This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

Not: sıçan kullanımını kapsayan tüm deney prosedürleri, Duke Üniversitesi Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanmıştır protokollere uygun olarak yapıldı. Trakeal Entübasyon Kanül 1. Hazırlık <ol><li> Pense kesme ile 2 inç 14 G angiocathether iğnenin iğne ucunu kes. </li><li> İğnenin lümen iğne burunlu pense ile kapalı sıkıştırın. </li><li> Kesme pense ile açık-lümen bölümünün kenarına aşağı sıkışmak bölümü kesin, ve sonra 30 kalan sonu her iki tarafında kenarları kesilmiş - İğne kenarına 45 ° açı. </li><li> Düz kayma-eklem pense açık alana kanül 4 mm ve yukarı doğru hafif bir eğri ucunda oluşmuş kadar yukarı çekin - alt 3 koyun. NOT: Bu trakea (Şekil 1) içine kateter yönetmenlik kolaylaştıracaktır. </li><li> Kanül sonunda kenarlarını aşağı pürüzsüz ince zımpara kağıdı kullanın. </li><li&gt; Anjiyokateter tüp içine küntleşmiş enstrüman dönün. Boru küntleşmiş iğne biraz daha kısa olduğundan emin olun. </li></ol> 2. Ön-Cerrahi İşlemleri <ol><li> Çalışma alanı üzerinde 10X büyütme ayarlanmış bir işletim mikroskop yerleştirerek prosedür için site kurmak. </li><li> Çalışma alanında bir ısınma yastık yerleştirin ve temiz bir emilim ped ile kaplayın. </li><li> Cerrahi alan yakın bir kalp hızı ve kan oksijenlenme monitörü ayarlayın. </li><li> Ağırlık esaslı ilaç doz (örn, postoperatif analjezi, antibiyotikler veya lenfosit tüketen antikor) için sıçan tartılır. NOT: - 450 gr Tipik erişkin sıçan 350 arasında tartın. </li><li> Bir indüksiyon odacığı kullanılarak buharlaştırılmış% 3 izofluran-O 2 (3 L / dak) ile oturaklı sıçan aktif kömür ihtiva eden bir atık anestezi gazı tahliye sisteminden tahliye edilebilir. Anestezi indüksiyonu için 5 dakika entübasyon için gerekli derin anestezi sağlamaktayız. </li><li> Subkutan sıçan önce entübasyon ve cerrahi ile devam etmek Carprofen veya Meloxicane (4.4 mg / kg) uygulayınız. </li><li> Entübasyon öncesi anestezi sıçan boyun ve göğüs tıraş elektrik makasları kullanın. </li></ol> 3. Entübasyon <ol><li> Entübasyon kanül ucunda yağlama küçük bir miktar (örneğin, KY jel) sürterek entübasyon kurulumu hazırlayın. Konnektör tüp yoluyla izofluran gaz akışını başlatmak için ventilatör açın. </li><li> Entübasyon aparatı sıçan aktarın ve üst kesici dişlerin (Şekil 2A) tarafından metal çubuğun üzerine sıçan askıya. NOT: Bazı entübasyon aygıtları çevrimiçi satın alınabilir. Burada gösterilen model bütan meşale kullanarak 2 x 4 inç lomber parçasının bölümler etrafında kalıp bir akrilik sayfasını kullanarak ev yapımı olduğu ve takviyeler kloroform ile bağlıdırlar. bar (ya da metal tel) s yerleştirilen maskeleme bandı üzerinde sondaj delikleri ile bağlıakrilik ide parçalanmayı veya çatlamasını önlemek için. </li><li> Boyun (Şekil 2B) ventral yüzeyinden 2 cm - esnek, yüksek yoğunluklu ışık kaynağını 1 konumlandırarak sıçan boynunu Trans-aydınlatmak. </li><li> Yavaşça yukarı ve alt dişlerin tarafına dilini çekin öğrenci standart desen forseps bir çift kullanın. Kavrama baş ve bir elin işaret parmağı dilin alt ucuna karşı forseps bir tarafında düz iç yüzeyi yerleştirerek arasında dilidir. Basın ventral gırtlak (Şekil 2C) epiglottis ve diyafram ortaya çıkarmak. </li><li> Ses telleri görselleştirmek ve angiocatheter göbek kesiciler dokunana kadar trakea içine açık glottisin ile öne entübasyon kanül kalkık, körelmiş ucunu kılavuz. </li><li> Metal stile çıkarın ve izofluran ile havalandırma başlamak için anjiyokateter açılması için anestezi boru takın. NOT: Tipik oksijen floventilatöre w oranı% 3 izofluran ile 3 L / dk. <ol><li> 14 mmHg - ~ 12 bir basınç elde hacim kontrol ventilatör modunda 60 respirations / dakikalık bir oranda ventilatörü ayarlayın. 3 cm H 2 O bir pozitif ekspirasyon sonu basıncı (PEEP) kullanın </li></ol></li><li> Endotrakeal tüpün doğru yerleşimi sağlamak için ventilatör ile senkronize ikili göğüs duvarı genişleme gözlemleyin. </li><li> Anestezi altında iken kuruluğu önlemek için sıçan gözlerine veteriner tarafından önerilen göz merhemi sürün. </li><li> Anestezi altında iken kuruluğu önlemek için sıçan gözleri veteriner merhem sürün. </li><li> Bez bant şerit ile sıçan başkanı endotrakeal tüp sabitleyin. Endotrakeal tüp ve anestezik giriş tüp arasında sıkı bir bağlantı sağlayın. </li><li> Sıçan ayak kan oksijenasyonu ve kalp hızı monitörü takın ve izleme başlar. Hiçbir tepki için orada onaylayarak uygun anesthetization onaylayınE-tutam. </li></ol> 4. Torakotomi ve Timektomi <ol><li> Prosedürün bütünlüğü için standart aseptik teknik izleyin. <ol><li> Çalışma alanı ve çalışma masası temizleyin ve% 70 etanol çözeltisi ile dezenfekte edin. </li><li> İşlem sırasında steril cerrahi eldiven kullanın ve işlem sırasında kullanılan tüm alet ve malzemeleri otoklav. </li><li> Tüm göğüs bölgesine providon-iyot uygulayın ve kurumaya bırakın. Daha sonra tül üzerinde% 70 etanol ile cildin temizlenmesi gerekir. Steril çalışma alanını ortaya çıkarmak için bir delik kesim şeffaf plastik wrap ile sıçan örtün. </li></ol></li><li> Üst torakal bölgede Suprasternal çentik belirleyin. Suprasternal çentik üstünde 3 mm ve künt uçlu Shea makas kullanarak sternum boyunca distale orta hat uzanan - 2 başlangıç ​​deri yoluyla 2 cm orta hat kesi olun. </li><li> Yine künt uçlu Shea makas kullanarak Suprasternal çentik bir 1,5 cm medyan sternotomi gerçekleştirin. KSadece yavaş yavaş sternum ve peşin altında makas alt kenarını EEP. </li><li> Ön-trakeal kayış kasları (sternohyoid ve sternothyroid kasları) ortaya çıkarmak için sadece ayrılmış sternum ve açık altında küçük bir Alm retraktör yerleştirin. Künt Graefe forseps kullanarak ön-trakeal kayış kasları ayırın. NOT: Bu noktada, nefes borusu görülebilir ve entübasyon tüp nefes borusuna içinde görsel edilmelidir. </li><li> Ayrılmış kayış kasları ve sternum altında küçük Alm retraktörün çatallar yerleştirin. Timus üstün yönünü ortaya çıkarmak için retraktör açın. </li><li> Alt timik lobları timus dokusunun yan kenarlarını serbest ve ortaya çıkarmak için ince Dumont forseps kullanın. </li><li> Vena kava, subklavian ve karotid gemileri ile temasını engellemek için özen, açık kesi içine yavaşça superiorda timus çekin ve timus ve akciğerler arasındaki hassas plevral astar kesintileri en aza indirmek için. </li><li> T AdıO, gemiler disseke ve ortaya çıkar timik onları bölmek için mikro-makas kullanın. Gerekirse hemostaz için gemilerin üzerindeki baskıyı tutmak için pamuklu bir bez kullanın. </li><li> Kesi içine alt timik lobları sunun ve sonra keskin arka ekleri parçalanmayabilir. Sağlam timus çıkarın ve dikkatlice eksik bölümler için kaldırılmıştır timus inceleyin. NOT: Küçük göğüs lenf düğümleri timus çevreleyen görsel ve genellikle timik doku ayırt etmek zordur olabilir. Bu timik dokuya benzer bir görünüme sahip ayrık yuvarlak düğümleri olacak ama timus ile süreklilik içinde olmayacaktır. </li><li> Alm retraktörü çıkarın ve iki 5-0 Maxon sütür kesintiye ile sternohyoid ve sternothyoid kasları kapatın. </li><li> Pozitif basınçlı ventilasyon altında mediasteni mühür dikişlerle arasında cerrahi sınıf siyanoakrilat doku yapıştırıcısı 2 damla uygulayın. NOT: Bu pnömotoraks ve hematom insidansını azaltacaktır. </li><li> St kapatıniki ile ernum bir kesim iğne 4-0 ipek sütür kesildi. Altta yatan kas tabakası önlemek için hemen sternum altında iğneyi rehberlik özen, kaburga arasındaki boşluklar yoluyla iğne takın. </li><li> Bir çalışan 4-0 Naylon sütür ile cilt katmanı kapatın. Post-operatif anestezi iyileşme süresini kısaltmak için bu noktada izofluran durdurun. </li><li> Tuzlu-nemlendirilmiş gazlı bez ile kesi yeri ve çevresindeki cildi temizleyin. </li><li> Kesi mühür kesi üzerinde siyanoakrilat tutkal 2 damla - 1 ardından lokal anestezi için bupivakain (% 0.25) birkaç damla uygulayın. </li><li> Sıçan bağımsız solunum çaba belirtileri gösterir ve ekstremitelerde hareket etmeye başlayana kadar havalandırmak için devam edin. Sıçan ekstübe ve bir ısınma pad üzerinde yerleştirilen bir kafes yakın gözlem altında kurtarmak için izin verir. </li><li> Buprenorphine yönetme (0,01-0,05 mg / kg) deri sıçan hemen ameliyat sonrası ve 48 saat po için her 8-12 saat tekrarst-operatif (normalde 5 toplam doz). 24 ve 48 saat post-operatif, karprofen veya Meloxicane (4.4 mg / kg) deri (pre-operatif doz olmak üzere 3 doz toplam) yönetmek. </li><li> Sıçan kafes etrafında hareket kadar izlemeye devam edin. Solunum sıkıntısı herhangi bir işaret anda, yeniden entübasyon ve göğüs yeniden keşif yapmak. <ol><li> Sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar gözetimsiz bir hayvan bırakmayın. </li><li> Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete ameliyat geçirmiş bir hayvan iade etmeyin. </li></ol></li><li> Cilt tabakası dikişler 1 hafta operasyon sonrası çıkarın. </li></ol>

<ol>
	<li>Hard, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thymectomy+in+the+neonatal+rat.">Thymectomy in the neonatal rat.</a> Lab. Anim. 9 (2), 105-110 (1975).</li><li>Kobayashi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+complete+thymectomy+in+adult+rats.">A technique for complete thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 1759 (94), 0 (1994).</li><li>Delrivi&#232;re, L., Gibbs, P., Kobayashi, E., Kamada, N., Gianello, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+technique+of+complete+thymectomy+in+adult+rats+without+tracheal+intubation.">New technique of complete thymectomy in adult rats without tracheal intubation.</a> Microsurgery. 18 (1), 6-8 (1998).</li><li>Walker, K. G., Jacques, B. C., Tweedle, J. R., Bradley, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simpler+technique+for+open+thymectomy+in+adult+rats.">A simpler technique for open thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 175 (1), 141 (1994).</li><li>Na, N., Zhao, D., Huang, Z., Hong, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+method+for+rat+intubation+and+thymectomy.">An improved method for rat intubation and thymectomy.</a> Chin. Med. J. (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).</li><li>Kastl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplification+of+rat+intubation+on+inclined+metal+plate).">Simplification of rat intubation on inclined metal plate).</a> Adv. Physiol. Educ. 28 (1-4), 29-34 (2004).</li><li>Weksler, B., Ng, B., Lenert, J., Burt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+endotracheal+intubation+in+the+rat.">A simplified method for endotracheal intubation in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 76 (4), 1823-1825 (1994).</li><li>Jou, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+rat+intubation+using+a+new+oropharyngeal+intubation+wedge.">Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge.</a> J. Appl. Physiol. 89 (5), 1766-1770 (2000).</li><li>Rivard, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+intubation+and+ventilation+for+surgical+research.">Rat intubation and ventilation for surgical research.</a> J. Invest. Surg. 19 (4), 267-274 (2006).</li><li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+isolated,+vascular+whole+thymus+transplantation+in+nude+rats.">A model of isolated, vascular whole thymus transplantation in nude rats.</a> Transplant Proc. 44 (5), 1394-1398 (2012).</li><li>AbuAttieh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Affinity+maturation+of+antibodies+requires+integrity+of+the+adult+thymus.">Affinity maturation of antibodies requires integrity of the adult thymus.</a> Eur. J. Immunol. 42 (2), 500-510 (2012).</li><li>Reeves, J. P., Reeves, P. A., Chin, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+surgery:+removal+of+the+spleen+or+thymus.">Survival surgery: removal of the spleen or thymus.</a> Curr. Protoc. Immunol. 1 (Unit 1.10), (2001).</li><li>Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+thymus+in+operational+tolerance+induction+in+limb+allograft+transplant+model.">Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model.</a> Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).</li><li>Satoh, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunosuppressive+effect+of+long-term+drainage+of+thoracic+duct+on+immunological+memory+in+adult+thymectomized+rats.+Transplant.">Immunosuppressive effect of long-term drainage of thoracic duct on immunological memory in adult thymectomized rats. Transplant.</a> Proc. 37 (4), 1947-1948 (2005).</li><li>Groen, H., Klatter, F., Pater, J., Nieuwenhuis, P., Rozing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporary,+but+Essential+Requirement+of+CD8++T+Cells+Early+in+the+Pathogenesis+of+Diabetes+in+BB+Rats+as+Revealed+by+Thymectomy+and+CD8+Depletion.">Temporary, but Essential Requirement of CD8+ T Cells Early in the Pathogenesis of Diabetes in BB Rats as Revealed by Thymectomy and CD8 Depletion.</a> Clin. Dev. Immunol. 10 (2-4), 141-151 (2003).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

tam Timektomiye mevcut protokol komplikasyonları en aza indirmek için tasarlanmış cerrahi tutkal uygulaması ile üç katmanlı kesi kapatılması ile minimal invaziv bir yaklaşım sağlar. Timus tamamen çıkarılması saf T hücrelerinin kaybı ve sitokeratin mediastinal lenf dokusu IHC boyamasıyla gösterilmiştir. 20% nedeniyle plevra, kalp ve timus ile alt lob samimi derneğe ilişkilendirilebilen çoğu peri-operatif komplikasyonlar için - yetişkin sıçan Timektomiye prosedürü 1.5 arasında değişen mortalite oranları ile komplike olmuştur büyük mediastinal damarlar 2-4. Trakea delinmiş Açık entübasyon teknikleri,% 6 mortalite oranı 2 var. non-invaziv entübasyon kullanımı Na ve işçiler tarafından bildirilmiştir; Ancak, hayatta kalma oranları 5 bildirilmemiştir. Burada açıklandığı gibi bir kanül ile Entübasyon hazırlananTranskütan trakea aydınlatma ile sürekli başarılı entübasyon için ses tellerinin açık görselleştirme izin verir. Hiçbir gelişmiş donanımları diğer non-invaziv teknikler 2,5 8 bildirdi farklıdır sunulan yöntemi için gereklidir. Bir anjiyokateter iğnenin ucunu köreltme ve sonunda bir yukarı viraj oluşturma Bizim yöntemi daha kolay yanlışlıkla özofagus entübasyon önlemek için yapar ve trakeal travma en aza indirir. Bu modifiye edilmiş angiocatheter 9 kullanarak da entübasyon daha önce tarif edilen yönteme gelişmelerdir. Biz timus tamamen kaldırılması için yeterli pozlama izin verirken minimum sternum kesi tutarak büyük mediastinal damarlar ile temas ve kanama ilişkili riskini azaltır bulabilirsiniz. Teorik olarak, küçük kesi de işlem sonrası ağrı ve iyileşme süresini azaltmak gerekir. fibrin yapıştırıcı kullanımı ilk açık entübasyon bir değişiklik olarak rapor edilmiştirProsedür pnömotoraks ve havayolu yaralanmasını önlemek için 2. Biz pozitif basınç uygularken dikilmiş öncesi trakeal kaslar üzerinde tutkal az miktarda uygulanması yeterli plevral boşluğu kapatan ve post-operatif solunum komplikasyonları önlemek için yardımcı olduğunu bulduk. Böylece işlem başarıyla yapılabilir vurgulamak için önemli olan protokol birkaç yönü vardır. O cerrahın elleri sıçan kafasının yakınında konumlandırılmış ve görselleştirme sadece mikroskop altında ameliyat sitede odaklanmış olarak çalışma sırasında gaz akışını kesmek mümkün, çünkü yeterli bant ile anestezi boru sabitlemek için önemlidir. entübasyon öncesi kanül uygulanan minimum yağlama yemek borusuna kaymasını kanül önler. Çok katmanlı kapatma esnasında, aynı zamanda, bir şırınga, küçük ebatlı iğne içinden siyanoakrilat doku yapıştırıcı uygulamak için yardımcı olan<html> hassas uygulama sağlar ve aşırı uygulama tutkal kazara önler. Bu prosedür, başka bir yerde, 10 tarif edilen bir alıcı farenin, uzaklaştırıldı timüsün yeniden vaskülarizasyon izin vermez. Biz de sık sık bağışıklık çalışmaları için kullanılan farelerde, bu yordamı girişimi yoktu. Yetişkin farelerde, timektomi işlemin en son açıklamalar, yüksek yetişkin sıçanlarda komplikasyon oranı, ya da prosedür 11,12 benzer bir diseksiyon yöntemi vardır maruz kaldıktan sonra timüs, her iki vakum aspirasyon gerektirir. kapak tabakalarında gerçekleştirilmez ve anestezi entübasyon zorunlu değildir pentobarbital intraperitonal enjeksiyon yoluyla elde edilir. Herhangi bir kemirgen, timektomi prosedürün ana sınırlamalar çok pahalı olabilir bir işletim mikroskop, gereksinimi olan ve ihtiyaç duyulan teknik uzmanlık büyütme altında faaliyet ve hızlı yordamı gerçekleştirmek için. içeriği &quot;&gt; yetişkin sıçanlarda tam timektomi atimik farelerde 13- 15 T-hücresi kaybı ile ilgili immünolojik nakli ve tümör çalışmalarında T-hücresi gelişimi, T hücre reaktivitesini ve tolerans içeren çalışmalar ve çalışmalar kolaylaştırır.

1960&#39;ların başından beri, timus merkezi immünolojik tolerans gelişiminde kritik rol için kabul edilmiştir. Kemirgen timektomi organ transplantasyonu ve tümör metastazının bir ortamda lenfosit farklılaşması, kendi kendine tolerans ve bağışıklık toleransı, timus rolünü tanımlamak için gerekli bir yöntem olduğu kanıtlanmıştır. Fare timus çıkarılması, T-hücresi kaybı ya da doğal saf T hücrelerinin yeniden ortaya çıkması tarif edilmiş T hücre popülasyonlarının adoptif transfer edilmesini içeren çalışmalar için izin verir. Yenidoğan kemirgenlerde timektomi güvenilir sonuçlar 1 bir emme tekniği kullanılarak gerçekleştirilebilir. Yetişkin farelerde, bu yöntem yaklaşık% 20 ölüm oranı ile ilişkilidir ve sıklıkla yetersiz timektomi 2 ile sonuçlanır. Sürekli yetişkin sıçanlarda tam timektomi ulaşmak için, medyan sternotomi ile mediasten açık poz gereklidir. Bununla birlikte, bu% 6 2- 4 - prosedürü 1.5 arasında değişen bir genel mortalite oranı açan trakea yaralanması, kanama ve pnömotoraks dahil komplikasyonlar ile ilişkilidir. Son iki yıldır timektomi teknikleri gelişmeler perioperatif komplikasyonlar azalmış ve sağkalım oranları düzeldi. Pozitif basınçlı ventilasyon sağlayan Endotrakeal entübasyon pnömotoraks oranları 5 azalmıştır. Entübasyon Yöntemleri önceden doğrudan vokal kord görselleştirme kullanarak daha az invaziv yöntemler trakea açık maruz aralığı nitelendirdi. Entübasyon prosedürü ile ilişkili komplikasyonlar kardiyak delme veya vena kava kesiden kaynaklanan trakeal yaralanma, vokal kord rüptürü, istenmeyen özofagus entübasyon ve kanama sayılabilir. Buna ek olarak, plevral astar alt timik lob yakınlığı pnömotoraks neden olabilir. Burada bir teknik tarifBir körelmiş sonu angiocatheter ve deri trakea aydınlatma kullanarak entübasyon basit bir yöntemi izlenerek minimal invaziv 2 cm&#39;lik cilt kesisi ile timektomi. timektomi 1.5 cm sternotomi ve mediasteni mühür ve kanama ve solunum komplikasyonları en aza indirmek için cerrahi tutkal uygulaması ile üç katmanlı kapatma içerir. Timektomi ve IHC boyamada timik doku aradan sonra CD4 + ve CD8 + naiv T hücrelerinin yok olması ile kanıtlandığı gibi bu yöntem, güvenilir bir tam bir timektomi sonuçlanır. Operatif kez ve peri-prosedürel ölüm minimumda tutulur.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

Yenidoğan kemirgenlerde Timektomi immünolojik çalışmalar için bir köklü ve güvenilir bir yöntemdir. Ancak, yetişkin sıçanlarda, plevra bozulma gelen kanama ve pnömotoraks komplikasyonları önemli bir mortalite oranı neden olabilir. Bu protokol, mini-sternotomi ve endotrakeal entübasyon kullanan sıçan Timektomiye basit bir yöntemdir. Entübasyon bir non-invaziv ve kolay tekrarlanabilir yöntemle gerçekleştirilir ve pnömotoraks önlemek için pozitif basınçlı ventilasyon ve plevra kesintileri en aza indirmek için dikkatli timus diseksiyon için yeterli zaman sağlar kontrollü hava yolu için izin verir. Hala timus tam görselleştirme sağlarken bir 1,5 cm sternum insizyon, mediastinal damarlar ve plevra ile temas azalır. Mediasten ortaya çıkmasının ardından, timus büyütme altında künt diseksiyon ile kaldırılır. plevral boşluk daha sonra cerrahi yapıştırıcı uygulanması ve ardından ön-trakeal kas dikiş kapatma ile sızdırmaz kılınmıştır.Toraks sonra cilt sütür kapanması ardından sternum sütür kapanması ile kapatılır. Akış sitometrisi ile saf T-hücrelerinin immünohistokimyasal (IHK), mediastinal doku boyama ve olmaması ile kanıtlandığı gibi tüm timektomi tamamlandı ve prosedür,% 96 hayatta kalma oranlarına sahipti. En az komplikasyon ile tam timektomi atimik yetişkin farelerde de immünolojik çalışmalar için arzu edilir, bu yöntem uygundur.

Bu prosedür, yetişkin Lewis sıçanlarına (n = 26) uygulandı. Ortalama operasyon süresi 15 ± 3 dk oldu. İntraoperatif mortalite yoktu. Ortalama entübasyon süresi - Havalandırma kurulmasına entübasyon cihazında sıçan yerleştirme - 45 ± 5 sn. 24 sıçan post-operatif gün (POD) POD 4 14. Bir sıçan geliştirilen solunum güçlüğü ile solunum güçlükleri ya da kanama bulgusu ile operasyon tam bir iyileşme vardı ve mediasteni keşfetmek için yeniden ameliyata alındı. Sıçan çökmüş akciğer lobu olduğu tespit edildi. Akciğerin yeniden genişleme sonrasında, mediasten pozitif basınçlı ventilasyon altında cerrahi yapıştırıcı ile yeniden kapatıldı ve göğüs yeniden kapatıldı. sıçan başka solunum anormallikleri ile tamamen iyileşti. Bir sıçan bilinmeyen nedenlerin POD 7 öldü. sonrası timektomi mediasten muhafaza timus yönünden muayene edildi ve çıkarılan timus dokusu v olduisually bölümleri eksik kontrol ve daha sonra histolojik muayene. Otopside, göğüs dokusu hematoksilen-eozin (H &amp; E) leke ile incelenmiştir. Sitokeratin İmmünohistokimya (İHK), sonra timus dokusu normaldir özellikle H &amp; E ile nükleer boyanma seviyesi yüksek olan bölümlerde odaklanan göğüs lenf düğümlerinde (LN), gelen kalıntı timik doku ayırt etmek yapıldı. Değerlendirme mikroskop önce hematoksilin ile karşı boyandı, sitokeratin boyaması biyotinile edilmiş keçi anti-tavşan IgG ve Vectastain Elite ABC Kit Slaytlar, ardından birinci ab gibi anti-sitokeratin tavşan pan, kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Timik doku H &amp; E (Şekil 3A ve 3B) ile yoğun nükleer boyama ve LN (Şekil 3C ve 3D) &#39;de görülen sitokeratin boyaması yokluğunda farklıdır sitokeratin boyaması, bir karakteristik dantelli modeli ile göğüs LN ayırt edilebilir. Periferik kan örnekleri alındıadlı ötenazi fareler saf T hücrelerinin kalıcı tükenmesi için analiz edilmiştir. Kısaca, kırmızı kan hücreleri, ACK yokedici tamponda ve periferal kan lökositleri (PBL) ile lize edildi, PBS ile iki kez yıkanmış,% 2, 4 ° C&#39;de 30 dakika boyunca antikorlar ile boyandı FBS önce. PBL&#39;ler daha sonra% 4 akış sitometrisi çok renkli ile analizden önce nötr pH tamponlu tuzlu su içinde / hac paraformaldehit ağırlık ile tespit edildi. Toplam T-hücreleri, anti-CD45RC anti-CD62L ve bu kısma, anti-CD4 veya anti-CD8 ile lekeleme ile tespit edildi, anti-CD45 + ve CD3 + ve naif T hücreleri ile PBMC (periferal kan tek-çekirdekli hücreleri) lekelenmesi yoluyla teşhis edildiler. Her T hücresi alt populasyonun yüzdeleri hücre sayılarını belirlemek için (Duke Vet Klinik Tanı Lab tarafından elde edilen), mutlak lenfosit sayımı ile çarpıldı. Örnek Naif CD4 + ve CD8 + T-hücresi ve toplam T hücresi sayımı, Şekil 4&#39;te gösterilmiştir. Thymectomized fareleri toplam T-hücresi sayımları r kontrol grubuna göre yapılmaktadırats ama naif T-hücre popülasyonlarının kaybı göstermiştir. <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52152/52152fig1highres.jpg" /> Şekil entübasyon kanül 1. Tasarım. Kanül, bir 14 G x 2 inç angiocatheter stiletin ucunu köreltme ile oluşturulur. Stilenin distal 3 mm trakeal entübasyon kolaylaştırmak için ventral kateteri rehberlik hafifçe bükülmüş. Metal stile (A) Yan görünümü. stile üzerinde angiocatheter (B) Yan görünümü. Stilenin küntleşmiş ucu (C) Büyütülmüş görünüm. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52152/52152fig2highres.jpg" /> Şekil 2. Bir eğimli entübasyon platformu entübasyon sıçan konumlandırmak için kullanılır. Sıçan üst kesici dişlerin entübasyon platformunun metal çubuğun askıya alınır. Bir ışık sourcE daha sonra sıçan boyun ventral yerleştirilmiş olacaktır yutak trans-aydınlatmak. Forseps dilini tut ve gırtlak diyafram ortaya çıkarmak için kullanılır. (A) Üst görünüm ve entübasyon platformu (B) yan görünüm. Glottisin görselleştirme (C) Diyagram gırtlak sıçan askıya ve maruz kaldıktan sonra . şemada larinks Motifolio satın slayt değil. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52152/52152fig3highres.jpg" width="650" /> Şekil 3. H &amp; E ve mediastinal doku sitokeratin boyaması lenf düğümleri timus ayırabilir. Hematoksilin ve eozin (H &amp; E) normal timus (A) ve göğüs LN (B) lekelenmesi. Timik doku (C) ve bir göğüs LN sitokeratin boyama sonrası timektomi kurtarıldı <strong&gt; (D). Büyütme 200X olduğunu. Bar 100 uM&#39;dir. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52152/52152fig3highres.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/52152/52152fig4highres.jpg" /> Sonrası timektomi periferal kan saf T hücrelerinin Şekil 4. Aşınma. Toplam T hücresi, saf CD4 + T hücreleri ve doğal CD8 + T hücreleri, önceden timektomi (Ön) ve sıçanlar 4 hafta sonra timektomi olarak akış sitometrisi ile PBL&#39;ler miktar olarak (Post ). Veriler, grup başına, bir sıçan için gösterilmiş ve elde edilen genel sonuçlar temsil edilmektedir.

Watch this Scientific Journal Video about Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation at JoVE.com

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Non-invaziv Endotrakeal Entübasyon Erişkin Sıçanlarda Komple Timektomi

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

complete-thymectomy-adult-rats-with-non-invasive-endotracheal

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.6K Görüntüleme.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

Video: Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Farelerde Endotrakeal Entübasyon<em&gt; Via</emBir Otoskop Kullanma&gt; Doğrudan Larengoskopi

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Tıp

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Sıçan Pulmoner METASTAZLARINDA Mikrosirkülasyonda Kan Akışı Hızının Otomatik Ölçüm

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Farelerde Trakea hızlı intübasyon için geliştirilmiş bir yöntem

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Sirozlu fareleri Portal hipertansif sendromunda invaziv hemodinamik karakterizasyonu

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

Sıçanlarda pulmoner hipertansiyon bir Model olarak Monocrotaline ya da Sügen ile birlikte sol Pneumonectomy

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

Orotrakeal Entübasyon ve Ventilasyonlu Akciğer İskemisi Reperfüzyon Cerrahisinin Bir Fare Modeli

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Farelerde Tekrarlanan Orotracheal Entübasyon

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Akciğer Nakillerinde Obliteratif Hava Yolu Hastalığının Araştırılması

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

Yazar Spotlight: Akciğer Nakli Sonrası Obliteratif Bronşiolitin Temel Faktörlerinin Araştırılması

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

Murin İntrapulmoner Trakeal Transplantasyon: Akciğer Transplantasyonu Sonrası Obliteratif Hava Yolu Hastalığının Araştırılmasında Bir Model

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Non-invaziv Endotrakeal Entübasyon Erişkin Sıçanlarda Komple Timektomi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Farelerde Endotrakeal Entübasyon

Sıçan Pulmoner METASTAZLARINDA Mikrosirkülasyonda Kan Akışı Hızının Otomatik Ölçüm

Farelerde Trakea hızlı intübasyon için geliştirilmiş bir yöntem

Sirozlu fareleri Portal hipertansif sendromunda invaziv hemodinamik karakterizasyonu

Sıçanlarda pulmoner hipertansiyon bir Model olarak Monocrotaline ya da Sügen ile birlikte sol Pneumonectomy

Orotrakeal Entübasyon ve Ventilasyonlu Akciğer İskemisi Reperfüzyon Cerrahisinin Bir Fare Modeli

Farelerde Tekrarlanan Orotracheal Entübasyon

Murin İntrapulmoner Trakeal Transplantasyon: Akciğer Transplantasyonu Sonrası Obliteratif Hava Yolu Hastalığının Araştırılmasında Bir Model

Murin İntrapulmoner Trakeal Transplantasyon: Akciğer Transplantasyonu Sonrası Obliteratif Hava Yolu Hastalığının Araştırılmasında Bir Model

Murin İntrapulmoner Trakeal Transplantasyon: Akciğer Transplantasyonu Sonrası Obliteratif Hava Yolu Hastalığının Araştırılmasında Bir Model