Name: cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice at JoVE.com

Este trabalho é apoiado pela American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) e NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Preparações Conductance cateter e calibração de pressão <ol><li> Conectar cateter de condutância para o módulo de cateter hemodinâmica. Eletronicamente calibrar as medições de pressão e volume gravando pressão predefinida eo volume ajustado no módulo cateter. Grave um traçado de 0 mm Hg e 25 mm Hg (Figura 1A) e atribuir as voltagens para ambos os traçados de pressão (Figura 1B e 1C). Da mesma forma, gravar um rastreamento volume de 5 RVU e 25 RVU (Figura 1D) e atribuir as voltagens para ambos os traçados unidades (1E e 1F). </li><li> Confirme a calibração de pressão eletrônico com uma calibração de pressão manual, utilizando uma coluna de mercúrio. Montar a porta esfigmomanômetro manguito com uma torneira de 3 vias. Preencha um sistema de válvula hemostática de 3 portas, muitas vezes utilizados para angioplastia coronária, com água RT usando a porta lateral. <ol><li> Colocar a ponta de um cateter de condutância na válvula de hemostase cheia de fluido e garantir suavemente without torcer cateter. Ligue a válvula hemostática para o esfigmomanômetro e inflar a 200 mmHg e bloquear torneira de 3 vias. Examinar se a pressão medida corresponde com a pressão insuflado na esfigmomanômetro. </li></ol></li><li> Local cateter em soro fisiológico aquecido a 37 ° C, que é ao nível do campo operatório e pressão medida. Ajuste o controle de pressão até que as pressões registradas está em zero. </li></ol> 2. Anestesia / intubação <ol><li> Administrar cetamina / xilazina (80-100 / 10 mg kg -1) como uma injecção intraperitoneal. Nota: Os agentes anestésicos alternativos podem ser usados. Uma extensa lista de anestésicos são fornecidos em comentários anteriores desta técnica 11,12. Anestesiados apropriada pode ser confirmada por aperto suave da cauda. </li><li> Uma vez anestesiados, fazer a barba do pescoço e peito com máquinas de cortar cabelo e coloque em uma almofada aquecida. Manter a temperatura rectal do rato em 36,5-37,5 ºC. Baixas temperaturas corporaisirá resultar em taxas de coração deprimidos. Aplicar pomada para os olhos para prevenir a secura </li><li> Adicione uma incisão na linha média do pescoço e dissecar os músculos traqueais para expor a traqueia. Coloque um tubo endotraqueal através da boca, enquanto visualiza a traquéia para garantir a intubação, e conectar-se ao respirador. </li><li> Manter rato no ventilador durante o procedimento. Defina as configurações do ventilador com base no peso do animal, como descrito anteriormente 11. Volume corrente (ml) = 6,2 x (peso animal em quilogramas) 1.01 e freqüência respiratória = 53,5 x (peso animal em quilogramas) -0.26. </li></ol> 3. A colocação de cateter condutância na câmara LV <ol><li> Abordagem carótida <ol><li> Para garantir a esterilidade, dois conjuntos de instrumentos cirúrgicos estéreis são um utilizado- para incisão cutânea inicial e um para operar no toracotomia. Os instrumentos devem ser descontaminados utilizando um esterilizador seca entre os animais durante uma sessão de um indivíduo cirúrgicoND autoclavados no final de cada dia do procedimento. </li><li> Depois que a pele foi descontaminado com três ciclos de uma clorexidina + álcool esfoliação da pele (solução de álcool / 70% de clorexidina a 0,5%), fazer uma incisão através da carótida direita da mandíbula ao esterno. Dissecar tecido circundante para expor a carótida direita e cortar o nervo vago, que corre ao lado da carótida. </li><li> Coloque uma estéril sutura de seda 6-0 em torno da extremidade distal (afastado do peito) da artéria carótida, gravata e seguro. Coloque dois pontos adicionais sob o proximal da artéria carótida (mais perto do peito) para o primeiro de sutura, vagamente amarrar a sutura meio. Com cuidado, puxe o fio de sutura proximal e garantir apertando-o para a pele. Certifique-se que a artéria carótida foi preso tanto proximal e distal antes de prosseguir. </li><li> Fazer uma pequena incisão na artéria carótida R., proximal em relação ao primeiro fio de sutura, e estendem-se longitudinalmente para o peito. </li><li> Insira a ponta do cateter condutância,previamente embebidas em solução salina quente durante 30 min, para dentro do recipiente através da incisão e fixar o cateter utilizando o meio de sutura. </li><li> Gentilmente avançar o cateter no ventrículo esquerdo através da carótida, enquanto assistia a pressão-volume circuito de rastreamento para assegurar a colocação correta. Nota: a colocação óptima do cateter deve produzir laçadas de pressão e volume que aparecem rectangular (Ver Figura 2). Se alguma resistência à passagem do cateter é encontrado, puxe de volta e avançar novamente com uma leve pressão. Uma rotação suave do cateter pode ajudar no posicionamento para o ventrículo esquerdo. Forçar o cateter condutância pode levar a complicações cardiovasculares ou danos graves para o cateter. </li><li> Ficha de linha de base de pressão-volume circula ~ 10 minutos após a colocação do cateter e alcançar um estado estável (Figura 2). </li></ol></li><li> Abordagem apical <ol><li> Em um rato anestesiado e ventilado, fazer uma incisão from o processo xifóide e corte através da parede torácica lateralmente até que o diafragma é visível. </li><li> Cortar embora o diafragma e visualizar o vértice do coração. </li><li> Inserção do cateter de condutância para o vértice do ventrículo esquerdo através de uma ferida facada agulha (utilizando uma agulha de 25-30 G), até que o eléctrodo proximal é apenas dentro do ventrículo. </li><li> Ficha de linha de base de pressão-volume loops de ~ 10 min após a colocação do cateter e alcançar um estado de equilíbrio. </li></ol></li></ol> 4. Varying pós-carga Usando Transient aórtica Oclusão <ol><li> Para realizar a oclusão da aorta transitória, fazer uma pequena incisão horizontal na parte superior do tórax e dissecar tecido circundante para expor a aorta transversa. </li><li> Coloque uma ligadura de seda 6-0 sob a aorta transversal. Depois de loops de pressão-volume voltaram à linha de base, apertar ambas as extremidades da sutura com a fixação da agulha, suave e lentamente levantar a sutura mais de 1-2 segundos e solte lentamente a tensão. </li&gt; <li> Repetir este procedimento até três gravações separadas óptimas são feitas a partir do mesmo animal. Nota: gravações Optimal deve ter pelo menos 5 ciclos de loop de volume pressão e um aumento constante das pressões sistólica finais durante a aplicação da tensão na sutura (Figura 3A e 3C). </li></ol> 5. Variando Preload Usando Transient Veia Cava Inferior Oclusão (IVC) <ol><li> Para realizar a oclusão da veia cava inferior transitória, fazer uma incisão horizontal abaixo do processo xifóide, sob o diafragma para expor o IVC. </li><li> Coloque uma ligadura de seda 6-0 debaixo do IVC. Depois de loops de pressão-volume voltaram à linha de base, apertar ambas as extremidades da sutura com a fixação da agulha; devagar e com cuidado levantar a sutura sobre 1-2 segundos e solte lentamente a tensão. Oclusão VCI também pode ser realizada pela aplicação de pressão suave usando um cotonete de algodão com ponta. </li><li> Repita este procedimento até três gravações separadas são ideais made do mesmo animal. Nota: gravações Optimal deve ter pelo menos 5 ciclos de loop de volume pressão e uma diminuição constante do diastólica final do ventrículo esquerdo durante a aplicação da tensão na sutura (Figura 4A e 4B). </li></ol> 6. Calibração Saline <ol><li> Na conclusão do estudo, uma (V P) valor de condutância paralela pode ser obter através da injecção de um bolus de 10 ul de solução salina hipertónica (15%) no animal, através da veia jugular (Figura 5A e 5B). Nota: O bólus vai causar um aumento no volume aparente, sem qualquer alteração na pressão. Esta alteração resulta em volume é o resultado de uma alteração na condutância arterial piscina e não devido a um aumento no volume real. Uma diminuição transitória na dP / dt max pode ser observada, como uma solução salina hipertónica tem um efeito inotrópico negativo 13. O calculada V p pode ser inserido em volume de pressão software de análise de ciclo ao longocom os parâmetros de calibração para cuvete e converter de RVUs em microlitros. </li></ol> 7. Calibração Cuvette <ol><li> Para realizar uma calibração cuvete, coloque uma cuvete com poços de diâmetros conhecidos fornecidos pelo fabricante numa almofada de aquecimento ou de um banho de água aquecido a 37 ° C. Preencha os primeiros 4-5 furos com sangue heparinizado fresco quente de ratos submetidos a avaliação hemodinâmica. Nota: A calibração tina permite a avaliação precisa da piscina de sangue do ventrículo esquerdo usando o sangue do mouse e permite a conversão de dados de volume de RVUs para microlitros. </li><li> Inserção do cateter de condutância para o primeiro poço, até que todos os eléctrodos estão submersos. Suavemente mover o cateter dentro do poço, o que irá gerar RVUs variando. </li><li> Grave as alterações de condutância do canal de volume, em RVUs. Seleccionar o maior RVU para a calibração. Nota: O volume dos poços pode ser calculado por 1) usando a equação para o volume de um cilindro, em que o raio é que o poço de cuvete e o comprimento é baseada no comprimento entre os dois eléctrodos de detecção internas ou 2) verificar nas instruções do fabricante. A condutância de saída pode ser correlacionada com os volumes conhecidos para desenvolver uma equação de calibração que converte os dados de RVUs em 11 microlitros. </li></ol> 8. A eutanásia <ol><li> Na conclusão do protocolo, os ratos são sacrificados usando deslocamento cervical sob anestesia. </li><li> A fim de garantir a morte, os ratinhos que têm sido submetidos a deslocação cervical deve ser submetido a um método secundário de eutanásia. Nós usamos sangria sob anestesia, com a colheita de tecido cardíaco para a experimentação, ou toracotomia bilateral sob anestesia. </li></ol> 9. Análise de Dados usando Volume Pressão laço Analysis Software <ol><li> Calcule V p de Calibração Saline <ol><li> Selecionar pressão e volume laços obtido durante a ejecção de uma solução salina hipertónica (Figura 5A e 5B) </li><li> Exportação dos ciclos para o volume de pressão de software de análise. Escolha a opção para a calibração Saline (Figura 5C) </li><li> Grave o valor V p calculado (Figura 5D). Nota: O valor de p V é calculado por meio da identificação do cruzamento do volume 1) Fim-diastólica vs. volume sistólico final da calibração salina e 2) linha de volume volume = End-End-sistólica diastólica. O cruzamento destas linhas fornece a V P, o qual é calculado o volume por pressão do software de análise de ciclo. </li></ol></li><li> Digite condutância ao volume (RVU) em relação opções de canais de volume (Figura 1F) </li><li> Linha de Base relação ciclo pressão-volume Meça <ol><li> Selecione 8-10 ciclos cardíacos de canais de pressão e volume uma vez atingido o estado estacionário (Figura 2A) ea exportação para a análise suaveware. Identificar 5-6 laços expiratória final (Figura 2B) </li><li> Use o valor p V para corrigir a condutância paralela. Escolha a opção &quot;estado estacionário&quot; e gerar uma tabela de resumo hemodinâmico (Figura 2C) </li></ol></li><li> Medida Relação ciclo pressão-volume durante a constrição aórtica <ol><li> Selecione 8-10 ciclos cardíacos de canais de pressão e volume que correspondem a constrição aórtica antes do aumento de diastólica final (Figura 3A) e exportação de software de análise. Identificar 5-6 laços expiratória final (Figura 3C) </li><li> Selecione análise &quot;Contractilidade&quot; (Figura 3B), que irá calcular o volume Pressão Relação sistólico final (ESPVR) </li></ol></li><li> Medida Relação ciclo pressão-volume durante IVC constrição <ol><li> Selecione 8-10 ciclos cardíacos de canais de pressão e volume que correspondem a IVC constrição (Figure 4A) e exportação de software de análise. Identificar 5-6 laços expiratória final (Figura 4B) </li><li> Selecione análise &quot;Contractilidade&quot; (Figura 3B), que irá calcular Preload recrutável Trabalho Curso (PRSW) (Figura 4C), máxima dP / dt vs EDV (Figura 4D), bem como a ESPVR e relação do volume a pressão diastólica final (Figura 4E) </li></ol></li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Nós descrevemos um método para perfoming análise do lacete pressão-volume usando um cateter de condutância em camundongos, para derivar análises abrangentes, tanto a contratilidade cardíaca e relaxamento. Suga, Sagawa e seus colegas utilizaram pressão-volume loops para definir medidas de contratilidade cardíaca, especificamente a inclinação da ESPVR, ou a elastância sistólica final (es E), e E max. Elastância, definida pela relação de pressão para o volume (P / V), varia ao longo da duração da sístole. Durante cada sístole, a elastância instantânea é dependente da freqüência cardíaca e contratilidade cardíaca, mas é em grande parte independente da pré-carga ou da pós-carga 3,17. Assim, o pico Elastância ou Emax é usado para definir a contractilidade cardíaca que é em grande parte independente das condições de carga de ciclos cardíacos individuais 18. Um termo contractilidade intimamente relacionados, ES E é definido pela inclinação da ESPVR longo de uma série de ciclos cardíacos em um engodo estávelcondição. Enquanto E es aparece linear sobre uma gama limitada de cargas, es E pode ser curvilínea e curvilinearity está correlacionada com o estado contrátil 19. Um aumento no es E ou E max indica o aumento da contratilidade e diminuição da contratilidade indica diminuída. Além de E es ou E max, os dados de loop pressão-volume pode ser usado para derivar índices de contratilidade alternativos, tais como: dP / dtmax-EDV relação 20, o trabalho do curso pré-recrutável (PRSW) 21 ou máximas power-EDV relações 22. Estes parâmetros alternativos examinar a resposta cardíaca ao longo de uma gama pre-cargas e pode ser obtido com IVC constrição. Vale a pena notar que, enquanto ESPVR é relativamente independente da carga, este não é absoluta. Existem diferenças na ESPVRs derivados de constrição aórtica ou IVC 23, com constrição aórtica ter um impacto maior sobre a duração da sístole e da extensão do encurtamento8. Semelhante ao ESPVR, a relação pressão-volume diastólica final (EDPVR) fornece uma medida independente de carga de complacência cardíaca. Esta relação é determinada por identificação diastólica final através de uma variedade de condições de carga, o qual é, em seguida, encaixar, quer um modelo exponencial definida como P = α (e ss V-1) P0 + (α é uma rigidez e coeficiente de escalonamento, SS = coeficiente de rigidez da câmara e P 0 = pressão em um volume 0) 8 ou um modelo linear (como mostrado na Figura 4C). Análise de ciclo de pressão-volume pode fornecer informações adicionais sobre a função diastólica. Uma medida de relaxamento activo é derivado a partir da queda de pressão isovolumétrica ventricular durante o relaxamento. O decaimento monoexponencial da taxa de pico de relaxamento para o aparecimento de enchimento ventricular esquerdo é expressa como constante de tempo T 8. A medição da condutância paralela é crítico para a avaliação do cavolume de rdiac. Embora se tenha descrito o uso de calibração salina para avaliar a condutância paralela, um corpo crescente de literatura identificou métodos alternativos para avaliar a condutância paralelo. Calibração Saline utiliza a equação de Baan 9, em que α é fator de correção campo uniforme. No entanto, a parede do coração em movimento altera o campo elétrico aumentando assim a emissão de uma dinâmica constante α 24. Além disso, a contribuição da parede ventricular para condutância varia durante a diástole e a sístole, no entanto, a solução salina de calibração utiliza um valor fixo para a condutância paralelo 24. Para resolver isso, os conceitos de tempo variando correção campo, denominada equação de Wei, e condutância paralela instantânea, chamadas de &quot;admissão&quot;, foram elaborados 25. Micro-cateteres mais recentes que medem admissão foram criados e utilizados com sucesso em modelos de injúria cardíaca 1. Estas tecnologias representam um signiavanço signi- na avaliação da análise de ciclo de pressão-volume. Os parâmetros sistólica e diastólica obtidas a partir de análise de ciclo de pressão-volume fornece uma avaliação abrangente da função cardíaca. A exatidão e precisão dessas análises dependem de atenção ao detalhe experimental. Para obter uma boa qualidade laços cardíaca pressão-volume em ratos, um operador hábil é crucial. Além disso, é preciso ter cuidado na seleção da anestesia, ventilação adequada, a temperatura do corpo, e posicionamento do cateter no VE. A análise correta dos dados obtidos dependerá de instrumento consistente, salina e calibração cuvete. Estes aspectos são destacados nestes métodos escritas e vídeo que acompanha deve fornecer uma estrutura sobre a qual a embarcar em esses estudos fisiologia cardíaca. Solução de problemas 1. A hipotensão ou bradicardia em estado basal: pressão arterial rato normal e no coração rcomeu foram resumidos por nos comentários anteriores deste tópico 11. a) Assegurar que a temperatura do corpo está acima de 36 ºC usando um termômetro retal. Se abaixo de 36 ° C, uma almofada de aquecimento ou lâmpadas de aquecimento pode ser utilizado para elevar a temperatura do corpo do rato. b) Avaliar para o sangramento durante o procedimento cirúrgico. A hemostase pode ser conseguida com pressão manual ou com cauterização. Perda de volume significativo pode ser tratada com bolus de fluidos salinos. c) Avaliar se o mouse está sobre-anestesiados. Se este é suspeita, bolus de fluidos salinos podem ser usadas para o tratamento da hipotensão. De nota, a cetamina / xilazina, que é utilizado para as experiências demonstraram, pode ser cardiodepressive. Alternativamente, a anestesia inalada utilizando isoflurano (3-4% de indução, manutenção 1,5% misturou-se com 95% de oxigénio e 5% de CO 2) pode ser substituído. Agentes anestésicos alternativos, como uretano (800 mg kg-1) / etomidato (5-10mg kg -1) / morfina (2 mg kg -1) ou pentobarbital de sódio (40-80 mg kg-1) pode ser administrado por via intraperitoneal 11. 2. O ruído nos canais de pressão ou de volume: Isto pode resultar de interferência eletromagnética ou um cateter condutância quebrado / sujo. Fazer uma avaliação cuidadosa dos dispositivos eletrônicos que podem contribuir para interferência. Se o ruído persistir, examinar a condutância cateter sob um microscópio para avaliar o material aderente ou danos para a ponta do cateter. Se possível, experimente um cateter condutância fresco para ver se ele remédios o problema. 3. gravação Volume deriva ao longo do tempo: Isto pode ser devido a um tempo de aquecimento inadequada para o módulo de hemodinâmica. Permitir que o módulo para aquecer por 30 minutos antes de etapas de calibração e análise. 5. Volume leitura é maior do que o esperado: Isso pode ocorrer se o volume medido não foi corrigida para a condutância paralela. Perform a calibração salina descrito no protocolo passo 6 para obter a condutância paralelo. 6. volume de pressão de má qualidade ciclos: O laço de pressão-volume ideal tem uma aparência quadrada ou retangular (veja a Figura 2, por exemplo). Se a forma do laço é irregular, manipular suavemente ou torcer o cateter condutância na cavidade do VE para ver se altera a forma do laço. A nossa abordagem preferida para acessar o LV é através da artéria carótida (Protocolo passo 3.1), pois esta não exige abertura do tórax, o que pode comprometer a hemodinâmica. No entanto, a abordagem da carótida pode ser propenso a um cateter artefato laços irregulares. Assim, uma abordagem apical (Protocolo passo 3.2) pode ser usado para resolver esta questão.

Análise de ciclo de volume pressão cardíaca fornece informações detalhadas da função cardíaca e são o padrão ouro para avaliação funcional 1. Embora as técnicas de imagem, como a ecocardiografia ou a ressonância magnética cardíaca fornecer medidas funcionais, estas medidas são altamente dependentes de condições de carga. Medidas independentes de Carga, de contratilidade cardíaca e relaxamento requerem medições dinâmicas da pressão ventricular e relação do volume em um intervalo de pré-carga e pós-carga. Esta compreensão da relação pressão-volume decorre do trabalho inovador de Sagawa e colegas 2,3. Eles demonstraram em ex vivo corações caninos perfundidos que o loop de pressão-volume derivados medidas de contratilidade foram independentes de condições de carga 4. Na aplicação in vivo destas análises tornou-se possível, com o desenvolvimento de cateteres de condutância na década de 1980. Este avanço técnico permitiu Kass e colegas para realizar a análise de ciclo de pressão-volume em humanos 5,6. Miniaturização dos cateteres de condutância e melhorias nas técnicas cirúrgicas no final de 1990 de 7 feita a análise da função cardíaca roedor viável, permitindo estudos genéticos e farmacológicos para ser realizado. Este avanço, desde então, levar ao uso generalizado de análise de ciclo de pressão-volume e tem gerado uma grande quantidade de conhecimento sobre fisiologia cardíaca mamíferos. Um conceito fundamental na utilização de cateteres de condutância e a interpretação dos dados obtidos a partir dele, é a relação entre o volume e a condutância. A condutância é inversamente relacionada com a tensão, que é medida através de um cateter com eléctrodos colocados proximal, geralmente colocada por baixo da válvula aórtica, e distalmente, no apex LV 8. Alterações na tensão ou condutância são medidos por mudanças na corrente que flui de proximal para distal do eletrodo. Embora a piscina de sangue contribuems significativamente a condutância, a contribuição da parede ventricular, denominado condutância paralela (V P), a condutância medido deve ser subtraído para se obter medições do volume do VE absolutos. Os métodos para efectuar esta correcção, chamado de calibração solução salina, são discutidos no protocolo abaixo. A relação matemática entre a condutância e de volume, descrito por Baan e colegas, é que o volume = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), onde fator de correção α = campo uniforme, ρ = resistividade sangue, L = distância entre os eletrodos, G = condutância e G p = condutância não-sangue 9. De nota, o fator de correção de campo uniforme em camundongos aproxima de 1,0 devido a pequenos volumes de câmara 10. Juntamente com transdutores de pressão, o cateter condutância fornece dados de pressão e volume simultânea em tempo real. Pressu cardíacare-análise do volume apresenta determinadas vantagens sobre outras medidas da função cardíaca, já que permitem a medição da função ventricular independente das condições de carga e de frequência cardíaca. Índices cardíacos independente de carregamento específicos de contratilidade incluem: sistólico final do volume de relação de pressão (ESPVR), d P / d t max relação volume de -end-diastólica, elastância máxima (E máx) e pré-carga de trabalho do curso recrutável (PRSW). Uma medida independente de carga da função diastólica é a relação do volume a pressão diastólica final (EDPVR) 11. O protocolo a seguir descreve o comportamento de análise de ciclo de volume pressão cardíaca, usando tanto um carótida e uma abordagem apical. Embora a metodologia para executar estes estudos foram descritas em pormenor anteriormente 8,11, iremos analisar os passos chave para obter medições de pressão-volume preciso, incluindo tanto a correcção de solução salina e de calibração cuvete, e fornecer uma demonstração visual de Tsprocedimentos e. Pesquisas com animais realizados para este estudo foi tratado de acordo com os protocolos aprovados e os regulamentos de protecção dos animais do Comité de Conservação e Uso do Duke University Medical Center animal Institucional.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xylazine)&amp;nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA no. 139-236</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anesthesia machine</td></tr><tr><td>Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Tubing kit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-1049</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket&amp;nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Illuminator</td><td>Cole&amp;ndash;Parmer</td><td>41720</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Graefe forceps, curved&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Moria MC31 forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Mayo scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Halsey needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Olsen&amp;ndash;Hegar needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>disposable underpads</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Sterile gauze sponges, sterile&amp;nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators, sterile&amp;nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Surgical suture,&amp;nbsp; silk, 6-0&amp;nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>1 cc Insulin syringes&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Access 9 Hemostasis Valve</td><td>Merit Medical&amp;nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>1.4F conductance catheter&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamic software</td></tr><tr><td>animal clipper</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr></tbody></table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Análise de ciclo de pressão-volume pode ser usado para medir a função cardíaca em camundongos geneticamente modificados 14,15 ou camundongos submetidos a estudos de drogas 16. Lacetes de volume pressão representativos são fornecidos a partir de trabalhos publicados anteriormente 16 investigar o efeito de beta-arrestina inclinado AT1R ligando, TRV120023. Para testar se TRV120023 afeta a função cardíaca in vivo, análise do lacete pressão-volume foi realizada em camundongos selvagens que receberam bloqueadores dos receptores da angiotensina convencionais e novos. A infusão intravenosa de TRV120023 aumentou a contractilidade cardíaca significativamente (Figura 6 e Tabela 1, Figura modificado de Kim et al. AJP 2012 16). Medidas de contractilidade foram derivadas de constrição da aorta. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig1.jpg" /> Figura 1. pressão cardíaca e calibragem de volume.<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Em software ciclo de volume pressão, atribuir canais para gravações de pressão e volume. (A) Usando o módulo cateter hemodinâmica, definir configuração de volume para 5 RVU e 25 RVU e selecione os dois volumes, (B) opção Abrir sob o canal exibindo gravações de volume, (C ) Selecione conversão de unidade e aberto &quot;2 a calibragem de ponto&quot;, selecione &quot;ponto 1&quot; e atribuir como 5 RVU e selecione &quot;ponto 2&quot; e atribuir como 25 RVU, (D) Defina a pressão a 0 mm Hg e 25 mm Hg, (E ) Opções em aberto sob o canal exibindo gravações de pressão, (F) Selecionar a conversão de unidade e aberto &quot;2 a calibragem de ponto&quot;, selecione &quot;ponto 1&quot; e atribuir como 0 mm Hg e selecione &quot;ponto 2&quot; e assign como 25 mm Hg. Aceitar trabalhos, selecionando &quot;OK&quot;. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig2.jpg" /> Figura 2. Linha de Base Hemodinâmica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> (A) Imagens de canais de pressão e volume de ciclos cardíacos representativos em estado basal, (B) finais seleccionados expiratórios voltas iniciais de pressão e volume que foram corrigidos para a condutância paralela para análise. (C) Tabela de resumo hemodinâmica linha de base calculada a partir laços selecionados ; Pes, pressão sistólica End; Ped, pressão diastólica final; Ves, volume sistólico final; Ved, volume diastólico final; SV = Volume de ejeção <img alt="Figura 3" src= &quot;/ files / ftp_upload / 52942 / 52942fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3. A constrição aórtica Hemodinâmica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> (A) Imagens de canais de pressão e volume de ciclos cardíacos representativos durante a constrição da aorta, (B) Seleção de menu para realizar a análise da contratilidade, (C) seleccionados loops de pressão-volume durante a constrição aórtica para análise. (D) ESPVR medido a partir de loops de constrição aórtica . <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig4.jpg" /> Figura 4. IVC constrição Hemodinâmica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> </a&gt; (A) Imagens de canais de pressão e volume de ciclos cardíacos representativos durante IVC constrição, (B) selecionados loops de pressão-volume durante IVC constrição para análise. Usando o PV laços de VCI constrição, recruitable pré-carga de trabalho do curso (C), máxima dP / dt vs EDV (D), bem como ESPVR EDPVR e pode ser medido. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig5.jpg" /> Figura 5. Calibração Saline <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig5highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> (A) Imagens de canais de pressão e volume de ciclos cardíacos representativos durante a injeção de solução salina hipertônica (B) Selecionado injeção de solução salina pressão-volume laços f<html> ou análise. Note-se que a pressão permanecerá constante, enquanto o volume vai aumentar significativamente, (C) Seleção de menu para realizar a calibração salina, (D) linhas geradas de medida sistólico final vs volume diastólico final durante a injeção de solução salina e volume sistólico final = diastólica final volume. A intersecção dessas linhas fornece a condutância paralela do V p. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig6.jpg" /> Figura 6. alteração da contratilidade com Drug Administration Alterações na contractilidade cardíaca, medido por Elastância sistólico final, avaliada em ratinhos de tipo selvagem tratados com solução salina, losartan 5mg / kg / h ou TRV023 100 ug / kg / h durante 5 min. TRV023 ratinhos tratados desenvolveram um aumento significativo na Elastância final sistólica em comparação com os ratinhos tratados com losartan. * p &lt;0,05 vs Losartan por 1-way ANOVA. ontent &quot;fo: manter-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="tabela 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942table1.jpg" /> Tabela 1. Tipo Selvagem ratinhos; Perfil hemodinâmica em Resposta de β-arrestina 2 Biased AT1R Agonist Pressão sistólica final (ESP) diminuiu significativamente após TRV120023 (TRV) e infusão de losartan. Contractilidade cardíaca, ES E e E max foi significativamente aumentada em TRV120023 100 ug · · kg -1 min -1 infusão grupo. (* p &lt;0,01; † p &lt;0,05; ‡ p &lt;0,001, n = 5-6 / grupo). valores de p reflectem comparações com condições basais dentro do mesmo grupo de tratamento com a utilização de 1-way ANOVA. Parâmetros de contratilidade cardíaca foram obtidos utilizando um protocolo constrição aórtica. AT1R, tipo ANG II 1 receptor; HR, freqüência cardíaca; EDP, pressão diastólica final; ESV, volume sistólico final; EDV, volume diastólico final; E es, elastância sistólica final; Ef,fração de injeção; Emax, Elastância máxima; dP / dt max e dP / dt min, taxa máxima e mínima de mudança de pressão no ventrículo, respectivamente; τ, constante de relaxamento isovolumétrico. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942table1highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta tabela.</a>

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Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac Pressão-Volume Análise loop usando Conductance Cateteres em Ratos

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

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Universidad San Sebastian

Research

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Biology

19.4K visualizações.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 

Vídeo: Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

O cateterismo cardíaco em camundongos para medir o volume Pressão do relacionamento: Investigando o efeito Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Medicina

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

Grampo patch e Técnicas de Perfusão para estudar canais iônicos Expresso em Xenopus Oócitos

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Biologia

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Hemodinâmica Caracterização de roedores modelos de Hipertensão Arterial Pulmonar

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Bioengenharia Humanos Networks microvascular em camundongos imunodeficientes

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Avaliação Biventricular da Função Cardíaca e Alças Pressão-Volume por Cateterismo Fechado de Tórax em Camundongos

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

Resposta cardíaca à estimulação β-adrenérgica determinada pela análise do loop de pressão-volume

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Gravações de loop de volume de pressão biventricular fechadas com cateteres de admissão em um modelo suíno

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Monitoramento da função cardíaca de ratos usando a técnica de condutância pressão-volume

Real-Time Detection of Ferulic Acid Effects on Rat Left Ventricle Using Pressure-Volume Conductivity Catheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid method for evaluating cardiac function. Real-time monitoring of cardiac function is important for drug evaluation. Under closed-chest conditions, the miniature transducer, which is an important component of the pressure-volume catheter, enters the left ventricle of the rat through the right carotid artery. The device visualizes the changes in cardiac function during the experiment in the form of a pressure-volume loop. The actual volume of the ventricle is calculated by altering the conductivity of the blood by injecting 50 &#181;L of a 20% sodium chloride solution into the rat's left jugular vein. The actual volume of the rat's ventricular cavity is calculated by measuring the conductivity of the blood in a known volume using a pressure-volume conductance catheter. This protocol allows for continuous observation of the effects of drugs on the heart and will promote the rationale for the use of specialty ethnic drugs in cardiovascular disease.

Autor em destaque: Vantagens do método de medição de loop de pressão-volume na pesquisa cardiovascular

This protocol describes a method for measuring left ventricular pressure and volume using the pressure-volume conductance technique. This method enables continuous real-time monitoring of the effects of drugs on the heart.

Detecção em Tempo Real dos Efeitos do Ácido Ferúlico no Ventrículo Esquerdo de Rato Usando Cateter de Condutividade Pressão-Volume

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid ...

Cardiac Pressão-Volume Análise loop usando Conductance Cateteres em Ratos

Resumo

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O cateterismo cardíaco em camundongos para medir o volume Pressão do relacionamento: Investigando o efeito Bowditch

Grampo patch e Técnicas de Perfusão para estudar canais iônicos Expresso em Xenopus Oócitos

Hemodinâmica Caracterização de roedores modelos de Hipertensão Arterial Pulmonar

Bioengenharia Humanos Networks microvascular em camundongos imunodeficientes

Avaliação Biventricular da Função Cardíaca e Alças Pressão-Volume por Cateterismo Fechado de Tórax em Camundongos

Resposta cardíaca à estimulação β-adrenérgica determinada pela análise do loop de pressão-volume

Gravações de loop de volume de pressão biventricular fechadas com cateteres de admissão em um modelo suíno

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Detecção em Tempo Real dos Efeitos do Ácido Ferúlico no Ventrículo Esquerdo de Rato Usando Cateter de Condutividade Pressão-Volume

Detecção em Tempo Real dos Efeitos do Ácido Ferúlico no Ventrículo Esquerdo de Rato Usando Cateter de Condutividade Pressão-Volume