısıtılan 1x fosfat tamponlu salin (PBS) içinde 20 g PFA&#39;nın eritilmesi ile taze% 4 paraformaldehit (PFA) fiksasyon çözeltisi hazırlayınSolüsyon berrak olana kadar her 10 dakikada bir temizleyin. Oda sıcaklığına soğuttuktan sonra, solüsyonu 0.45 um&#39;lik bir filtreyle süzün. DİKKAT: PFA kullanırken uygun kişisel koruyucu ekipmanı (PPE) giyin. </li><li> Anestezik doz aşımı dozunda (% 0.8 fenobarbital sodyum, 1000 U / mL heparin) fareleri kurban edin. </li><li> Her fare bir polistiren diseksiyon plakası üzerinde sabitleyin ve% 70 alkol ile püskürtün. </li><li> Farenin göğsünü dikkatli bir şekilde açın ve akciğer loblarını iyice ortaya çıkarmak için göğüs uçlarını makas kullanarak kesin. </li><li> Trakea maruz bırakmak için aşırı makroyu makas kullanarak çıkarın. Trakeayı özofagustan ayırdığınızdan emin olun. </li><li> Karın aortunu kesin ve sağ kalp sağ ventrikülüne 25-gauge iğne yerleştirin; Bu yerleştirmeden önce iğneyi 20 mL şırınga ile birleştirin. Akciğerler beyaza dönüşene kadar kan hücrelerini çıkarmak için yavaşça kalbe 1x PBS itin. Tipik olarak, pulmoner kan damarlarını temizlemek için 5 - 10 mL PBS gereklidir. </li><li> Doldurun thE% 4&#39;lük yeni PFA ile özel olarak yapılmış enflasyon tüpünü ve enflasyon tüpündeki tüm kabarcıkları çıkartın. </li><li> Enflasyon borusunun 18-mertebeli iğnesini trakea sokun ve sıvı sızıntısını önlemek için trakeaya gemi klipsleri ile bağlayın. </li><li> 25 sm bir sabit, transpülmoner basınç / H2O 2, 20% 4 PFA ile akciğerlerini şişirmek. Akciğerleri oda sıcaklığında 2 saat inkübe ederek tamamen akciğer genişletmesini sağlayın. Bu &quot;ön-düzeltme&quot; adımı, akciğer morfolojisini korumak için kritik önem taşır. <ol><li> Enflasyon borusunu izleyerek ilk% 4 PFA hacminin değerini kaydedin ve nihai hacmi kaydedin. İç akciğer hacmi, ilk% 4 PFA hacminden eksi son 4% PFA hacmine eşittir. </li></ol></li><li> Trakea bağlayın ve makas kullanarak, çevredeki bağ dokularından akciğerleri hafifçe parçalayın (akciğerleri sağlam tutun). Akciğerlere zarar vermemek için çok nazik olun. </li><li> incuAkciğerleri, 4 ° C&#39;de 12 saat boyunca çalkalayıcıda hafifçe çalkalayarak (50 dev / dak)% 4&#39;lük PFA ile dolu 50 ml&#39;lik bir konik tüpe koyun. Doku işleme ve boyama işlemlerine devam edin (bkz. Bölüm 4). </li></ol> 4. Doku Gömme, Kesitleme ve Hematoksilen ve Eozin (H &amp; E) Boyama <ol><li> Düzeltmeden sonra, akciğerlerden kalbi ve aşırı bağ dokularını düzeltmek için Noyes Bahar Makas kullanın. Akciğer loblarını trakeaya bağlayan bronşu keserek bireysel akciğer loblarını nazikçe ayırın. </li><li> Bir yörünge çubuğu çalkalayıcıda (50 dev / dak) akciğer loblarını 50 mL 1x PBS&#39;de (30 dakika / yıkama) 3-4 kez yoğun yıkayın. </li><li> Son yıkamayı takiben, doku 50 mL&#39;lik konik tüplerin dibine (yaklaşık 12 saat) batıncaya kadar akciğer loblarını 4 ° C&#39;de% 30 sükroz çözeltisine (1x PBS) daldırmak suretiyle kriyoproteksiyona uğratın. </li><li> Gömülmeden ve cryosectioning dokularından önce, forseps ile tüplerden akciğer lob örnekleri çıkarın, acces korumakHistolojik analiz için sory lobları, aksesuar lop numunelerinin yüzeyinden kalan sukroz çözeltisini ilave edin ve sonra yaklaşık 30 dakika boyunca optimum kesme ısısı (OCT) bileşiğini içeren bir Petri kabına iyice daldırın. </li><li> Cryomolds kullanarak sıvı azot içerisindeki OCT gömülü aksesuar lob örneklerini dondurun. Lobun en geniş yüzey alanını kalıbın tabanına paralel konuma getirin. </li><li> Histolojik analiz için cryosectioning sırasında her numune için toplam üç 10-μm kalınlığında bölümleri hazırlayın. İlk 1 mm&#39;lik dokuyu atın, 10 mm kalınlığında bir bölüm toplamayın, 0.5 mm doku atın, başka bir bölüm toplamayın, 0.5 mm doku atın ve üçüncü (son) bölümü toplayın. </li><li> H &amp; E boyamayı yapmadan önce bölümleri 1 saat boyunca havayla kurutun. </li><li> H &amp; E boyama yapın <ol><li> Musluk suyundaki 3-4 değişikliklerdeki bölümleri yıkayın ve daha sonra bölümleri taze hematoksilen içinde 2 dakika boyayın; Musluk suyunun altında yıkayın; Fazla hematoksileni çıkarmak için bölümü% 1 HC1-% 70 etanol solüsyonuna iki kez batırın. </li><li> Parçayı taze eozin içinde 3 dakika boyunca boyayın; % 95 etanol içinde iki ardışık 30 s yıkama ve% 100 etanol ile iki 30 s yıkama ile bölümleri kurutun; Ksilen bölümlerini 30 s temizleyin, temizleme adımını bir kez taze ksilen içinde tekrarlayın; Slaytları, cam lamelleri kullanarak montaj ortalığına monte edin. </li></ol></li></ol> 5. MLI ölçümü <ol><li> Parlak alan mikroskopu kullanarak H &amp; E lekeli aksesuar lob bölümlerinin dijital görüntülerini (20X büyütme) elde edin. </li><li> MLI&#39;yi ölçmek için, 3 bölümden oluşan uygun alanlardan (arterler, damarlar, ana hava yolları ve alveolar kanallar olmaksızın) rastgele toplam 15 bindirmeyen görüntü (1000 μm x 1000 μm) seçin. </li><li> 10 adet eşit dağıtılmış dikey çizgi ve 10 adet eşit olarak dağıtılan yatay çizgi ile bir ızgarayı yerleştirin.Cetvel aracını kullanarak seçilen alanlarda gth (1000 μm); Her hat 100 μm aralıklarla ayrılır ( Şekil 4B ). </li><li> Bir kesişmenin değerini iki bitişik alveolar epitelyum arasındaki doğrusal uzunluk olarak tanımlayın. Her bir 1000 μm uzunluk çizgisi boyunca tüm kesişme değerlerini ölçün. </li><li> Her bir ızgara için, 10 yatay 1000 μm uzunluk çizgisi ve 10 dikey 1.000 um uzunluk çizgisi arasındaki tüm kesme noktalarının değerlerini ölçün. NOT: MLI, her aksesuar lob için hazırlanan 3 bölümden analiz edilen toplam 15 ızgaradan kesme uzunluklarının ortalama değeridür. </li></ol> 6. ISA&#39;nın hesaplanması <ol><li> Denklem 1&#39;i kullanarak ISA&#39;yı hesaplayın ( Giriş&#39;e bakın). ILV&#39;nin ölçümü için bölüm 3&#39;e bakınız ve MLI&#39;nin nicelendirilmesi için bölüm 5&#39;e bakınız. </li></ol>

<ol>
	<li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAPK-Mediated+YAP+Activation+Controls+Mechanical-Tension-Induced+Pulmonary+Alveolar+Regeneration.">MAPK-Mediated YAP Activation Controls Mechanical-Tension-Induced Pulmonary Alveolar Regeneration.</a> Cell Rep. 16 (7), 1810-1819 (2016).</li><li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internal+surface+area+and+other+measurements+in+emphysema.">Internal surface area and other measurements in emphysema.</a> Thorax. 22 (6), 483-496 (1967).</li><li>Knudsen, L., Weibel, E. R., Gundersen, H. J. G., Weinstein, F. V., Ochs, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+air+space+size+characteristics+by+intercept+(chord)+measurement:+an+accurate+and+efficient+stereological+approach.">Assessment of air space size characteristics by intercept (chord) measurement: an accurate and efficient stereological approach.</a> J Appl Physiol. 108 (2), 412-421 (2010).</li><li>Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Morphometry of the Human Lung. , (1963).</li><li>Duguid, J. B., Young, A., Cauna, D., Lambert, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+surface+area+of+the+lung+in+emphysema.">The internal surface area of the lung in emphysema.</a> J Pathol Bacteriol. 88, 405-421 (1964).</li><li>Branchfield, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+neuroendocrine+cells+function+as+airway+sensors+to+control+lung+immune+response.">Pulmonary neuroendocrine cells function as airway sensors to control lung immune response.</a> Science. 351 (6274), 707-710 (2016).</li><li>Ding, B. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial-derived+angiocrine+signals+induce+and+sustain+regenerative+lung+alveolarization.">Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization.</a> Cell. 147 (3), 539-553 (2011).</li><li>Dunnill, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+methods+in+the+study+of+pulmonary+pathology.">Quantitative methods in the study of pulmonary pathology.</a> Thorax. 17 (4), 320-328 (1962).</li><li>Weibel, E. R., Gomez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Architecture+of+the+human+lung.+Use+of+quantitative+methods+establishes+fundamental+relations+between+size+and+number+of+lung+structures.">Architecture of the human lung. Use of quantitative methods establishes fundamental relations between size and number of lung structures.</a> Science. 137 (3530), 577-585 (1962).</li><li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+surface+area+of+nonemphysematous+lungs.">The internal surface area of nonemphysematous lungs.</a> Am Rev Respir Dis. 95 (5), 765-773 (1967).</li><li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans.">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367 (16), 244-247 (2012).</li><li>Hsia, C. C. W., Herazo, L. F., Fryder-Doffey, F., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compensatory+lung+growth+occurs+in+adult+dogs+after+right+pneumonectomy.">Compensatory lung growth occurs in adult dogs after right pneumonectomy.</a> J Clin Invest. 94 (1), 405-412 (1994).</li><li>Thurlbeck, S. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pneumonectomy+in+Rats+at+Various+Ages.">Pneumonectomy in Rats at Various Ages.</a> Am Rev Respir Dis. 120 (5), 1125-1136 (1979).</li><li>Cagle, P. T., Langston, C., Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+Age+on+Postpneumonectomy+Growth+in+Rabbits.">The Effect of Age on Postpneumonectomy Growth in Rabbits.</a> Pediatr Pulmonol. 5 (2), 92-95 (1988).</li><li>Langston, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alveolar+multiplication+in+the+contralateral+lung+after+unilateral+pneumonectomy+in+the+rabbit.">Alveolar multiplication in the contralateral lung after unilateral pneumonectomy in the rabbit.</a> Am Rev Respir Dis. 115 (1), 7-13 (1977).</li><li>Cohn, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+Affecting+The+Postnatal+Growth+of+The+Lung.">Factors Affecting The Postnatal Growth of The Lung.</a> Anatomical Record. 75 (2), 195-205 (1939).</li><li>Hsia, C. C., Wu, E. Y., Wagner, E., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preventing+mediastinal+shift+after+pneumonectomy+impairs+regenerative+alveolar+tissue+growth.">Preventing mediastinal shift after pneumonectomy impairs regenerative alveolar tissue growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 281 (5), L1279-L1287 (2001).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> J Vis Exp. (73), e50318 (2013).</li><li>Liu, S., Cimprich, J., Varisco, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+pneumonectomy+model+of+compensatory+lung+growth.">Mouse pneumonectomy model of compensatory lung growth.</a> J Vis Exp. (94), (2014).</li><li>Silva, M. F. R., Zin, W. A., Saldiva, P. H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airspace+configuration+at+different+transpulmonary+pressures+in+normal+and+paraquat-induced+lung+injury+in+rats.">Airspace configuration at different transpulmonary pressures in normal and paraquat-induced lung injury in rats.</a> Am J Respir Crit Care Med. 158 (4), 1230-1234 (1998).</li><li>Yilmaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+quantification+of+heterogeneous+lung+growth+following+extensive+lung+resection+by+high-resolution+computed+tomography.">Noninvasive quantification of heterogeneous lung growth following extensive lung resection by high-resolution computed tomography.</a> J Appl Physiol. 107 (5), 1569-1578 (2009).</li><li>Voswinckel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterisation+of+post-pneumonectomy+lung+growth+in+adult+mice.">Characterisation of post-pneumonectomy lung growth in adult mice.</a> Eur Respir J. 24 (4), 524-532 (2004).</li><li>Ravikumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+Lung+Growth+and+Repair+Regional+lung+growth+following+pneumonectomy+assessed+by+computed+tomography.">Regional Lung Growth and Repair Regional lung growth following pneumonectomy assessed by computed tomography.</a> J Appl Physiol. 97, 1567-1574 (2004).</li><li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging.">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI Res. 2 (1), (2012).</li><li>Mu&#241;oz-Barrutia, A., Ceresa, M., Artaechevarria, X., Montuenga, L. M., Ortiz-De-Solorzano, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+lung+damage+in+an+elastase-induced+mouse+model+of+emphysema.">Quantification of lung damage in an elastase-induced mouse model of emphysema.</a> Int J Biomed Imaging. 2012, (2012).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Bu protokolde, fare sol akciğer PNX ve protez yerleştirildikten sonra pulmoner parametrelerin ölçümü hakkında ayrıntılı açıklamalar sağlarız. ISA, şimdi birçok pulmoner hastalıkta solunum fonksiyonlarının değerlendirilmesi ve yaralanmanın yol açtığı alveol rejenerasyonunda önemli bir metrik olarak düşünülmektedir. Bununla birlikte, pulmoner araştırma topluluğu ISA&#39;nın yararlı bir metriği olarak yararlı olduğu konusunda anlaşmaya rağmen, günümüze kadar ISA hesaplamak için k...

Akciğerin temel işlevi, kan damarları ile atmosfer arasındaki oksijen ve karbon dioksit değişimidir. Bronkopulmoner displazi (BPD), kronik obstrüktif akciğer hastalığı (COPD) ve akut solunum yolu enfeksiyonları gibi akciğer hastalıkları, ISA 2 azalmasına neden olur. Akciğer hastalığını araştıran araştırmacılar, MLI, ILV, gaz değişim birimi sayısı, ISA ve akciğer dokusu uyumluluğu 2 , 3 dahil olmak üzere akciğerlerdeki morfolojik değişiklikleri değerlendirmek için çeşitli niceliksel yöntemler geliştirmiştir. Weibel ve ark.nın öncü çalışmaları 4 ve Duguid ve ark. 5 , ISA&#39;nın insan akciğerlerindeki akciğer gaz değişim kapasitesinin doğrudan bir ölçümü olarak kullanılabileceğini ve amfizemin ciddiyetini belirlemek için bir kriter olarak kullanılabileceğini birlikte ortaya koymuştur. Son beş yılda yayınlanan bir dizi çalışma, akciğer morfolojik parametrelerini ( örn. </eM&gt; ISA ve MLI) 6 gelişme sırasında ve yaralanma PNX 1 , 7 kurtarma sırasında farelerin akciğerlerinde morfolojik ve fonksiyonel değişiklikleri değerlendirmek için. ISA, Denklem 8 , 9 kullanılarak hesaplanır: <img alt="Denklem" src="/files/ftp_upload/56114/56114eq1.jpg" /> , Burada ILV, iç akciğer hacmi ve MLI, pulmoner periferik hava sahası büyüklüğünü 10 gösteren aracı bir parametredir. PNX, bir veya daha fazla akciğer lobunun cerrahi olarak çıkarılması, insanlar 11 , fareler 1 , köpekler 12 , sıçanlar 13 ve tavşanlar 14 , 15 dahil olmak üzere birçok türe ait alveol rejenerasyonunu uyardığı yaygın olarak bildirilmiştir. SaplamaOn dört gün sonra fareler, akciğer y sonrası PNX önceden var olan alveoller genişlemesi ve alveollere de novo oluşumu hem ISA, ilv restorasyonu ve kalan akciğer dokularında 1 alveol sayısını katkı göstermiştir. Biz ve diğerleri, PNX&#39;yi takiben boş göğüs boşluğuna sünger, balmumu veya özel şekil verilmiş bir protez gibi materyallerin sokulduğunu ( örn. , Protez implantasyonu) alveol rejenerasyonunu engellediğini gösterdik. Artık mekanik kuvvetin alveol rejenerasyonunu başlatmak için en önemli faktörlerden biri olarak işlev gördüğü tam olarak bilinmektedir 1 , 16 , 17 . Bu tür çalışmalar, alveol rejenerasyonunu kantitatif olarak değerlendirmek için bir kriter olarak PNX ile tedavi edilen ve Protez implante edilen akciğerlerden alınan ISA değerlerinin etkinliğini vurgulamıştır. Gözlemci önyargılarının ölçülen vayı önemli derecede etkilediği bilinmektedirAkciğer morfolojik parametreleri ( örn. , MIL ve ILV). ISA hesaplamasında kullanılan iki parametre olan hem ILV hem de MLI&#39;yi belirlemede bu önyargıdan kurtulmak için standart protokoller kullanılabilir. Burada, bu akciğer parametrelerini ölçmek için oldukça ayrıntılı ve standartlaştırılmış protokoller sunuyoruz. Daha da önemlisi, ISA&#39;yı doğru bir şekilde ölçebilme özelliği, yaralanmaya bağlı alveolar rejenerasyon modellerinde akciğer fonksiyonlarının güvenilirliğini ve tekrarlanabilirliğini artırmayı ve çoklu pulmoner hastalıklarda mekanik keşifleri kolaylaştırmayı taahhüt eder.

<table><tbody><tr><td>Low cost cautery kit</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Noyes scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15012-12</td><td></td></tr><tr><td>Standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holders</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vessel clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>18374-44</td><td></td></tr><tr><td>I. V. Cannula-20 gauge</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>29P0601</td><td></td></tr><tr><td>Surgical suture</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>F602</td><td></td></tr><tr><td>Mouse intubation platform</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Model MIP</td><td></td></tr><tr><td>Small Animal Laryngoscope</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Model LS-2-M</td><td></td></tr><tr><td>TOPO Small Animal Ventilator</td><td>Kent Scientific</td><td>RSP1006-05L</td><td></td></tr><tr><td>Thermal pad</td><td>Stuart equipment</td><td>SBH130D</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodium salt</td><td>Sigma</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium salt</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxylin Solution</td><td>Sigma</td><td>GHS132</td><td></td></tr><tr><td>Eosin Y solution, alcoholic</td><td>Sigma</td><td>HT110116</td><td></td></tr><tr><td>10 mL Pipette</td><td>Thermo Scientific</td><td>170356</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T Compound</td><td>Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>cryosection machine</td><td>Leica</td><td>CM1950</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Base Molds</td><td>Fisher HealthCare</td><td>22-363-553</td><td></td></tr><tr><td>18 gauge needle</td><td>Becton Dickinson</td><td>305199</td><td></td></tr><tr><td>Povidone iodine</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td></td></tr><tr><td>70% ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82011</td><td></td></tr><tr><td>Infusion sets for single use</td><td>Weigao</td><td>SFDA 2012 3661704</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Tapes</td><td>3M Scotch</td><td>8915</td><td></td></tr><tr><td>Cotton pad</td><td>Vinda</td><td>Dr.P</td><td></td></tr><tr><td>Silicone prosthesis</td><td>Custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Brightfield microscope</td><td>Olympus</td><td>VS120</td><td></td></tr><tr><td>Ruler tool</td><td>Adobe Photoshop</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a standardized method for measuring internal lung surface area via mouse pneumonectomy and prosthesis implantation

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), representing the gas-exchange capacity of the lung, is a critical criterion to assess respiratory function. However, observer bias can significantly influence measured values for lung morphological parameters. The protocol that we describe here minimizes variations during measurements of two morphological parameters used for ISA calculation: internal lung volume (ILV) and mean linear intercept (MLI). Using ISA as a morphometric and functional parameter to determine the outcome of alveolar regeneration in both pneumonectomy (PNX) and prosthesis implantation mouse models, we found that the increased ISA following PNX treatment was significantly blocked by implantation of a prosthesis into the thoracic cavity1. The ability to accurately quantify ISA is not only expected to improve the reliability and reproducibility of lung function studies in injured-induced alveolar regeneration models, but also to promote mechanistic discoveries of multiple pulmonary diseases.

<html> Burada, PNX ile işleme tabi tutulan bir grup ve bir protez implantasyonu (Protez yerleştirilmiş) grubu ile bir deney gerçekleştirdik. Bu gruplamalar, araştırma grubumuzdan daha önce yayınlanmış bir çalışmada kullanılan gruplamalarla aynıdır 14 . Fare PNX ve protez yerleştirme prosedürleri Şekil 2&#39;de gösterilmektedir. Ameliyatlar ve kantifikasy...

Watch this Scientific Journal Video about A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation at JoVE.com

A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

Akciğer hastalıklarında ve yaralanmaya bağlı alveol rejenerasyonunda akciğer morfolojisi ve fizyolojisini değerlendirmek için iç akciğer yüzey alanı (ISA) kritik bir kriterdir. Burada hem akciğer pnömonektomisinde hem de protez implantasyon fare modellerinde ISA için önyargı önlemeyi en aza indirecek standart bir yöntem açıklanmaktadır.

Fare Pnömonektomi ve Protez İmplantasyonu ile İç Akciğer Yüzey Alanının Ölçümü için Standart Bir Yöntem

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), ...

a-standardized-method-for-measuring-internal-lung-surface-area-via

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

13.1K Görüntüleme.  Peking University.  Akciğer hastalıklarında ve yaralanmaya bağlı alveol rejenerasyonunda akciğer morfolojisi ve fizyolojisini değerlendirmek için iç akciğer yüzey alanı (ISA) kritik bir kriterdir. Burada hem akciğer pnömonektomisinde hem de protez implantasyon fare modellerinde ISA için önyargı önlemeyi en aza indirecek standart bir yöntem açıklanmaktadır. 

Video: A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Fare Akciğer Entübasyonun Basit Bir Yöntem

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Tıp

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly hydrated, forming a substantial endothelial surface layer (ESL) that contributes to the maintenance of endothelial function. As the endothelial glycocalyx is often aberrant in vitro and is lost during standard tissue fixation techniques, study of the ESL requires use of intravital microscopy. To best approximate the complex physiology of the alveolar microvasculature, pulmonary intravital imaging is ideally performed on a freely-moving lung. These preparations, however, typically suffer from extensive motion artifact. We demonstrate how closed-chest intravital microscopy of a freely-moving mouse lung can be used to measure glycocalyx integrity via ESL exclusion of fluorescently-labeled high molecular weight dextrans from the endothelial surface. This non-recovery surgical technique, which requires simultaneous brightfield and fluorescent imaging of the mouse lung, allows for longitudinal observation of the subpleural microvasculature without evidence of inducing confounding lung injury.

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx/endothelial surface layer is ideally studied using intravital microscopy. Intravital microscopy is technically challenging in a moving organ such as the lung. We demonstrate how simultaneous brightfield and fluorescent microscopy may be used to estimate endothelial surface layer thickness in a freely-moving in vivo mouse lung.

Fare Pulmoner Endotelyal Yüzey Katman in vivo ölçümü olarak

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as the bone, brain, and lung. Although extensively studied, the mechanistic details of this process remain poorly understood. While common imaging modalities, including computed tomography (CT), positron emission tomography (PET), and magnetic resonance imaging (MRI), offer varying degrees of gross visualization, each lacks the temporal and spatial resolution necessary to detect the dynamics of individual tumor cells. To address this, numerous techniques have been described for intravital imaging of common metastatic sites. Of these sites, the lung has proven especially challenging to access for intravital imaging owing to its delicacy and critical role in sustaining life. Although several approaches have previously been described for single-cell intravital imaging of the intact lung, all involve highly invasive and terminal procedures, limiting the maximum possible imaging duration to 6-12 h. Described here is an improved technique for the permanent implantation of a minimally invasive thoracic optical Window for High-Resolution Imaging of the Lung (WHRIL). Combined with an adapted approach to microcartography, the innovative optical window facilitates serial intravital imaging of the intact lung at single-cell resolution across multiple imaging sessions and spanning multiple weeks. Given the unprecedented duration of time over which imaging data can be gathered, the WHRIL can facilitate the accelerated discovery of the dynamic mechanisms underlying metastatic progression and numerous additional biologic processes within the lung.

Here, we present a protocol for the surgical implantation of a permanently indwelling optical window for the murine thorax, which enables high-resolution, intravital imaging of the lung. The permanence of the window makes it well-suited to the study of dynamic cellular processes in the lung, especially those that are slowly evolving, such as metastatic progression of disseminated tumor cells.

Akciğere Kanser Metastazını Araştırmak İçin Kalıcı Bir Pencere

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Kanser Araştırmaları

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

Sigara Duman maruz kalan Fare Akciğer Amfizem ve Küçük Havayolu Yaptırma otomatik ölçüm

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to disability or death. Injury-based animal models of lung repair and regeneration are limited by injury-specific responses making it difficult to differentiate changes related to the injury response and injury resolution from changes related to lung repair and lung regeneration. However, use of animal models to identify these repair and regeneration signaling pathways is critical to the development of new therapies aimed at improving pulmonary function following lung injury. The mouse pneumonectomy model utilizes compensatory lung growth to isolate those repair and regeneration signals in order to more clearly define mechanisms of alveolar re-septation. Here, we describe our technique for performing mouse pneumonectomy and sham pneumonectomy. This technique may be utilized in conjunction with lineage tracing or other transgenic mouse models to define molecular and cellular mechanism of lung repair and regeneration.

Mouse pneumonectomy is a commonly employed model of compensatory lung growth. This procedure can be used in conjunction with lineage tracing or transgenic mouse models to elucidate underlying mechanisms.

Telafi Akciğer Büyüme Fare Pnömonektomi Modeli

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

Fare Akciğerler Basınç-hacim Eğrisi Ölçümü

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

Fare Akciğer Kanseri Araştırma Faydalı instillation ve Fiksasyon Yöntemi

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

Mayi glikoz tolerans testi, akciğer işlev ölçümü ve akciğer fiksasyonu obezite ve pulmoner sonuçlar üzerine Engelli metabolizma etkisini incelemek için

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

Bleomycin ile fareler Airways önceden Merkezi Klima Orthotopic akciğer kanseri hücre Engraftment verimliliğini artırır

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

<meta charset="utf8"></head><body>Fare akciğer naklinde hücresel dinamiklerin gerçek zamanlı izlenmesi

Intravital Two-Photon Microscopy of the Transplanted Mouse Lung

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by crosstalk between donor and recipient cells. A better understanding of these processes relies on the use of preclinical animal models and is aided by an ability to study intra-graft immune cell trafficking in real-time. Intravital two-photon microscopy can be used to image tissues and organs for depths up to several hundred microns with minimal photodamage, which affords a great advantage over single-photon confocal microscopy. Selective use of transgenic mice with promoter-specific fluorescent protein expression and/or adoptive transfer of fluorescent dye-labeled cells during intravital two-photon microscopy allows for the dynamic study of single cells within their physiologic environment. Our group has developed a technique to stabilize mouse lungs, which has enabled us to image cellular dynamics in na&#239;ve lungs and orthotopically transplanted pulmonary grafts. This technique allows for detailed assessment of cellular behavior within the vasculature and in the interstitium, as well as for examination of interactions between various cell populations. This procedure can be readily learned and adapted to study immune mechanisms that regulate inflammatory and tolerogenic responses after lung transplantation. It can also be expanded to the study of other pathogenic pulmonary conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: İntravital Görüntüleme Yoluyla Akciğer Nakli İmmünolojisini İlerletmek

Here, we present a protocol to intravitally image the transplanted mouse left lung using two-photon microscopy. This represents a valuable tool for studying cellular dynamics and interactions in real-time following murine lung transplantation.

Nakledilen Fare Akciğerinin İntravital İki Foton Mikroskobu

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by ...