Name: in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing at JoVE.com

O projeto foi apoiado pela Lundbeck Foundation, Fundação Novo Nordisk, o dinamarquês Medical Research Council, o Ludvig e Sara Elsass Foundation, Fundação para a investigação em neurologia e Bárbara e Kaj Dahlboms Foundation. Ramalho é apoiada por um precoce carreira Doctoral Fellowship do nacional de saúde e medicina Conselho de pesquisa da Austrália (#1091006)

Todos os procedimentos experimentais descritos aqui respeitadas o cuidado Animal e o Comitê de ética da UNSW Sydney e foram realizados em conformidade com a saúde nacional e Conselho de pesquisa médica (NHMRC) dos regulamentos de Austrália a experimentação animal.
1. experimental instituído
Nota: ratos de Long-Evans 12 semanas de idade, do sexo femininos foram utilizados neste procedimento.
<ol><li>Anestesia o rato em uma câmara de indução usando 4% de isoflurano e 1L por min O caudal de2 . Confirmar a anestesia suficiente por meio de testes para o braço endireitante reflexo e certifique-se de sua ausência antes de retirar o animal da câmara de indução. Observe que vários agentes anestésicos têm efeitos diferenciais no nervo excitabilidade10.</li>
	<li>Com segurança, coloque o focinho do animal no nariz cone acessório e entregar uma dose de manutenção de 2,5% de isoflurano e 1 L por taxa de fluxo de2 min O.</li>
	<li>Confirme anestesia adequada, verificando para retirada de pedal e reflexos da córnea beliscar os dedos do pé do animal e tocando suavemente seu olho. Nota: Aplicação de vet pomada nos olhos, para evitar ressecamento enquanto sob anestesia, é recomendado, mas não essenciais, como o processo normalmente demora 30 min por animal.</li>
	<li>Manter a temperatura do corpo do rato a 37 ° C com o uso de um tapete de aquecimento controlado de gabarito e uma sonda termômetro retal. Defina a esteira de aquecimento e sensor de temperatura do corpo integrado a 40 ° C, para evitar qualquer dano da pele que ocorre com temperaturas mais elevadas. Nota: Recomenda-se monitorar e gravar medidas fisiológicas (frequência cardíaca, saturação de oxigênio, temperatura corporal e frequência respiratória) cada 10s com a utilização de um sistema de monitorização fisiológica animal. Procedimentos de gravação ideal devem incluir medição local da temperatura do membro, como a temperatura periférica pode ser mais fria do que a temperatura de núcleo11 (Figura 1).</li>
	<li>Usar luvas de anti-séptico e sempre usar instrumentos que tenham sido limpos com etanol a 70%, para manter um ambiente livre de patógeno durante todo o procedimento.</li>
</ol>2. eletrofisiológico configurar
<ol><li>Use eléctrodos de agulha de platina eletroencefalograma (EEG) de baixa impedância para este procedimento.</li>
	<li>Preparar os eletrodos de agulha de gravação, inserindo o eletrodo de agulha de gravação (Figura 1; indicado em roxo) através do músculo hipotenar e o eletrodo de referência através do aspecto dorsal do dígito 4 (Figura 1; indicado no laranja) para registrar os potenciais de ação muscular composto (CMAPs).</li>
	<li>Coloque o eléctrodo de terra através da pele na face superior do antebraço, entre o estímulo e gravação eletrodos (Figura 1; indicada em verde). Tenha cuidado ao inserir os eletrodos para evitar o tecido muscular.</li>
	<li>Preparar os eletrodos de agulha percutânea estimulante, inserindo o cátodo (Figura 1; rotulado de azul) túnel de aproximadamente 4 mm distal para o cubital no cotovelo. Inserir o ânodo (Figura 1; rotulado de vermelha) aproximadamente 1 cm proximalmente através da pele da região axilar.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Figura 1: um diagrama esquemático das colocações de eletrodo de agulha no membro anterior de rato. O cátodo (azul) é inserido aproximadamente 4 mm distal do túnel cubital no cotovelo e o ânodo (vermelho) é inserido aproximadamente 1 cm proximalmente através da pele da região axilar. O eléctrodo de agulha de terra (verde) é inserido através da pele na face superior do antebraço, entre o estímulo e gravação eletrodos. A gravação (roxa) e eletrodos de agulha de referência (laranja) são inseridos através do músculo hipotenar e a face dorsal do dígito 4th . A sonda de temperatura (cinza) é colocada na face superior da musculatura Tenar. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
3. axonal excitabilidade procedimentos
<ol><li>Executar o protocolo TRONDNF usando um semi-automático de nervos motores roedores, programa de computador controlado excitabilidade axonal (consulte a tabela de materiais) ligado a um amplificador e um estimulador de corrente constante. Remova o excesso ruído elétrico 50 Hz usando um eliminador de ruído de 50/60 Hz.<ol>
<li>Gravar o CMAP do músculo hipotenar simultaneamente Visualizar a morfologia do CMAP e aplicando um 1 pulso de onda quadrada de ms para o nervo ulnar com eletrodo de agulha o cátodo.<ol>
<li>Para alcançar o ideais gravações, cuidadosamente, ajuste o ângulo e/ou posição do cátodo até uma curva de resposta bifásica ideal com amplitude constante é alcançado (Figura 2A.). Uma vez que foi determinada a posição ideal, estabilize o cátodo com um eléctrodo repositionable. Nota: O software usado automaticamente fornece os estímulos do teste, descritos abaixo e aumenta ou diminui a corrente necessária para atingir o limiar.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Gravar uma curva de estímulo-resposta aumentando gradualmente a intensidade do estímulo de um 1 ms impulso por 1 mA até que uma resposta máxima é alcançada. Nota: A linha roxa e verde na figura 2B e 2C representa o aumento incremental da intensidade do estímulo e o sistema automatizado, respectivamente. A amplitude de alvo para rastreamento de limiar é definida automaticamente para 40% da amplitude máxima correspondente à área da encosta mais íngreme da curva de estímulo-resposta. A mudança de 'limite' (ou seja, o estímulo necessário para eliciar 40% CMAP) induzida por vários estímulos do teste é a variável de obtidos no restante do protocolo.</li>
		<li>Gravar vários parâmetros de excitabilidade axonal, incluindo electrotonus de limiar (TE), limite de corrente (eu / V) (RC), conforme descrito na referência12ciclo de relacionamento e recuperação. Nota: O programa de computador controlado excitabilidade axonal avalia o limiar (TE) com um 100 ms abaixo do limite despolarizantes e hiperpolarização correntes que é definido em ± 20% e ± 40% do limiar controle atual. A mudança no limiar após despolarizante e relação de correntes é automaticamente gravada no tempo 14-pontos durante os 12 pontos e 100 ms corrente de polarização após a corrente de polarização. Electrotonus de limiar indiretamente avalia os conductances internodal e é um indicador do potencial de membrana. O que / é determinada relação V com correntes de condicionamento abaixo do limite de 200 ms que se alternam em intensidade de + 50% para -100% do limiar controle em incrementos de 10%. O eu / relação V difere para TE em que as correntes são mais longos em duração, a intensidade de polarização é progressivamente alterada de + 50% para -100% e a mudança do limiar é avaliado em cada intensidade 1 ms após a corrente de polarização ter cessado. I / V relação fornece insights sobre as propriedades de rectificação do axônio1. O RC é avaliado com um paradigma de pulso pareado, onde um estímulo condicionado de supramaximal inicial é aplicado seguido por uma série de estímulos de teste em intervalos específicos de 2,5 ms de 200 ms. este parâmetro testa uma série bem definida de eventos que ocorrem no nodal região do axônio após estimulação supramaximal. Estes eventos incluem, a inativação dos canais de Na+ de voltagem-dependente que torna mais difícil eliciar uma resposta subsequente e é quantificada por refratariedade e o período refratário relativo 1. Isto é seguido por um carregamento do entrenó e um período de elevada excitabilidade mediada pelos canais de potássio rápido, quantificadas pelo superexcitability. Finalmente, lentamente ativando canais de potássio mediam um período tardio da excitabilidade reduzida, quantificada como subexcitability.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Figura 2: dados brutos de um teste de excitabilidade axonal Painel A demonstra a curva de resposta CMAP abiphasic após aumento incremental da estimulação do nervo ulnar. Os painéis B e C representam a intensidade do estímulo (mA) e a amplitude do CMAP (mV), respectivamente. O componente verde de B e C retrata a diminuição incremental automatizada de intensidade do estímulo e com a diminuição em forma sigmoide associada no CMAP exigido para o limite de controle.
4. publicar procedimentos de eletrofisiologia
<ol><li>Transferi o rato para uma gaiola separada até que recuperou a consciência suficiente para manter a prostração esternal. Não deixe um animal sozinho e em companhia de outros animais até recuperou totalmente da anestesia. Uma vez que o rato se recuperou totalmente da anestesia, transferi-lo volta para sua gaiola original.</li>
	<li>Após a conclusão do estudo, eutanásia o rato sem dor para a animal, por exemplo, letal injeção intraperitoneal de barbitúricos (por exemplo, lethabarb).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside:+a+translational+neuroscience+perspective.">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li><li>Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li><li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity.">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li><li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients.">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse.">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li><li>Bo&#235;rio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1(G93A)+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle &amp; Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li><li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+motor+axons+of+SOD1(G127X)+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration.">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li><li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A.">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li><li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models.">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li><li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice.">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li><li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy:+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+(Neurodiab).">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents.">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li><li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb:+a+technique+to+improve+translational+utility.">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li><li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration.">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li><li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation.">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li><li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Na+/K++pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve.">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O procedimento descrito demonstra uma maneira simples e confiável, técnica minimamente invasiva que permite a avaliação das propriedades biofísicas e potencial de membrana do axônio em um curto período de tempo. Em comparação com outras técnicas mais invasivas, que exigem a exposição do nervo, o presente método de teste de excitabilidade axonal induz dano mínima dos tecidos, permitindo avaliação na vivo que preserva as condições fisiológicas do nervo de interesse e permite para medidas repetidas.
Para garantir resultados consistentes lá são algumas considerações metodológicas que precisam ser abordadas. Um tal fator é a concentração e o tipo de anestesia. Foi previamente demonstrado que isoflurano tem um efeito sobre o hyperpolarization cíclico do nucleotide-gated canais10. Como alternativa, uma mistura de anestésica injetável de medetomidina, midazolam e butorfanol foi investigada e também demonstrou efeitos sobre a excitabilidade sobre tempo10. Medetomidina/midazolam/fentanil (MMF) parece ter pouco efeito sobre a excitabilidade e tem sido com sucesso usado em muitos nervos excitabilidade estudos7,13,14, embora seus efeitos ao longo do tempo no nervo excitabilidade, não têm sido sistematicamente investigados. De nota, este anestésico é difícil de obter nos EUA e na Austrália como fentanil é uma substância controlada com normas de importação rigorosas. Independentemente de anestesia escolhida, dosagem e tempo sob anestesia devem ser cuidadosamente monitorizados para consideração na análise.
Outro fator a considerar é a qualidade de eletrodo. Devido à forte e prolongada hiperpolarização e despolarizantes correntes aplicadas na excitabilidade axonal eletrodos de alta qualidade de estudos são necessários. Neste estudo, foram utilizados eletrodos de agulha de platina eletroencefalograma (EEG) de baixa impedância. Eletrodos de baixa impedância são normalmente dentro do intervalo de quilo-Ohm e os eletrodos de EEG platina convencionalmente operam dentro de 0.5 - 5 escala de quilo-ohm, que qualifica como eletrodos de baixa impedância. O programa de excitabilidade axonal pode gravar a saída atual e calcular impedância contra o alvo para fora de tensão e anteriormente estabeleceu que a corrente estava estável por 30 min, qual é o comprimento típico deste protocolo15. Além disso, esses eletrodos foram recentemente introduzidos em camundongos16 e não serem sujeitos a efeitos14,15de polarização. Portanto, polarização não seria um problema durante o procedimento experimental.
Em contraste com protocolos que expõem o nervo de interesse, estes estudos utilizam um modelo intacto que torna o posicionamento dos eléctrodos estimulantes aproximados. Assim, a replicação exata de colocação do eletrodo em estudos longitudinais pode ser difícil. Apesar disso, um estudo anterior com anestesia diferente demonstrou boa repetibilidade dos parâmetros de excitabilidade do nervo ulnar 30/34 em 3 estudos separados semelhantes ao observado em nervos tibial e caudal13. Além disso, neste estudo, a comparação entre direita e esquerdas CMAPs mostrou consistência (Figura 4), sugerindo a colocação do eletrodo precisa e adequada é suficiente para compensar esta limitação possível.
Existem várias etapas essenciais no processo de aquisição de respostas CMAP. Adequada e coerente a colocação do eletrodo agulha estimulante é crucial para as medições reproduzíveis da amplitude. Além disso, é essencial para assegurar a colocação adequada dos eletrodos de agulha para minimizar o ruído de fundo de gravação. Portanto, simultaneamente visualizando a curva de resposta, enquanto a colocação do eletrodo de agulha estimulante é crucial para confirmar a colocação consistente.
O uso desta técnica minimamente invasiva em modelos animais de doenças neurológicas pode ser uma ferramenta valiosa para investigar mudanças fisiopatológicas e traços de doença precoce. Estes podem atuar como biomarcadores e facilitar a investigação de novas intervenções terapêuticas em conjunto com medidas comportamentais da função da mão. Além disso, a validação dessas técnicas em roedores pode permitir a investigação das relações farmacocinéticas e farmacodinâmicas de novos compostos. Isto pode permitir a melhor tradução de compostos terapêuticos antes da fase 1 e 2 ensaios clínicos

O uso de técnicas eletrofisiológicas é uma ferramenta essencial para a investigação na vivo da função do nervo periférico em doenças neurológicas. Métodos de condução do nervo convencionais utilizam estímulos supramaximal para gravar a latência e amplitude do potencial de ação motor. Essas técnicas, portanto, fornecem informações úteis sobre o número de fibras de condução e a velocidade de condução das fibras mais rápidas. Uma ferramenta complementar valiosa é a do teste de excitabilidade axonal. Esta técnica utiliza padrões de estimulação eletrofisiológica sofisticado indiretamente, avaliar as propriedades biofísicas de nervos periféricos, tais como a atividade de canais iônicos, bombas dependentes de energia, processos de troca iônica e o potencial de membrana 1.
Teste de excitabilidade axonal é comumente utilizado na prática clínica para investigar processos fisiopatológicos e efeitos de intervenções terapêuticas em várias doenças neurológicas. Importante, medidas de excitabilidade axonal são sensíveis a intervenções terapêuticas que afetam a função do nervo periférico como terapia de imunoglobulina intravenosa (IVIg)2,3 e calcineurina inibidor (CNI) quimioterapia 4. embora estes estudos forneceram introspecções importantes, estudos clínicos muitas vezes impedem a investigação dos primeiros traços da doença e novas opções terapêuticas5. Portanto, o uso desses métodos em modelos animais de doenças neurológicas recentemente ganhou tração6,7,8,9. Com efeito, esses métodos fornecem uma oportunidade para compreender as alterações de excitabilidade do nervo específico associadas com esses transtornos, avançando assim pesquisa translacional.
O procedimento descrito aqui é um método simples e confiável para medidas de registro axonal excitabilidade dos nervos ulnar do rato intacta.

<table><tbody><tr><td>QTracS Program</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Axonal excitability program</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz</td><td>SDR Scientific</td><td>850005</td><td>Stimulator</td></tr><tr><td>High Performance AC Amplifier Model LP511</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>Amplifier</td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Noise eliminator</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Noise eliminator</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes</td><td>Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Multifunction I/O Device Model USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Multifunction input/output device</td></tr><tr><td>Iron Base Plate IP</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Rotating X-block X-4</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Magnetic Stand GJ-8</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Micromanipulator M-3333</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr></tbody></table>

in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing

Eletrofisiologia permite a avaliação objetiva da função de nervo periférico em vivo. Condução nervosa tradicionais medidas como amplitude e latência detectar perda crônica axônio e desmielinização, respectivamente. Técnicas de excitabilidade axonal "pelo limite de rastreamento" expandem-se sobre estas medidas, fornecendo informações sobre a atividade dos canais iônicos, bombas e trocadores que se relacionam com função aguda e podem preceder eventos degenerativas. Como tal, o uso de excitabilidade axonal em modelos animais de doenças neurológicas pode fornecer uma medida útil na vivo para avaliar novas intervenções terapêuticas. Aqui nós descrevemos uma instalação experimental para várias medidas de técnicas de excitabilidade axonal motor no nervo ulnar de rato.
Os animais são anestesiados com isoflurano e cuidadosamente monitorizados para assegurar profundidade constante e adequada de anestesia. Temperatura corporal, taxa de respiração, frequência cardíaca e saturação de oxigênio no sangue são monitorados continuamente. Estudos de excitabilidade axonal são executados usando estimulação percutânea do nervo ulnar e gravação de musculatura hipotenar da pata membro anterior. Com a colocação do eletrodo correto, um potencial de ação muscular composto claro que aumenta em amplitude com o aumento da intensidade do estímulo é gravado. Um programa automatizado é então utilizado para entregar uma série de pulsos elétricos que geram 5 medidas específicas excitabilidade na seguinte sequência: comportamento de resposta de estímulo constante de tempo de duração de força, electrotonus limite, limite de corrente relacionamento e o ciclo de recuperação.
Dados aqui apresentados indicam que estas medidas são repetidas e mostram a semelhança entre esquerda e direita ulnar nervos quando avaliados no mesmo dia. Uma limitação dessas técnicas neste cenário é o efeito da dose e tempo sob anestesia. Cuidadoso monitoramento e gravação dessas variáveis devem ser realizadas a título oneroso no momento da análise.

Medidas eletrofisiológicas do nervo ulnar rato foram obtidas com o presente protocolo. A Figura 3 demonstra um representante gravação do nervo ulnar esquerdo de 12 semanas de idade feminino longo Evans rato. Potencial de ação muscular composto refere-se ao número de realização de fibras que são ativadas simultaneamente. O pico de resposta supramaximal (mV) (Figura 3A) demonstra a resposta de pico alcançada quando incrementalmente aumentar o estímulo até o existe nenhuma mudança na resposta (Figura 2B).
Figura 3B representa a corrente-tensão (eu / V) relação produzida pelas correntes mais longos em duração (200 ms) e sua intensidade alterada em incrementos de 10% de + 50% para -100% do limiar. O eu / relação V avalia retificação para dentro e para fora, examinando-se as diferenças no limiar atual em resposta a despolarizar e hiperpolarização correntes. O quadrante esquerdo inferior reflete Retificação interna, acomodando a hiperpolarização e ativação de interiormente retificando conductances1. Quadrante superior direito reflete a ativação de canais de K+ rápida e lenta e a acolher a retificação para fora para o corrente despolarizantes.
Conductances internodal podem ser examinados usando a forma de onda do limite electrotonus (Figura 3) em resposta a tempo abaixo do limite despolarizantes e hiperpolarização correntes. Tanto hiperpolarização e despolarizantes TE tem variáveis que podem ser calculadas pela média a mudança do limiar entre pontos específicos de tempo 10-20 ms, ms de 20-40 e 90-100 ms.
Mudanças ao longo do tempo devido a lesão ou a aplicação de intervenções terapêuticas podem causar alterações específicas para parâmetros de excitabilidade do nervo. Isso pode fornecer informações úteis na vivo sobre alterações fisiopatológicas, primeiros traços de doença e efeito terapêutico em modelos animais de doenças neurológicas.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig3.jpg"> Figura 3: uma parcela representativa de excitabilidade axonal. (A) curva de estímulo-resposta retratando a resposta de pico supermaximal (mV). (B) a corrente-tensão (eu / V) relação produzida por um estímulo polarizador de 200ms, variando de + 50% para -100% do limite da corrente. (C) electrotonus de limiar ilustrando a forma de onda em resposta a prolongada abaixo do limite de polarização atual eliciada um 20% e 40% despolarizantes (acima de 0 no eixo y) e corrente de hiperpolarização (abaixo de 0 no eixo y). <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
Teste de excitabilidade axonal sequencial foi realizado sobre o membro anterior esquerdo e direito, depois de n = 4 ratos (12 semanas). Esquerda e direita gravações foram concluídas dentro de 35 min após a perda do reflexo de retirada de pedal. A análise foi realizada usando o não-paramétricos Wilcoxon assinado classificação teste emparelhado. Essas análises revelaram não há diferenças significativas entre esquerda e direita ulnar nervos para qualquer uma das variáveis excitabilidade axonal. Consistência foi demonstrada em parâmetros de condução do nervo padrão, amplitude CMAP e latência (Figura 4A e B), bem como variáveis de excitabilidade nervosa, incluindo superexcitability e electrotonus de limiar hiperpolarização (TEh) 90-100 (Figura 4 e D). No entanto, anteriores estudos10 indicaram mudanças significativas ao longo do tempo em parâmetros ocorre sob anestesia de isoflurano (ver discussão).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig4.jpg"> Figura 4: quer dizer as gravações (n = 4) obtidos por (A) pico resposta latência (B) (C) superexcitability e (D) hiperpolarização limiar electrotonus (90-100ms) na esquerda (vermelha) e os nervos ulnar direita (azul). As barras de erro indicam o erro padrão da média (SEM). <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Na Vivo Medida eletrofisiológica do nervo Ulnar rato com teste de excitabilidade Axonal

Técnicas de excitabilidade axonal fornecem uma poderosa ferramenta para examinar a fisiopatologia e alterações biofísicas que precedem eventos degenerativas irreversíveis. Este manuscrito demonstra a utilização destas técnicas no nervo ulnar de ratos anestesiados.

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

9.1K visualizações.  University of New South Wales. Técnicas de excitabilidade axonal fornecem uma poderosa ferramenta para examinar a fisiopatologia e alterações biofísicas que precedem eventos degenerativas irreversíveis. Este manuscrito demonstra a utilização destas técnicas no nervo ulnar de ratos anestesiados.

Vídeo: In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Nerve Excitability Assessment in Chemotherapy-induced Neurotoxicity

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy produces symptoms of numbness and paraesthesia in the limbs and may progress to difficulties with fine motor skills and walking, leading to functional impairment. In addition to producing troubling symptoms, chemotherapy-induced neuropathy may limit treatment success leading to dose reduction or early cessation of treatment. Neuropathic symptoms may persist long-term, leaving permanent nerve damage in patients with an otherwise good prognosis3. As chemotherapy is utilised more often as a preventative measure, and survival rates increase, the importance of long-lasting and significant neurotoxicity will increase.
There are no established neuroprotective or treatment options and a lack of sensitive assessment methods. Appropriate assessment of neurotoxicity will be critical as a prognostic factor and as suitable endpoints for future trials of neuroprotective agents. Current methods to assess the severity of chemotherapy-induced neuropathy utilise clinician-based grading scales which have been demonstrated to lack sensitivity to change and inter-observer objectivity4. Conventional nerve conduction studies provide information about compound action potential amplitude and conduction velocity, which are relatively non-specific measures and do not provide insight into ion channel function or resting membrane potential. Accordingly, prior studies have demonstrated that conventional nerve conduction studies are not sensitive to early change in chemotherapy-induced neurotoxicity4-6. In comparison, nerve excitability studies utilize threshold tracking techniques which have been developed to enable assessment of ion channels, pumps and exchangers in vivo in large myelinated human axons7-9.
Nerve excitability techniques have been established as a tool to examine the development and severity of chemotherapy-induced neurotoxicity10-13. Comprising a number of excitability parameters, nerve excitability studies can be used to assess acute neurotoxicity arising immediately following infusion and the development of chronic, cumulative neurotoxicity. Nerve excitability techniques are feasible in the clinical setting, with each test requiring only 5 -10 minutes to complete. Nerve excitability equipment is readily commercially available, and a portable system has been devised so that patients can be tested in situ in the infusion centre setting. In addition, these techniques can be adapted for use in multiple chemotherapies.
In patients treated with the chemotherapy oxaliplatin, primarily utilised for colorectal cancer, nerve excitability techniques provide a method to identify patients at-risk for neurotoxicity prior to the onset of chronic neuropathy. Nerve excitability studies have revealed the development of an acute Na+ channelopathy in motor and sensory axons10-13. Importantly, patients who demonstrated changes in excitability in early treatment were subsequently more likely to develop moderate to severe neurotoxicity11. However, across treatment, striking longitudinal changes were identified only in sensory axons which were able to predict clinical neurological outcome in 80% of patients10. These changes demonstrated a different pattern to those seen acutely following oxaliplatin infusion, and most likely reflect the development of significant axonal damage and membrane potential change in sensory nerves which develops longitudinally during oxaliplatin treatment10. Significant abnormalities developed during early treatment, prior to any reduction in conventional measures of nerve function, suggesting that excitability parameters may provide a sensitive biomarker.

This abstract describes a novel method to assess the development of neurotoxicity in patients receiving chemotherapy treatment. While conventional assessment methods are limited in their ability to detect early changes in nerve function, nerve excitability techniques provide early identification of patients at risk of severe neurotoxicity and insight into pathophysiology.

Avaliação do nervo Excitabilidade em induzida por quimioterapia Neurotoxicidade

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. ...

Neurociência

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

Em Medidas Vivo eletrofisiológicos nos nervos ciático Rato

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is impaired, such as aging and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Here we describe an experimental protocol that can be used to measure NMJ functionality by combining two types of electrical stimulation: direct muscle membrane stimulation and the stimulation through the nerve. The comparison of the muscle response to these two different stimulations can help to define, at the functional level, potential alterations in the NMJ that lead to functional decline in muscle.
Ex vivo preparations are suited to well-controlled studies. Here we describe an intensive protocol to measure several parameters of muscle and NMJ functionality for the soleus-sciatic nerve preparation and for the diaphragm-phrenic nerve preparation. The protocol lasts approximately 60 min and is conducted uninterruptedly by means of a custom-made software that measures the twitch kinetics properties, the force-frequency relationship for both muscle and nerve stimulations, and two parameters specific to NMJ functionality, i.e. neurotransmission failure and intratetanic fatigue. This methodology was used to detect damages in soleus and diaphragm muscle-nerve preparations by using SOD1G93A transgenic mouse, an experimental model of ALS that ubiquitously overexpresses the mutant antioxidant enzyme superoxide dismutase 1 (SOD1).

A functional assessment of the neuromuscular junction (NMJ) can provide essential information on the communication between muscle and nerve. Here we describe a protocol to comprehensively evaluate both the NMJ and muscle functionality using two different muscle-nerve preparations, i.e. soleus-sciatic and diaphragm-phrenic.

Medir a funcionalidade da junção Neuromuscular

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Estabelecer um modelo de Mouse de uma neuropatia de pura fibra pequena com o ultrapotente agonista do Receptor transitório potencial Vanilloid tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

Na Vivo Eletrofisiológica medição do potencial de ação muscular composto de membros dianteiros em modelos de Mouse de degeneração do neurônio Motor

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different methods of simulating postoperative physiotherapy are presented. Multiple standardized strategies are used to assess motor and sensory recovery using an MN model of peripheral nerve lesion and repair, thus permitting easy comparison of the results. Several options are included for providing a postoperative physiotherapy-like environment to rats that have undergone MN injuries. Finally, the paper provides a method to evaluate the recovery of the MN using several noninvasive tests (i.e., grasping test, pin prick test, ladder rung walking test, rope climbing test, and walking track analysis), and physiological measurements (infrared thermography, electroneuromyography, flexion strength evaluation, and flexor carpi radialis muscle weight determination). Hence, this model seems particularly appropriate to replicate a clinical scenario, facilitating extrapolation of results to the human species.
Although the sciatic nerve is the most studied nerve in peripheral nerve research, analysis of the rat MN presents various advantages. For example, there is a reduced incidence of joint contractures and automutilation of the affected limb in MN lesion studies. Furthermore, the MN is not covered by muscle masses, making its dissection easier than that of the sciatic nerve. In addition, MN recovery is observed sooner, because the MN is shorter than the sciatic nerve. Also, the MN has a parallel path to the ulnar nerve in the arm. Hence, the ulnar nerve can be easily used as the nerve graft for repairing MN injuries. Finally, the MN in rats is located in the forelimb, akin to the human upper limb; in humans, the upper limb is the site of most peripheral nerve lesions.

Presented is a protocol to produce different types of median nerve (MN) lesions and repair in the rat. Additionally, the protocol shows how to evaluate the functional recovery of the nerve using several noninvasive behavioral tests and physiological measurements.

Métodos funcionais e fisiológicos de avaliação da regeneração do nervo mediano no rato

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Medicina

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Preparação do Nervo Ciático de Ratos para Neurofisiologia Ex Vivo

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Terminal H-reflex Measurements in Mice

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits after injuries such as spinal cord damage or stroke. An increase of the H-reflex response, together with symptoms like non-voluntary muscle contractions, pathologically augmented stretch reflex, and hypertonia in the corresponding muscle, is an indicator of post-stroke spasticity (PSS).
In contrast to rather nerve-unspecific transcutaneous measurements, here, we present a protocol to quantify the H-reflex directly at the ulnar and median nerves of the forepaw, which is applicable, with minor modifications, to the tibial and sciatic nerve of the hindpaw. Based on the direct stimulation and the adaptation to different nerves, the method represents a reliable and versatile tool to validate electrophysiological changes in spasticity-related disease models.

The clinical evaluation of spasticity based on the Hoffmann reflex (H-reflex) and using electrical stimulation of peripheral nerves is an established method. Here, we provide a protocol for a terminal and direct nerve stimulation for H-reflex quantification in the mouse forepaw.

Medições do reflexo H terminal em camundongos

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...

Biologia

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

Source: Wild, B. M., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56102">In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

Medição in vivo do potencial de ação muscular composto em um rato

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
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