Name: use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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모든 동물 연구는 Purdue 동물 관리 및 사용 위원회에 의해 승인되었다.
1. 저유유 기화기 의 설치
<ol><li>이소플루란 또는 세보플루란 배달<ol>
<li>캐리어 가스 소스를 선택합니다. 내부 공기 펌프를 활용하려면 시스템 뒷면의 입구 포트에서 빨간색 캡을 제거하여 시스템이 실내 공기를 섭취할 수 있도록 합니다. 압축 가스를 사용하려면 15 PSI로 설정된 압력 조절기 또는 압력 감속기를 사용하고 시스템 뒷면의 압축 가스 포트에 연결합니다.</li>
		<li>숯 통을 배기 포트에 연결합니다.</li>
		<li>액세서리 커넥터를 시스템 전면의 피망 및 만료 포트에 연결합니다. 유도 챔버를 파란색 클립과 코 콘으로 나뭇가지에 연결하고 흰색클립(그림 1)을나뭇가지에 연결합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>기계적 환기용<ol>
<li>관착 커넥터 튜브를 노란색 코딩 클립(그림2)에연결합니다.</li>
		<li>데드스페이스 교정을 수행하여 인공호흡기를 교정합니다. 벤트 실행 화면에서터치 설정,다음 칼리브 & 테스트. 데드스페이스 교정을 선택하고 다이얼 B를누릅니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>맥박 산소 측정을 위해<ol>
<li>마우스STAT라는 레이블이 붙은 시스템 뒷면의 포트에 센서를 연결합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>온난화용<ol>
<li>시스템 전면의 '패드 파워' 포트에 데워밍 패드를 연결합니다.</li>
		<li>하나의 센서를 '바디 센서' 포트에 연결하고 다른 센서를 '패드 센서' 포트에 연결합니다. 패드 센서를 데밍 패드에 고정합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 설정 구성
<ol><li>마취용<ol>
<li>마취 시스템에 전원. Anest 실행 화면에서터치 업.</li>
		<li>마취제를 선택합니다. 터치 타입 Anest,다음 이소플루란 또는 세보플루란을선택 다이얼 B를 켭니다.</li>
		<li>주사기 크기를 설정합니다. 주사기 크기를터치한 다음 다이얼 B를 돌려 크기를 선택합니다.</li>
		<li>Anest 실행 화면으로돌아가려면 다시 터치합니다.</li>
		<li>병 상단 어댑터를 사용하여 주사기를 마취제로 채웁니다.</li>
		<li>주사기를 마취 시스템에 연결합니다. 필요한 경우 푸셔 블록을 뒤로 이동하려면 제거를 터치합니다.</li>
		<li>주사기를 프라임. 푸시어 블록이 주사기 플런저 의 상단에 닿을 때까지 푸시어 블록을 앞으로 이동하려면 프라임을 터치하고 누를 수 있습니다. 프라임 버튼을 누르는 동안 B를 돌리면 푸셔 블록 속도가 조절됩니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>기계적 환기용<ol>
<li>벤트 실행 화면 탭을 터치한 다음 설정합니다.</li>
		<li>체중을 터치하고 동물의 무게를 입력합니다.</li>
		<li>볼륨 또는 압력 제어 환기를 선택하려면 우선 순위를 터치합니다. 바디 웨이트 설정은 자동으로 적절한 호흡 속도와 조수 량을 설정합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>맥박 산소 측정을 위해<ol>
<li>Oxi 실행 화면 탭을 터치한 다음 설정합니다.</li>
		<li>HR을 터치하고 다이얼 B를 돌려 최소 허용 심박수 판독값을 설정합니다. 사전 설정을 사용할 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>온난화용<ol>
<li>따뜻한 실행 화면에서터치 설정. 온난화 방법 및 대상 온도 설정을 선택합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 마취 전달 시작
<ol><li>마우스 마취<ol>
<li>Anest 실행 화면에서터치 유도를 시작하여 공기 흐름을 시작합니다. 기본 유도 유량은 500mL/min입니다. 터닝 다이얼 A는 필요에 따라 유량을 조정합니다.</li>
		<li>마우스를 유도 실에 놓고 뚜껑을 단단히 닫습니다. 마취제 농도 다이얼을 이소플루란의 경우 3%로 조정합니다.</li>
		<li>마우스가 원하는 마취 평면에 도달 할 때까지 모니터링, 호흡 속도의 감소와 챔버가 기울어질 때 오른쪽 반사의 손실에 의해 결정. 필요에 따라 마취제 농도 다이얼을 조정합니다.</li>
		<li>동물이 오른쪽 반사를 잃고 충분히 마취되면, 터치 정지 유도.</li>
		<li>원하는 경우 플러시 챔버를 터치하여 잔류 마취 가스의 챔버를 비웁웁입니다.</li>
		<li>코 콘으로 이어지는 클램프를 열고 챔버로 이어지는 클램프를 닫습니다.</li>
		<li>터치 시작 코 콘. 바디 웨이트 설정은 다이얼 A를 돌려 수동으로 조정할 수 있지만 코 콘 유량을 결정합니다.</li>
		<li>즉시 코 콘에 맞고 적외선 온난화 패드에 동물을 중심으로 합니다.</li>
		<li>동물 센서를 직장 프로브로 삽입합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 기계 환기 시작
<ol><li>동물을 삽관합니다.<ol>
<li>동물을 마취시키면서 삽관 단계로 옮기는 다.</li>
		<li>수직 관착 단계에 고정된 실을 사용하여 위절개에서 동물을 일시 중단합니다(도3).</li>
		<li>동물의 혀를 옆으로 부드럽게 변위시키고 삽관 키트에 제공된 조명을 사용하여 기관지 시각화합니다.</li>
		<li>기관관을 조심스럽게 삽입하고 작은 공기 방광을 튜브에 연결하고 폐가 팽창하는지 확인하여 올바른 배치를 확인하십시오.</li>
	</ol>
</li>
	<li>내막 튜브를 환기 튜브에 연결합니다.</li>
	<li>터치 스톱 코 콘,다음 터치 시작 인공 호흡기. 참고: 바디 웨이트 설정은 자동으로 적절한 호흡 속도와 조수 볼륨을 결정합니다. 압력 제어 환기를 수행하기 위해 수술 프로토콜에 따라 필요에 따라 인공호흡기 설정을 조정하여 15-18cm H2O. 사이의 표적 피망 압력을 설정합니다.</li>
</ol>5. 생리적 모니터링 시작
<ol><li>동물의 뒷발에 센서를 놓습니다(그림4). 펄스 옥시미터는 HR 및 SpO2를 자동으로 읽기 시작합니다. Oxi 실행 화면 탭을 터치하여 펄스 산소 측정 데이터를 봅니다.</li>
</ol>

<ol>
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이 프로젝트는 켄트 과학 공사에 의해 장비와 자금으로 지원되었다. 저자 크리스타 비기렐리와 데이브 피츠밀러는이 문서에 사용되는 장비를 제조 켄트 과학 공사의 직원입니다. 이 문서의 오픈 액세스 출판은 켄트 과학 공사에 의해 후원된다.

이 디지털 저유량 마취 시스템은 마취, 환기, 온난화 및 생리 적 모니터링 시스템을 단일 장비에 통합합니다. 또한 시스템에는 내부 펌프가 포함되어 있어 캐리어 가스로 사용하기 위해 주변 공기를 끌어들이므로 압축 가스공급원이 필요하지 않습니다.
이 절차에서 시스템은 마취 기화기, 기계 식 인공 호흡기, 펄스 산소계 및 온난화 패드를 대체하는 유일한 장비로 사용됩니다. 우리는 이전에 100mL /min2의유량으로 마취 전달을 시연했습니다. 유량 설정은 유량이 사용되는 액체 마취제의 양을 직접 제어하기 때문에 이 마취 전달 기술에 매우 중요합니다. 우리는 또한 이전에 낮은 유량을 사용하여 마취액1,2를저장하는 방법을 시연했다. 전통적인 기화기가 기계 식 인공호흡기에 연결되어 있는 경우, 기화기는 가스 스트림의 인공 호흡기 입구 샘플을 연속적으로 실행해야 합니다. 통합 인공호흡기를 사용하는 디지털 기화기의 경우 환기에 필요한 가스만 인공호흡기에 의해 출력됩니다. 이를 통해 마취액, 담체 가스 및 숯 필터와 관련된 비용이 줄어듭니다.
저유동 디지털 기화기를 사용하는 데는 많은 장점이 있지만 한계도 있습니다. 이 시스템은 설치류 및 기타 작은 포유류에 이상적인 낮은 유량으로 작동하도록 설계되었지만 1000 mL /min의 유량 위의 마취를 제공하지 않습니다. 따라서 이 특정 시스템은 작은 동물 종에만 적합합니다. 통합 펄스 산소계에는 발 만 사용하기 위한 센서가 포함되어 있습니다. 센서는 특정 수술 절차에 제한이 있을 수 있는 꼬리에 사용하기 위해 권장되지 않습니다. 또한, 발 센서를 통해 이 시스템을 통해 호흡 속도를 모니터링할 수 있지만, 장기간 에 걸쳐 일관된 호흡 기록을 얻기어려울 수 있다. 마지막으로, 기존의 기화기와는 달리,이 디지털 시스템은 전기가 필요합니다. 배터리는 정전시 또는 정전 시 전력을 사용할 수 없으며 몇 시간 동안 사용하여 시스템에 전원을 공급할 수 있습니다.
이 설치 및 프로토콜은 통합 인공 호흡기 및 생리 모니터링 모듈이 있는 디지털 저유량 마취 시스템의 안전하고 효과적인 사용을 보여줍니다. 이 설정은 제한된 벤치 공간이있는 실험실또는 여러 개의 장비와 외과 필드 근처에 튜브를 보관하는 것이 불가능하지 않은 실험실에 유용합니다. 압축 가스 탱크및 별도의 생리 모니터링 장비의 제거를 포함하여 올인원 시스템에는 많은 이점이 있습니다. 전반적으로, 이 통합 시스템은 전통적인 기화기의 사용이 이상적이지 않은 그룹에 의해 고려될 수 있었습니다.

동물 모델과 관련된 연구에는 종종 특수 데이터 수집 장비가 필요합니다. 작은 동물 수술에 일반적으로 사용되는 마취 기화기의 두 가지 일반적인 유형이 있습니다. 전통적인 마취 기화기는 대기압 및 가스 흐름1,2,3,4,5,6,7,8,9,10에기초한 휘발성 마취제의 수동기화에의존한다. 0.5L/min에서 10L/min의 유량으로 작동하도록 설계되어 대형 동물모델(11)에이상적입니다.
우리는 최근에 기존의 기화기(12) 및13에비해 저유동 디지털 기화기의 효과를 입증했다. 저유동 디지털 마취 시스템은 동물의 분부14,15,16의매우 낮은 유량으로 코 콘에 동물을 유지하는 데 사용할 수 있습니다.
디지털 마취 시스템을 사용하는 데는 많은 이점이 있습니다. 캐리어 가스로 사용하기 위해 주변 공기를 끌어들이는 내장 펌프가 내장되어 있습니다. 이를 통해 사용자는 압축 가스를 사용하지 않고 마취를 투여할 수 있습니다. 최근 연구17,18 캐리어 가스로 산소 대신 공기를 사용 하 여 많은 절차에 도움이 될 수 있습니다 제안 했다.
생리적 모니터링 및 온난화 기능은 디지털 저유량 마취 시스템에설치할 수도 있습니다. 대부분의 기관에서동물 온난화 및 생리적 모니터링은 기관 동물관리및 이용위원회(19,20,21,22)에의해 요구된다. 마취제의 생리적 효과를 비교한 연구는 체온, 심장 기능 및 호흡기기능(23,24,25)의급격한우울증을보였다. 동물을 온난화 패드에 배치하여 정상 체온을 모니터링하고 유지하려면 종종 필요합니다. 따뜻한 온수기, 전기 난방 패드 및 열등과 같은 동물 온난화 방법은 많지만 각각에는 상당한 단점이 있습니다. 동물 온난화의 다른 방법을 비교 하는 연구에서, 원 적외선 온난화 가장 유익한 것으로 나타났습니다26. 디지털 기화기는 특정 동물 체온을 유지하기 위해 가정용 원적외선 온난화에 내장되어 있습니다. 이렇게 하면 추가 온난화 패드 컨트롤러에 대한 요구가 제거됩니다.
맥박 산소측정은 체온을 모니터링하는 것 외에도 동물의 심박수와 산소 포화도를 모니터링하는 인기 있는 방법입니다. 이 비침습적 방법은 간단하고 정확하며, 혈액 산소화 수준을 조절하는 동물의 능력에 대한 전반적인 평가를 제공합니다. 펄스 암소측정을 위한 발 센서는 이전에2를시연한 바와 같이 마취 시스템에 연결할 수 있다.
기계적 환기는 동물이 마취기간이 길거나 동물의 호흡 패턴을 제어해야 할 때 종종 필요합니다. 저유동 디지털 기화기는 압력 또는 볼륨 제어에서 제어된 호흡을 전달할 수 있는 능력을 가지고 있습니다. 통합 된 인공 호흡기는 외부 인공 호흡기 및 과도한 튜브 설정 요구 사항에 대한 필요성을 제거합니다.
이러한 모든 일반적인 모니터와 기능이 단일 장비로 결합되므로 튜브 설정이 실질적으로 간소화됩니다. 이 프로토콜의 목적은 올인원 디지털 마취 시스템의 설정 및 사용을 입증하는 것입니다.

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

저유동 디지털 기화기는 일반적으로 주사기 펌프를 사용하여 휘발성 마취제를 반송가스 스트림으로 직접 관리합니다. 동물 복지 권고에 따라 동물은 마취를 요구하는 시술 중에 따뜻해지고 모니터링됩니다. 일반적인 마취 및 생리 적 모니터링 장비에는 가스 탱크, 마취 기화기 및 스탠드, 온난화 컨트롤러 및 패드, 기계 환기기 및 맥박 산소계가 포함됩니다. 컴퓨터는 데이터 수집 및 장비 소프트웨어를 실행하는 데도 필요합니다. 작은 공간에서 또는 현장 작업을 수행할 때 제한된 공간에서 이 모든 장비를 구성하는 것이 어려울 수 있습니다.
이 프로토콜의 목표는 압축 산소와 실내 공기를 모두 사용하는 저류 디지털 기화기의 사용 모범 사례를 시연하는 것이며, 통합 기계식 인공호흡기, 맥박 산소계 및 원적외선 온난화를 설치류에 이상적인 올 인클루시브 마취 및 생리적 모니터링 제품군으로 사용하는 것입니다.

10주 된 남성, 야생형 C57Bl6j 마우스의 무게는 25.41± 0.8g의 마우스가 이 연구에 사용되었다. 마우스는 마취및 코 콘에 유지되거나 삽관하였으며 심박수와 산소 포화도를 모니터링하는 동안 1.5-2.5%의 이소플루란을 가진 통합 기계 식 인공호흡기에서 유지관리되었다. 동물들은 미세 절연 조정에 그룹 수용되었고, 병으로 표준 설치류 차우와 물에 무료로 접근할 수 있었습니다.
심박수 및 SpO2는 맥박 산소측정을 통해 유지 보수 중에 모니터링하였다(도5, 도 6,및 도 7,). 체온은 적외선 가열 패드 및 열램프를 통해 36.5-37.5 °C에서 유지되었습니다. 환기 동물은 통합 코 콘을 가진 삽관 스탠드를 통해 삽관 절차 도중 이소플루란의 연속납품을 수신했습니다. 각 마우스는 15분 동안 실내 공기(RA) 또는 산소(O2)의 141mL/min을 초과하지않는 낮은 유량으로 코 콘에 성공적으로 환기 또는 유지관리되었다. 동물의 심박수와 혈액 산소 포화도는 모든 그룹에 대한 측정에서 몇 가지 중요한 변화와 함께 안정적으로 유지되었습니다. SpO2는 모든 그룹에 대해 82-99 % 사이로 유지되었으며 체온은 36.5-37.5 ° C 사이에서 유지되었습니다. 우리는 펄스 옥시미터와 체온의 두 위치가 SpO2 측정에 영향을 미치는 것을 관찰했습니다. 우리는 펄스 옥시미터에서 무효 판독을 관찰하는 경우, 우리는 코어 체온을 안정적으로 유지하기 위해 센서및 가열 수준의 배치를 조정했다.
본페로니 보정을 하는 양방향 ANOVA는 도 5, 도 6및 도 7에서데이터의 중요성을 결정하기 위해 수행되었다. p-값0.05 미만은 중요한 것으로 간주되었습니다. 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> 그림 1: 마취 유도 및 코 콘 유지 보수를 위한 튜브 설정 다이어그램. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> 그림 2: 마취 유도, 삽관 및 환기를 위한 튜브 설정 다이어그램. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> 도 3: 마우스는 통합 코 콘을 가진 관착 스탠드를 통해 관관 절차 도중 이소플루란의 연속 납품을 수신하였다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> 그림 4: 뒷발 위에 통합 펄스 산소계 센서 배치. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> 그림 5: 15분 이상 평균 심박수 ± 실내 공기(RA) 또는 100%산소(O2)가코 콘을 통해 전달되거나 기관관(n=5/그룹)을 통해 환기됩니다. 그룹 간에 는 큰 차이가 관찰되지 않았습니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> 그림 6: 저유질 마취 시스템으로 초기 마취 유도 후 기록된 심박수 값(bpm). 평균 심박수 값은 15분 동안 30초 간격으로 계산됩니다. 각 데이터 포인트는 각 그룹의 모든 동물의 ± SD(n=5)를 나타냅니다. 심박수에 있는 중요한 변경은 어떤 단에 있는 15 분 기간 동안 관찰되지 않았습니다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> 그림 7: 조직 산소 포화 수준 (%) 낮은 유량 마취 시스템으로 초기 마취 유도 후. 평균 SpO2 값은 15분 동안 30초 간격으로 계산됩니다. 각 데이터 포인트는 각 그룹의 모든 동물의 ± SD(n=5)를 나타냅니다. SpO2의 중요한 변화는 어떤 그룹에서도 15분 동안 관찰되지 않았다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

여기서, 우리는 통합 된 인공 호흡기 및 생리 모니터링 모듈을 갖춘 디지털, 저류 마취 시스템을 사용하여 마우스에게 마취 가스를 안전하고 효과적으로 투여하는 프로토콜을 제시합니다.

설치류를 위한 통합 저유량 마취 기화기, 인공호흡기 및 생리적 모니터링 시스템 사용

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

5.8K 조회수.  Kent Scientific Corporation. 여기서, 우리는 통합 된 인공 호흡기 및 생리 모니터링 모듈을 갖춘 디지털, 저류 마취 시스템을 사용하여 마우스에게 마취 가스를 안전하고 효과적으로 투여하는 프로토콜을 제시합니다.

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Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

로컬 또는 전신 약물 개입 후 마우스의 휘발성 전신 마취 감도의 변화를 평가

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

연구

의학

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

고립의 방법<em&gt; 전의 VIVO</em쥐 모델에서&gt; 폐 관류 : 쥐 EVLP 프로그램 개발에서 교훈을

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

비 금지 EEG Radiotelemetry : 경막 외 및 깊은 뇌내 정위 EEG 전극 위치

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

신경과학

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

마우스 및 쥐에 대한 낮은 흐름 디지털 마취 시스템의 사용

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

마우스에 있는 Laminectomy 및 척수 창 이식

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

강제 진동 기술을 사용하여 마우스의 호흡기 시스템 역학의 평가

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

생물학

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

마우스 폐 내 선택적 에이전트 침착을 개선하기 위한 직접 기관내 투여

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

생쥐의 폐쇄 흉부 카테터 삽입에 의한 심장 기능 및 압력-부피 루프의 양심실 평가

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

마우스에 압력 볼륨 루프 측정

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

도립 현미경을 사용하여 피부 세포 역학을 추적하는 생체 내 이미징

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

저자 스포트라이트: In Vivo Intravital Imaging을 위한 도립 컨포칼 현미경 사용 도구 개발 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

도립 컨포칼 현미경에서 상피 조직 역학의 장기 모니터링을 위한 간소화된 생체 내 이미징 접근 방식

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...