Este trabalho foi financiado pelo programa "Juventude de 1000plan", os fundos de inicialização de Tongji University e NSFC Grant # 21607115 e 21777116 (Lin).

1. projeto e fabricação de embriões um Zebrafish põr modelo
<ol><li>
Cria o modelo de arraying com um 12 por 8, layout de 96 poços que se encaixa uma padrão placa de 96 poços. Uso as dimensões listadas na figura 1A , para a câmara de compressão superior do embrião (consulte também o arquivo suplementar).
	<ol>
<li>Use as dimensões indicadas na figura 1B e 1D pela captura bem.</li>
		<li>Use as dimensões na Figura 1 , para a câmara de vácuo inferior.</li>
		<li>Use as dimensões na figura 1B para o ar / tomada.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usar uma impressora 3D (com precisão de 0,1 mm) para imprimir o modelo; consulte Tabela de materiais para a resina recomendada para ser usada para impressão. Nota: as impressoras 3D com uma precisão de 0,1 mm são recomendadas para a fabricação do modelo arraying (ver Tabela de materiais). A cor sugerida para a superfície do modelo é cinzento escuro ou preto.</li>
</ol>2. Zebrafish embrião desova
<ol><li>Coloque dois pares de peixes machos e fêmeas por acasalamento caixa um dia antes da desova. Separado machos e fêmeas por um divisor de plástico transparente.</li>
	<li>Tire os divisores de manhã para misturar peixe masculino e feminino.</li>
	<li>Remover o peixe macho e fêmea e coletar embriões zebrafish usando um filtro de malha fina. Lave os embriões com ovo de 250 mL de água (ver Tabela de materiais).</li>
	<li>Transferir os embriões coletados para placas de Petri (90 mm de diâmetro) com solução de Holtfreter (ver Tabela de materiais) e remover os embriões mortos e não fertilizados usando um estereomicroscópio.</li>
	<li>Coloque os embriões em uma incubadora de 28,5 ° C. A 4 h pós fertilização (hpf), observar os embriões e remover qualquer embriões mortos e insalubres. Os embriões estão agora prontos para a próxima etapa.</li>
</ol>3. preparação de põr o modelo
<ol><li>Lave o modelo 2-3 vezes com 500 mL de água desionizada e colocá-lo em estufa (45 ° C) por 5 min.</li>
	<li>Fita câmara inferior com um pedaço de filme (Figura 2etapa 1) de vedação.</li>
	<li>Ligar uma bomba de vácuo através da saída de ar na parte inferior do modelo. Nota: O vácuo máximo recomendado para a bomba de vácuo é 0.1 Mpa. Esteja ciente da força do vácuo usado. Se a pressão negativa é muito forte, corte um buraco em forma de cruz no filme de selagem para abaixar a pressão.</li>
</ol>4. põr Zebrafish embriões em uma placa de 96 poços
<ol><li>Utilizando uma pipeta de transferência plástica, coloque aproximadamente 150 embriões para o modelo, como demonstrado na Figura 2, passo 2.</li>
	<li>Conecte a bomba de vácuo à saída de ar para gerar pressão negativa na câmara selada pelo filme de selagem na etapa 3.3.</li>
	<li>Agite o modelo inteiro horizontalmente até cada um bem tem um embrião aprisionado (Figura 2, passo 3). Nota: Se solução ao Holtfreter secar antes dos embriões estão presos em cada poço, adicionar solução da Holtfreter adicionais na câmara de compressão e repita este passo.</li>
	<li>Descarte a solução do Holtfreter extra e embriões que não são aprisionados em poços (Figura 2, passo 4).</li>
	<li>Desligue e desconecte a bomba de vácuo.</li>
	<li>Coloque uma placa de 96 poços padrão de cabeça para baixo contra o modelo (Figura 2, etapa 5) e gire os dois ao mesmo tempo (Figura 2, passo 6).</li>
	<li>Toque a parte inferior do modelo ou ligar o ar tomada para uma camada de gás comprimido pode para transferir embriões todos presos o modelo para a placa de 96 poços (Figura 2, passo 6).</li>
	<li>Repita a etapa 4.1 a 4.8 para preparar placas multi bem adicionais.</li>
	<li>Remova a película de vedação e lave o modelo 3 vezes de cima para baixo com 500 mL de água desionizada para uso futuro. Nota: Não utilize solventes orgânicos, como o etanol, para limpar o modelo.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Howe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+reference+genome+sequence+and+its+relationship+to+the+human+genome.">The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome.</a> Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).</li><li>Leslie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+larvae+could+help+to+personalize+cancer+treatments.">Zebrafish larvae could help to personalize cancer treatments.</a> Science. 357 (6353), 745-745 (2017).</li><li>Lin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+the+Transformation,+Speciation,+and+Hazard+Potential+of+Copper+Particles+in+a+Model+Septic+Tank+System+Using+Zebrafish+to+Monitor+the+Effluent.">Understanding the Transformation, Speciation, and Hazard Potential of Copper Particles in a Model Septic Tank System Using Zebrafish to Monitor the Effluent.</a> ACS Nano. 9 (2), 2038-2048 (2015).</li><li>Lin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aspect+ratio+plays+a+role+in+the+hazard+potential+of+ceo2+nanoparticles+in+mouse+lung+and+zebrafish+gastrointestinal+tract.">Aspect ratio plays a role in the hazard potential of ceo2 nanoparticles in mouse lung and zebrafish gastrointestinal tract.</a> ACS Nano. 8 (5), 4450-4464 (2014).</li><li>Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+screening+in+Scn1a+zebrafish+mutant+identifies+clemizole+as+a+potential+Dravet+syndrome+treatment.">Drug screening in Scn1a zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment.</a> Nature Communications. 4, (2013).</li><li>Lin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+content+screening+in+zebrafish+speeds+up+hazard+ranking+of+transition+metal+oxide+nanoparticles.">High content screening in zebrafish speeds up hazard ranking of transition metal oxide nanoparticles.</a> ACS Nano. 5 (9), 7284-7295 (2011).</li><li>Kuipers, J., Kalicharan, R. D., Wolters, A. H. G., van Ham, T. J., Giepmans, B. N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+Scanning+Transmission+electron+microscopy+(nanotomy)+of+healthy+and+injured+zebrafish+brain.">Large-scale Scanning Transmission electron microscopy (nanotomy) of healthy and injured zebrafish brain.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), (2016).</li><li>Liu, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+Phenotype+Recognition+for+Zebrafish+Embryo+Based+In+vivo+High+Throughput+Toxicity+Screening+of+Engineered+Nano-Materials.">Automated Phenotype Recognition for Zebrafish Embryo Based In vivo High Throughput Toxicity Screening of Engineered Nano-Materials.</a> PLoS One. 7 (4), (2012).</li><li>Tu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automatic+Categorization+and+Scoring+of+Solid,+Part-Solid+and+Non-Solid+Pulmonary+Nodules.">Automatic Categorization and Scoring of Solid, Part-Solid and Non-Solid Pulmonary Nodules.</a> in CT Images with Convolutional Neural Network. Scientific Reports. 7, 8533 (2017).</li><li>Mandrell, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+zebrafish+chorion+removal+and+single+embryo+placement:+optimizing+throughput+of+zebrafish+developmental+toxicity+screens.">Automated zebrafish chorion removal and single embryo placement: optimizing throughput of zebrafish developmental toxicity screens.</a> Journal of Laboratory Automation. 17 (1), 66-74 (2012).</li><li>Lin, S., Zhao, Y., Nel, A. E., Lin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+An+in+vivo+model+for+nano+EHS+studies.">Zebrafish: An in vivo model for nano EHS studies.</a> Small. 9 (9-10), 1608-1618 (2013).</li></ol>

Os autores têm preenchido uma patente sobre o modelo 3D-impresso descrito.

Há duas etapas críticas neste protocolo que exigem muita atenção para uma implementação bem sucedida do modelo 3D-impresso para põr o zebrafish embriões.
O fator mais importante no design do modelo arraying é a armadilha bem. Para garante há apenas um embrião preso em cada poço, um deve prestar atenção para o diâmetro e a profundidade do poço uma armadilha e o diâmetro do furo. O diâmetro recomendado é dentro de 1,5 a 2 vezes o diâmetro de um embrião típico (incluindo o c...

Como um organismo modelo popular, o zebrafish é amplamente utilizado nos campos da medicina e toxicologia1,2,3,4. Em comparação com plataformas em vitro , zebrafish oferecem muito maior complexidade biológica que um ou dois tipos de células não podem oferecer. Além de ser um todo organismo modelo, do zebrafish grande fecundidade, rápido e simultâneo de desenvolvimento embrionário e órgão alta translucidez ter dado este vantagens exclusivas do modelo a ser usado para a toxicidade de grande escala ou drogas/composto5de triagem. As centenas de embriões produzidos por um par de zebrafish adulto cada semana superam qualquer outros modelos todo animais e tornaram apropriado para triagem de alto rendimento.
Um procedimento de rastreio típica usando zebrafish envolve uma quantidade significativa de trabalho manual, tais como adulto zebrafish desova, seleção de embriões e põr os embriões em recipientes adequados, onde eles são sujeitos a exposição através da imersão da água. O desenvolvimento dos embriões é monitorado e pontos de extremidade observáveis como anormalidade, eclodibilidade e mortalidade são muitas vezes avaliados manualmente e usados como a identificação preliminar da toxicidade de produtos químicos ou indicações da eficácia da drogas ou compostos. Para acelerar o processo de triagem, abordagens como a automatizada de imagem e análise de imagem computadorizada tem sido exploradas anteriormente. Por exemplo, microscópios com alto teor de imagem recursos foram adaptados para executar brilhante-campo automatizado ou imagens de fluorescência no zebrafish embriões em vários estágios do desenvolvimento de placas bem 384/966. Dispositivos microfluídicos juntamente com microscópios foram usados para posicionar o zebrafish larvas através de manipulação atual para a imagem latente do cérebro neurônios7. Essas abordagens podem melhorar significativamente a eficiência das aquisições de imagem em comparação com operação manual tradicional. Além disso, com grande número de imagens sendo gerada, ferramentas de análise de imagem também foram desenvolvidas para acelerar o processamento de dados, como demonstrado por Liu et al e Tu et al 8 , 9.
À medida que aumenta o nível de taxa de transferência de imagem e análise de imagem, ficou claro que o passo limitante para a seleção encontra-se no processo de preparação do zebrafish embriões para a exposição, que normalmente significa põr-los em placas de 96 ou 384 poços. Para resolver essa etapa gargalo, guiada por visão robótica foram desenvolvidos pela Mandrell et al 10 e nos11 anteriormente para substituir a movimentação manual, mas os instrumentos foram bastante sofisticado e há uma curva de aprendizagem profunda para implementar essas técnicas. Portanto, para fornecer uma abordagem de fácil de usar torna-se um fator importante para melhorar ainda mais o nível de taxa de transferência de zebrafish triagem e é o principal objetivo deste trabalho.
Neste trabalho, nós projetado e fabricado um embrião põr modelo por impressão 3D. Um modelo tão arraying foi projetado para incriminar o zebrafish embrião em poços que se encaixam com uma padrão placa de 96 poços. Em vez de selecionar embriões e põr os em poço individual um por um, um poderia executar matriz e uma armadilha de embrião todos os 96 embriões em uma placa multifoliada de uma só vez. Usando este modelo e o seguinte protocolo, um poderia aumentar significativamente a eficiência de põr os embriões em chapas multifoliadas, que em termo de aumentar a capacidade de rastreio pelo menos dez vezes, comparada a operação manual. O protocolo descrito abaixo inclui um design global para a põr o modelo, o zebrafish desova, a colheita de embriões e põr. A Figura 1 mostra a concepção global do modelo arraying. A Figura 2 mostra uma visão geral do protocolo passo a passo sobre como usar o modelo, descrito nas partes 3 e 4.

<table><tbody><tr><td>Zebrafish Facility</td><td>Shanghai Haisheng Biotech Co., Ltd.</td><td>Z-A-S5</td><td></td></tr><tr><td>Mating box</td><td>Shanghai Haisheng Biotech Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wash Bottle, 500 ml</td><td>Sangon Biotech</td><td>F505001-0001</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Vetec</td><td>V900058-500G</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd</td><td>10016318</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd</td><td>20011160</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate&amp;nbsp;</td><td>Vetec</td><td>v900182-500G</td><td></td></tr><tr><td>Methylene Blue Hydrate</td><td>TCI</td><td>M0501</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Ltd</td><td>10011008</td><td></td></tr><tr><td>Sea Salts</td><td>Instant Ocean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>Pipetter</td><td>Fisherbrand</td><td>13-675M</td><td></td></tr><tr><td>Controlled Drop Pasteur Pipet</td><td>Fisherbrand</td><td>13-678-30</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>OLYMPUS</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Biochemical incubator</td><td>Shanghai Yiheng Scientific Instrument Co., Ltd.</td><td>LRH-250</td><td></td></tr><tr><td>3D printer</td><td>UnionTech</td><td>Lite600</td><td></td></tr><tr><td>Photosensitive resin</td><td>UnionTech</td><td>UTR9000</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum pump</td><td>Shanghai Yukang Scientific Instrument Co., Ltd.</td><td>SHB-IIIA</td><td></td></tr><tr><td>Adhesive PCR Plate Seals</td><td>Solarbio</td><td>YA0245</td><td></td></tr><tr><td>96 well plate</td><td>Costar</td><td>3599</td><td></td></tr><tr><td>Multi 8-channel pipette 30 - 300 &amp;mu;l</td><td>Eppendorf</td><td>3122000.051</td><td></td></tr><tr><td>Compressed Gas Duster</td><td>Shanghai Zhantu Chemical Co., Ltd.</td><td>ST1005</td><td></td></tr><tr><td>DI Water</td><td>Thermo</td><td>GenPure Pro UV/UF</td><td></td></tr><tr><td>Drying oven</td><td>Shanghai Yiheng Scientific Instrument Co., Ltd.</td><td>BPG-9106A</td><td></td></tr><tr><td>System water</td><td></td><td></td><td>Water out of the facility&amp;rsquo;s water system</td></tr><tr><td>Egg water</td><td></td><td></td><td>Dilute 60mg &amp;ldquo;Instant Ocean&amp;rdquo; sea salts and 0.25 mg/L methylene blue in 1 L DI water</td></tr><tr><td>Holtfreter&amp;rsquo;s solution</td><td></td><td></td><td>Dissolve 7.0 g Sodium chloride (NaCl), 0.4 g Sodium bicarbonate (NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;), 0.1 g Potassium Chloride (KCl), 0.235 g Calcium chloride (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;.2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O) in 1.9 L DI water. Adjust pH to 7 using HCl and adjust volume to 2 L using Di water</td></tr></tbody></table>

a 3-dimensional (3d)-printed template for high throughput zebrafish embryo arraying

O peixe-zebra é que um organismo reconhecido mundialmente água doce frequentemente usada em biologia do desenvolvimento, toxicologia ambiental e humana doença campos de investigação com ele relacionada. Graças a suas características únicas, incluindo a grande fecundidade, translucidez do embrião, evolução rápida e simultânea, etc., zebrafish embriões são frequentemente utilizados para avaliação de toxicidade em larga escala de produtos químicos e drogas/compostom triagem. Um procedimento de rastreio típico envolve adulto zebrafish desova, seleção de embriões e põr os embriões em placas multi bem. A partir daí, embriões sejam sujeitos a exposição e a toxicidade do produto químico, ou a eficácia dos medicamentos/compostos pode ser avaliada relativamente rápido com base em observações fenotípicas. Entre estes processos, põr de embriões é uma das etapas mais demoradas e trabalhosas que limita o nível de produtividade. Neste protocolo, apresentamos uma inovadora abordagem que faz uso de um modelo arraying 3D-impresso juntamente com vácuo manipulação para acelerar esta etapa trabalhosa. O protocolo neste documento descreve o projeto total do modelo arraying, uma instalação experimental detalhada e procedimento passo a passo, seguido por resultados representativos. Quando implementado, essa abordagem deve provar benéfica em uma variedade de aplicações de pesquisa usando zebrafish embriões como assuntos de teste.

A Figura 3 mostra um típico modelo de arraying 3D-impresso. Este modelo usa resina fotossensível como matéria-prima e foi feito por uma impressora 3D; uma camada de tinta preta, aplicou-se para fornecer um melhor contraste com a cor dos embriões. A posição de 96 poços (12 por 8) foi projetada para se encaixar com uma padrão placa de 96 poços. Da mesma forma, um modelo de bem 384 (24 por 16) também pode ser projetado e fabricado usando o mesmo métod...

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A 3-dimensional 3D-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

Aqui, apresentamos um protocolo para projetar e fabricar um embrião de zebrafish põr modelo, seguido por um procedimento detalhado sobre a utilização de tal modelo para alto throughput zebrafish embrião põr em uma placa de 96 poços.

Um 3-dimensional (3D)-impresso modelo alto Throughput Zebrafish embrião põr

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related ...

a-3-dimensional-3d-printed-template-for-high-throughput-zebrafish

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Research

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Environment

A 3-dimensional (3D)-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

6.7K visualizações.  Tongji University. Aqui, apresentamos um protocolo para projetar e fabricar um embrião de zebrafish põr modelo, seguido por um procedimento detalhado sobre a utilização de tal modelo para alto throughput zebrafish embrião põr em uma placa de 96 poços.

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Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

Microstructured dispositivos para Microinjection otimizado e imagem latente de larvas de Zebrafish

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

Biologia do Desenvolvimento

Surgical Size Reduction of Zebrafish for the Study of Embryonic Pattern Scaling

In the developmental process, embryos exhibit a remarkable ability to match their body pattern to their body size; their body proportion is maintained even in embryos that are larger or smaller, within certain limits. Although this phenomenon of scaling has attracted attention for over a century, understanding the underlying mechanisms has been limited, owing in part to a lack of quantitative description of developmental dynamics in embryos of varied sizes. To overcome this limitation, we developed a new technique to surgically reduce the size of zebrafish embryos, which have great advantages for in vivo live imaging. We demonstrate that after balanced removal of cells and yolk at the blastula stage in separate steps, embryos can quickly recover under the right conditions and develop into smaller but otherwise normal embryos. Since this technique does not require special equipment, it is easily adaptable, and can be used to study a wide range of scaling problems, including robustness of morphogen mediated patterning.&#160;

Here, we describe a method for reducing the size of zebrafish embryos without disrupting normal developmental processes. This technique enables the study of pattern scaling and developmental robustness against size change.

Redução cirúrgica do tamanho do zebrafish para o estudo da escala padrão embrionária

In the developmental process, embryos exhibit a remarkable ability to match their body pattern to their body size; their body proportion is maintained ...

A Layered Mounting Method for Extended Time-Lapse Confocal Microscopy of Whole Zebrafish Embryos

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues or cells. A difficulty with imaging whole embryo development is that zebrafish embryos grow substantially in length. When mounted as regularly done in 0.3-1% low melt agarose, the agarose imposes growth restriction, leading to distortions in the soft embryo body. Yet, to perform confocal time-lapse microscopy, the embryo must be immobilized. This article describes a layered mounting method for zebrafish embryos that restrict the motility of the embryos while allowing for the unrestricted growth. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations. To demonstrate the usability of this method, whole embryo vascular, neuronal and muscle development was imaged in transgenic fish for 55 consecutive hours. This mounting method can be used for easy, low-cost imaging of whole zebrafish embryos using inverted microscopes without requirements of molds or special equipment.

This article describes a method to mount fragile zebrafish embryos for extended time-lapse confocal microscopy. This low-cost method is easy to perform using regular glass-bottom microscopy dishes for imaging on any inverted microscope. The mounting is performed in layers of agarose at different concentrations.

Um método de montagem em camadas para a microscopia confocal de lapso de tempo prolongado de embriões zebrafish inteiros

Dynamics of development can be followed by confocal time-lapse microscopy of live transgenic zebrafish embryos expressing fluorescence in specific tissues ...

Development of automated imaging and analysis for zebrafish chemical screens. 

We demonstrate the application of image-based high-content screening (HCS) methodology to identify small molecules that can modulate the FGF/RAS/MAPK pathway in zebrafish embryos. The zebrafish embryo is an ideal system for in vivo high-content chemical screens. The 1-day old embryo is approximately 1mm in diameter and can be easily arrayed into 96-well plates, a standard format for high throughput screening. During the first day of development, embryos are transparent with most of the major organs present, thus enabling visualization of tissue formation during embryogenesis. The complete automation of zebrafish chemical screens is still a challenge, however, particularly in the development of automated image acquisition and analysis. We previously generated a transgenic reporter line that expresses green fluorescent protein (GFP) under the control of FGF activity and demonstrated their utility in chemical screens 1. To establish methodology for high throughput whole organism screens, we developed a system for automated imaging and analysis of zebrafish embryos at 24-48 hours post fertilization (hpf) in 96-well plates 2. In this video we highlight the procedures for arraying transgenic embryos into multiwell plates at 24hpf and the addition of a small molecule (BCI) that hyperactivates FGF signaling 3. The plates are incubated for 6 hours followed by the addition of tricaine to anesthetize larvae prior to automated imaging on a Molecular Devices ImageXpress Ultra laser scanning confocal HCS reader. Images are processed by Definiens Developer software using a Cognition Network Technology algorithm that we developed to detect and quantify expression of GFP in the heads of transgenic embryos. In this example we highlight the ability of the algorithm to measure dose-dependent effects of BCI on GFP reporter gene expression in treated embryos.

Development of automated imaging and analysis for zebrafish chemical screens.

We report the development of a system for automated imaging and analysis of zebrafish transgenic embryos in multiwell plates. This demonstrates the ability to measure dose dependent effects of a small molecule, BCI, on Fibroblast Growth Factor reporter gene expression and provide technology for establishing high-throughput zebrafish chemical screens.

Desenvolvimento de imagem automatizada e análise química para as telas de zebrafish.

We demonstrate the application of image-based high-content screening (HCS) methodology to identify small molecules that can modulate the FGF/RAS/MAPK ...

Biologia

A Simple and Effective Transplantation Device for Zebrafish Embryos

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex developmental processes. Zebrafish embryos are ideally suited for these manipulations since they are easily accessible, relatively large in size, and transparent. However, previously developed devices for cell removal and transplantation are cumbersome to use or expensive to purchase. In contrast, the transplantation device presented here is economical, easy to assemble, and simple to use. In this protocol, we first introduce the handling of the transplantation device as well as its assembly from commercially and widely available parts. We then present three applications for its use: generation of ectopic clones to study signal dispersal from localized sources, extirpation of cells to produce size-reduced embryos, and germline transplantation to generate maternal-zygotic mutants. Finally, we show that the tool can also be used for embryological manipulations in other species such as the Japanese rice fish medaka.

Embryological manipulations such as extirpation and transplantation of cells are important tools to study early development. This protocol describes a simple and effective transplantation device to perform these manipulations in zebrafish embryos.

Um dispositivo de transplante simples e eficaz para embriões de zebrafish

Classical embryological manipulations, such as removing cells and transplanting cells within or between embryos, are powerful techniques to study complex ...

The Zebrafish Tol2 System: A Modular and Flexible Gateway-Based Transgenesis Approach

Fetal alcohol spectrum disorders (FASD) are characterized by a highly variable set of structural defects and cognitive impairments that arise due to prenatal ethanol exposure. Due to the complex pathology of FASD, animal models have proven critical to our current understanding of ethanol-induced developmental defects. Zebrafish have proven to be a powerful model to examine ethanol-induced developmental defects due to the high degree of conservation of both genetics and development between zebrafish and humans. As a model system, zebrafish possess many attributes that make them ideal for developmental studies, including large numbers of externally fertilized embryos that are genetically tractable and translucent. This allows researchers to precisely control the timing and dosage of ethanol exposure in multiple genetic contexts. One important genetic tool available in zebrafish is transgenesis. However, generating transgenic constructs and establishing transgenic lines can be complex and difficult. To address this issue, zebrafish researchers have established the transposon-based Tol2 transgenesis system. This modular system uses a multisite Gateway cloning approach for the quick assembly of complete Tol2 transposon-based transgenic constructs. Here, we describe the flexible Tol2 system toolbox and a protocol for generating transgenic constructs ready for zebrafish transgenesis and their use in ethanol studies.

This work describes a protocol for the modular Tol2 transgenesis system, a gateway-based cloning method to create and inject transgenic constructs into zebrafish embryos.

O Sistema Zebrafish Tol2: Uma Abordagem de Transgênese Modular e Flexível Baseada em Gateway

Fetal alcohol spectrum disorders (FASD) are characterized by a highly variable set of structural defects and cognitive impairments that arise due to ...

<meta charset="utf8"></head><body>Protocolo de microscopia de folha de luz multiview refinada para embriões de peixe-zebra

Light Sheet Microscopy Imaging and Mounting Strategies for Early Zebrafish Embryos

Light sheet microscopy has become the methodology of choice for live imaging of zebrafish embryos over long time scales with minimal phototoxicity. In particular, a multiview system, which allows sample rotation, enables imaging of entire embryos from different angles. However, in most imaging sessions with a multiview system, sample mounting is a troublesome process as samples are usually prepared in a polymer tube. To aid in this process, this protocol describes basic mounting strategies for imaging early zebrafish development between the 70% epiboly and early somite stages. Specifically, the study provides statistics on the various positions the embryos default to at the 70% epiboly and bud stages within the chorion. Furthermore, it discusses the optimum number of angles and the interval between angles required for imaging whole zebrafish embryos at the early stages of development so that cellular-scale information can be extracted by fusing the different views. Finally, since the embryo covers the entire field of view of the camera, which is required to obtain a cellular-scale resolution, this protocol details the process of using bead information from above or below the embryo for the registration of the different views.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Estratégias para montagem de embriões de peixe-zebra para microscopia de folha de luz multivisualização de alta resolução - técnicas para imagem

A sample preparation strategy for imaging early zebrafish embryos within an intact chorion using a light-sheet microscope is described. It analyzes the different orientations that embryos acquire within the chorion at the 70% epiboly and bud stages and details imaging strategies for obtaining cellular-scale resolution throughout the embryo using the light-sheet system.

Imagem de microscopia de folha de luz e estratégias de montagem para embriões iniciais de peixe-zebra

Light sheet microscopy has become the methodology of choice for live imaging of zebrafish embryos over long time scales with minimal phototoxicity. In ...

Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos

Zebrafish embryos are a powerful tool for large-scale screening of small molecules. Transgenic zebrafish that express fluorescent reporter proteins are frequently used to identify chemicals that modulate gene expression. Chemical screens that assay fluorescence in live zebrafish often rely on expensive, specialized equipment for high content screening. We describe a procedure using a standard epifluorescence microscope with a motorized stage to automatically image zebrafish embryos and detect tissue-specific fluorescence. Using transgenic zebrafish that report estrogen receptor activity via expression of GFP, we developed a semi-automated procedure to screen for estrogen receptor ligands that activate the reporter in a tissue-specific manner. In this video we describe procedures for arraying zebrafish embryos at 24-48 hours post fertilization (hpf) in a 96-well plate and adding small molecules that bind estrogen receptors. At 72-96 hpf, images of each well from the entire plate are automatically collected and manually inspected for tissue-specific fluorescence. This protocol demonstrates the ability to detect estrogens that activate receptors in heart valves but not in liver.

Described here is a protocol for semi-automated imaging of tissue-specific fluorescence in zebrafish embryos.

Imagem semi-automatizada de Fluorescência de tecidos específicos em embriões Zebrafish

Zebrafish embryos are a powerful tool for large-scale screening of small molecules. Transgenic zebrafish that express fluorescent reporter proteins are ...

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