This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

참고 : 쥐의 사용을 포함하는 모든 실험 절차는 듀크 대학의 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인 된 프로토콜에 따라 수행되었다. 기관 흡인 삽관 정맥 1. 준비 <ol><li> 펜치와 2 인치 14 G의 angiocathether 바늘의 바늘 끝을 잘라. </li><li> 바늘의 루멘 바늘 코 펜치 폐쇄 핀치. </li><li> 절단 집게 오픈 루멘의 가장자리 부까지 조여진 부분을 절단하고, 나머지 30 단부 양쪽 가장자리를 컷 - 니들 에지에 45 ° 각도. </li><li> 바로 슬립 조인트 플라이어의 개방 영역으로 캐 뉼러의 4mm와 약간 위쪽으로 곡선 끝에서 형성 될 때까지 위쪽으로 당겨 - 아래 3 놓습니다. 참고 :이 기관 (그림 1)에 카테터를 연출 촉진 할 것이다. </li><li> 캐 뉼러의 끝 가장자리를 부드럽게 미세 사포를 사용한다. </li><li&gt; angiocatheter 튜브에 무딘 악기를 돌려줍니다. 튜브가 무딘 바늘보다 약간 짧은 있는지 확인하십시오. </li></ol> 2. 사전 외과 적 치료 <ol><li> 조작 영역 위에 10X 배율로 설정 운영 현미경을 배치하여 절차 사이트를 설정. </li><li> 운영 지역에 온난화 패드를 놓고 깨끗한 흡수 패드 커버. </li><li> 수술 부위 근처의 심장 박동과 혈액 산소 모니터를 설정합니다. </li><li> 무게 기반 약물 투여 (예를 들면, 수술 후 진통제, 항생제, 또는 림프구 고갈 항체)에 대한 쥐의 무게를. 참고 : - 450 g의 일반적인 성인 쥐 (350) 사이의 무게. </li><li> 유도 챔버를 사용하여 기화 3 % 이소 플루 란 O-2 (3 L / 분)와, 진정 쥐 활성탄을 함유하는 폐 마취제 가스 소기 배기 시스템. 마취 유도 5 분 기관 내 삽관에 필요한 깊은 마취를 제공 할 수 있습니다. </li><li> 피하 쥐 이전에 삽관 및 수술을 진행하기로 카프로 펜 또는 Meloxicane (4.4 ㎎ / ㎏)을 관리합니다. </li><li> 삽관 전에 마취 쥐의 목과 가슴을 면도 전기 면도기를 사용합니다. </li></ol> 3. 삽관 <ol><li> 삽관 정맥의 끝 부분에 윤활 소량 (예를 들어, KY 젤)을 마찰하여 삽관 설치를 준비합니다. 커넥터 튜브를 통해 이소 플루 란 가스의 흐름을 시작하기 위해 인공 호흡기를 켭니다. </li><li> 삽관 장치에 쥐를 전송하고 그 상부 앞니 (그림 2A)에 의해 금속 막대에 쥐를 일시 중지합니다. 주 : 특정 삽관 장치가 온라인으로 구입하실 수 있습니다. 여기에 표시된 모델은 부탄 토치를 사용하여 2 × 4 인치 허리 부분의 섹션 주위에 성형 아크릴 시트를 사용하여 만든되며, 보강을 클로로포름으로 연결됩니다. 바 (또는 금속 와이어) (S) 상에 배치 된 마스킹 테이프 위에 천공 홀에 의해 부착되고아크릴의 IDE는 분열 또는 갈라짐을 방지합니다. </li><li> 목 (그림 2B)의 복부 표면에서 2cm - 유연한 고휘도 광원 1을 배치하여 쥐의 목을 횡단는-조명. </li><li> 부드럽게 위쪽과 아래쪽 치아의 측면에 혀를 당겨 학생 표준 패턴 집게 한 쌍을 사용합니다. 파지 한 손의 엄지 손가락과 집게 손가락의 혀의 하단부에 대해 포셉 일측의 평평한 내측 표면 사이에 배치하는 동안 혀. 눌러 복부 후두 (그림 2C)의 후두개와 조리개를 노출한다. </li><li> 성대를 시각화하고 angiocatheter의 허브가 앞니에 닿을 때까지기도로 열린 성문을 통해 전방 삽관 정맥의 위로 향하게 한, 무딘 끝을 안내합니다. </li><li> 금속 탐침을 제거하고, 이소 플루 란과 환기를 시작 angiocatheter 개방에 마취 튜브를 연결합니다. 참고 : 일반적인 산소 플로인공 호흡기 w 비율은 3 % 이소 플루 란 3 L / 분이다. <ol><li> 14 mmHg로 - ~ (12)의 압력을 달성 볼륨 조절 환기 모드 60 호흡 / 분의 속도로 인공 호흡기를 설정한다. 3cm의 H 2 O의 기말 양압 (PEEP)을 사용하여 </li></ol></li><li> 기관 내 튜브의 적절한 배치를 보장하기 위해 인공 호흡기와 동기화 양측 흉벽 확장을 관찰합니다. </li><li> 마취 동안 건조를 방지하기 위해 쥐의 눈에 수의사 권장 눈 연고를 적용합니다. </li><li> 마취 동안 건조를 방지하기 위해 쥐의 눈에 수의사 연고를 적용합니다. </li><li> 천 테이프의 스트립 쥐의 머리에 기관 내 튜브를 고정합니다. 기관 내 튜브와 마취 유입 튜브 사이의 확고한 연결을 확인합니다. </li><li> 쥐의 발에 혈액 산소와 심장 박동 모니터를 연결하고 모니터링을 시작합니다. 아무 반응에에 존재하지 확인하여 적절한 마취를 확인전자 핀치. </li></ol> 4. 개흉술과 흉선 <ol><li> 프로 시저의 전체 표준 무균 기술을 따르십시오. <ol><li> 작업 영역과 운영 테이블을 청소하고 70 % 에탄올 용액으로 소독. </li><li> 절차를 수행하는 동안 멸균 수술 장갑을 사용하고, 절차를 수행하는 동안 사용되는 모든 장비와 자료를 압력솥. </li><li> 전체 가슴 부분에 프로 비돈 요오드를 적용하고 건조 할 수 있습니다. 그 후 거즈에 70 % 에탄올로 피부의 표면을 세정. 멸균 운영 필드를 표시하도록 구멍을 절단 투명한 플라스틱 포장으로 쥐를 커버. </li></ol></li><li> 상부 흉부 지역에서 흉골 노치를 확인합니다. 흉골 노치 위 3mm와 무딘 팁 시어 가위를 사용하여 흉골을 따라 말단 중간 선 연장 - 2를 시작하는 피부를 통해 2cm의 중간 선 절개를합니다. </li><li> 다시 무딘 팁 시어 가위를 사용하여 흉골 노치에서 1.5 cm 중간 흉골 절개를 수행합니다. 케이그냥 천천히 흉골 미리 아래에있는 가위의 아래쪽 가장자리를 EEP​​. </li><li> 사전 기관 스트랩 근육 (sternohyoid 및 sternothyroid 근육)을 나타 내기 위해 단지 분리 된 흉골 및 오픈 아래에 작은 셨기 견인기를 삽입합니다. 무딘 Graefe 씨의 집게를 사용하여 이전 기관 스트랩 근육을 분리합니다. 주 :이 시점에서, 기관지를 볼 수 있고, 삽관 튜브는 기관 내부 가시화되어야한다. </li><li> 분리 된 스트랩 근육과 흉골 아래에있는 작은 셨기 트랙터의 접지 단자를 배치합니다. 흉선의 우수한 측면을 노출 트랙터를 엽니 다. </li><li> 낮은 흉선 로브를 흉선 조직의 측면 가장자리를 해제하고 노출 미세 뒤몽 집게를 사용합니다. </li><li> 상대 정맥, 쇄골과 경동맥 혈관과 접촉을 피하도록주의하면서 오픈 절개 부위에 부드럽게 우량 흉선을 당기고 흉선과 폐 사이의 섬세한 흉막 안감의 중단을 최소화 할 수 있습니다. </li><li> t으로그는 혈관 해부 및 공개됩니다 흉선을 분할하는 마이크로 가위를 사용합니다. 필요한 경우 지혈을 위해 혈관에 압력을 유지하기 위해 면봉을 사용합니다. </li><li> 절개로 낮은 흉선 로브를 제공하고 급격히 후방 첨부 파일을 용해. 그대로 흉선을 제거하고 조심스럽게 누락 부분에 대한 제거 흉선을 검사합니다. 참고 : 작은 흉부 림프절은 흉선을 둘러싼 시각 종종 흉선 조직에서 구별하기 어려운 할 수있다. 이들은 흉선 조직과 유사한 외관 이산 라운드 노드되지만 흉선과 연속성되지 않습니다. </li><li> 셨기 견인기를 제거하고 두 5-0 맥슨 중단 봉합과 sternohyoid과 sternothyoid 근육을 닫습니다. </li><li> 양압 환기에서 종격동를 밀봉 봉합에 걸쳐 수술 학년 시아 노 아크릴 레이트 조직 접착제 2 방울을 적용합니다. 참고 :이 기흉과 혈종의 발생을 감소합니다. </li><li> 성을 닫습니다두와 ernum는 절단 바늘에 4-0 실크 봉합사를 중단. 기본 근육층을 피하기 위해 바로 흉골 아래 바늘을 안내하는주의하면서 갈비뼈 사이의 틈을 통해 바늘을 삽입합니다. </li><li> 실행 4-0 나일론 봉합사로 피부 층을 닫습니다. 수술 마취 회복 기간을 단축하는 것이이 시점에서 이소 플루 란을 중지. </li><li> 생리 식염수에 적신 거즈로 절개 부위와 주변의 피부를 청소합니다. </li><li> 절개를 밀봉 절개를 통해 시아 노 아크릴 레이트 접착제 2 방울 - 1 다음 국소 마취에 대한 Bupivicaine (0.25 %)의 몇 방울을 적용합니다. </li><li> 쥐가 독립적 인 호흡 노력의 흔적을 보여줍니다과 사지를 움직이기 시작 때까지 환기를 계속합니다. 쥐를 튜브를 빼내하고 온난화 패드에 배치 새장에 가까운 관찰에서 복구 할 수 있습니다. </li><li> 프레 놀핀를 관리 (0.01-0.05 ㎎ / ㎏) 피하 쥐에 즉시 수술 후 48 시간 포마다 8 ~ 12 시간을 반복세인트 작동 가능 (일반적으로 5 총 용량). 24 및 48 시간에서 수술 후, 카프로 펜 또는 Meloxicane (4.4 ㎎ / ㎏) 피하 (수술 전 투여 량을 포함, 3 곳의 총 투여 량)을 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 쥐가 새장 주위를 이동 될 때까지 지속적으로 모니터링. 호흡 곤란의 흔적에서, 재 삽관과 가슴의 재 탐사를 수행합니다. <ol><li> 이 흉골 드러 누움을 유지하기 위해 충분한 의식을 회복 할 때까지 무인 동물을 방치하지 마십시오. </li><li> 완전히 회복 될 때까지 다른 동물의 회사에 수술을 한 동물을 반환하지 않습니다. </li></ol></li><li> 스킨 층 봉합 일주 수술 후 제거합니다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

전체 흉선에 대한 본 프로토콜은 합병증을 최소화 할 수 있도록 설계 수술 접착제 응용 프로그램과 3 층 절개 폐쇄와 최소 침습 접근 방식을 제공합니다. 흉선의 완전한 제거는 나이브 T 세포의 손실에 의해 및 종격동 아세포의 림프계 조직 IHC 염색으로 증명되었다. 20 % 인해 늑막, 심장과 함께 흉선의 하엽의 친밀한 관계에 기인 대부분의 사망시 합병증에 - 성인 쥐의 흉선의 절차는 1.5 이르기까지 사망률에 의해 복잡하게되었습니다 주요 종격동 혈관 2-4. 기관에 손상이 갈 열기 기관 삽관 기술은, 6 %의 사망률이 있습니다. 비 침습적 기관 내 삽관의 사용은 나 직장 동료에 의해보고되었다; 그러나 생존율은 5보고되지 않았다. 여기에 기술 된 바와 같이 제조 뉼러 삽관경피 기관 조명과 함께 지속적으로 성공적인 intubations의 성대의 명확한 시각화를 허용합니다. 어떤 첨단 장비는 다른 비 침습적 기술 2,5- 8보고 다릅니다 제시된 방법, 필요하지 않습니다. angiocatheter 바늘 끝을 평활화하고 단부에서 상향 굴곡을 만드는 방법 우리는 쉽게 식도 삽관 실수를 방지 할 수 및 기관 외상을 최소화한다. 다음은 수정 된 angiocatheter 9를 사용하여도 삽관의 이전에 기술 된 방법의 개선이다. 우리는 흉선의 완전한 제거를위한 적절한 노출을 허용하면서 최소로 흉골 절개를 유지하는 것이 주요 종격동 혈관과 접촉 출혈 관련된 위험을 감소한다는 것을 찾을 수 있습니다. 이론적으로, 작은 절개는 시술 후 통증과 회복 시간을 감소해야한다. 피브린 접착제의 사용은 제 오픈 기관 삽관의 변형 례로서보고되었다절차는 기흉과기도 손상이를 방지합니다. 우리는 정압을인가하면서 예비 봉합 기관 근육 위에 접착제의 소량의 애플리케이션이 적절히 흉강을 밀봉 및 수술후 호흡기 합병증을 방지 할 수 있음을 발견 하였다. 그래서 절차가 성공적으로 수행 될 수있다 강조 중요한 프로토콜의 몇 가지 측면이있다. 그것은 외과 의사의 손이 쥐의 머리 부근에 위치 및 시각화 만 현미경 수술 부위에 집중 될 때 동작 동안 가스 흐름을 분리 할 수​​ 있기 때문에 적절한 테이프 마취 튜브를 고정하는 것이 중요하다. 삽관 전에 캐 뉼러에 적용 가능한 최소 윤활 식도로 미끄러지는 정맥을 방지 할 수 있습니다. 다층 폐쇄 중에, 또한 주사기와 작은 게이지 바늘을 통해 조직 시아 노 아크릴 레이트 접착제를 적용하도록 돕는<html> 정확한 응용 프로그램을 허용하고 오버 응용 프로그램 풀의 실수를 방지 할 수 있습니다. 이 절차는 다른 10 설명 된받는 사람 쥐에서 제거 된 흉선의 재 혈관을 허용하지 않습니다. 우리는 종종 면역 연구에 사용되는 마우스,이 절차를 시도하지 않았다. 성인 쥐의 흉선 절차의 가장 최근의 설명은 높은 성인 쥐의 합병증, 또는 우리의 절차 11, 12과 유사한 해부 메소드가 노출 된 후 흉선, 중 진공 흡입을 포함한다. 클로저는 계층에서 수행되지 않고, 마취 삽관을 강제하지 않는다 펜토 바르 비탈의 복강 내 주사에 의해 달성된다. 모든 설치류에서 흉선 절차의 주요 한계는 매우 고가 일 수 운영 현미경에 대한 요구, 그리고 필요한 기술적 전문성 배율 하에서 동작하고 신속하게 절차를 수행. 콘텐츠 &quot;&gt; 성인 쥐의 흉선이 완전한 무 흉선 래트 13- (15)에 T 세포 고갈을 포함하는 면역 학적 및 종양 이식 연구에서 T 세포의 발달, T 세포 반응성 및 공차와 관련된 연구하고 연구를 용이하게한다.

1960 년대 초 이후, 흉선은 중앙 면역 관용의 개발에서의 중요한 역할을 인정하고있다. 쥐의 흉선은 동종 이식 및 종양 전이의 설정에서 림프구의 분화, 자기 관용, 그리고 immunotolerance에서 흉선의 역할을 정의하는 필수적인 절차로 입증되었습니다. 래트 흉선 제거는 T 세포 고갈 또는 네이티브 나이브 T 세포의 재 출현없이 정의 T 세포 개체군의 양자를 포함하는 연구 전송을 허용한다. 신생아 설치류 Thymectomies 안정적인 결과 1 흡인 기술을 사용하여 달성 될 수있다. 성인 쥐에서,이 기술은 대략 20 %의 사망율과 연관되며, 종종 불완전 흉선이 초래한다. 지속적으로 성인 쥐의 완전한 흉선을 달성하기 위해, 중간 흉골 절개를 통해 종격동의 오픈 노출이 필요합니다. 그러나,이6 % 2 - 4 - 절차는 1.5에 이르기까지 전반적인 사망률을 선도하는 기관 손상, 출혈과 기흉 등의 합병증과 관련이 있습니다. 지난 20 년 동안 흉선 기술의 개선은 수술 후 합병증을 감소하고 생존율을 향상시켰다. 양압 환기를 허용 기관 내 삽관은 기흉 총 5 적어있다. 삽관하는 방법은 이전에 직접 성대 시각화를 사용하여 덜 침습적 방법으로 기관에 공개 노출 범위를 설명했다. 삽관 절차와 관련된 합병증은 심장에 구멍 상대 정맥의 열상으로 인한 기관 손상, 성대 파열, 의도하지 않은 식도 삽관, 출혈 등이 있습니다. 또한, 흉막 안감에 낮은 흉선 로브의 근접은 기흉이 발생할 수 있습니다. 여기에 우리의 기술을 설명무딘 엔드 angiocatheter 및 경피 기관 조명을 사용하여 기관 내 삽관의 간단한 방법에 따라 최소 침습 2cm의 피부 절개를 통해 흉선. 흉선은 1.5 cm의 흉골과 종격동을 봉인하고 출혈 및 호흡기 합병증의 발생을 최소화하기 위해 수술 접착제 응용 프로그램과 삼층 폐쇄를 포함한다. 흉선 및 IHC 염색에 흉선 조직의 유무 다음 CD4 +와 CD8 + 나이브 T 세포의 소실에 의해 입증되는 바와 같이이 방법은 확실하게 완료 흉선 초래한다. 수술 시간 및 근교 절차 사망률은 최소로 유지된다.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

신생아 쥐의 흉선은 면역 학적 연구를위한 설립하고 신뢰할 수있는 절차입니다. 그러나, 성인 쥐, 흉막 중단에서 출혈과 기흉의 합병증은 상당한 사망률이 발생할 수 있습니다. 이 프로토콜은 미니 흉골 절개술과 기관 내 삽관을 이용하여 쥐의 흉선의 간단한 방법이다. 삽관은 비 침습적 쉽게 재현 방법으로 달성 및 기흉을 방지하기 위해 양압 환기 및 흉막 혼란을 최소화하기 위해주의 흉선 절제술을위한 충분한 시간을 허용하는 제어기도를 허용한다. 여전히 흉선의 전체 시각화를 제공하면서 1.5 cm 흉골 절개, 종격동 혈관 및 흉막과의 접촉을 감소시킨다. 종격동의 노출 후, 흉선 배율 하에서 박리 (blunt dissection)에 의해 제거된다. 흉막은 수술 후 접착제의인가 다음에 미리 기관 근육 봉합사에 의해 밀봉 폐쇄된다.흉부 후 피부의 봉합 폐쇄 다음에 흉골 봉합 폐쇄에 의해 폐쇄된다. 유세포 나이브 T 세포의 면역 조직 화학 (IHC) 종격동 조직 염색 및 부재에 의해 입증되는 바와 같이 모든 thymectomies 완료했고, 절차는 96 %의 생존율을 가졌다. 최소한의 합병증 완료 흉선은 흉선 성인 쥐에서 더 면역 학적 연구를 위해 요구되는 경우이 방법은 적합하다.

이 절차는 성인 루이스 래트 (N = 26)에서 수행 하였다. 평균 수술 시간은 15 ± 3 분이었다. 어떤 수술 사망률은 없었다. 평균 삽관 시간 - 환기의 설립에 삽관 장치에 쥐의 배치에서이 - 45 ± 5 초였다. 24 쥐 수술 후 일 (POD) POD 4 14. 한 쥐 개발 호흡 곤란을 통해 호흡 곤란 또는 출혈의 증거와 함께 작업에서 완전히 회복했고, 종격동을 탐구 재수술을 시행 하였다. 래트 폐 붕괴 로브를 갖는 것으로 밝혀졌다. 폐의 재 팽창 후, 종격은 양압 통풍 하에서 수술로 재 접착 밀봉 및 가슴은 다시 폐쇄되었다. 쥐가 더 이상의 호흡 이상으로 완전히로 회복되었다. 한 쥐 알 수없는 원인의 POD 7 일에 사망했다. 후 흉선의 종격동이 유지 흉선에 대해 검사하고 제거 흉선 조직은 V이었다isually 섹션에서 누락 된 검사 이후 조직 학적으로 조사 하였다. 부검에서, 흉부 조직을 헤 마톡 실린 - 에오신 (H &amp; E) 염색에 의해 조사 하였다. 아세포 면역 조직 화학 (IHC)는 다음 흉선 조직에 대한 정상으로 특히 H &amp; E 핵 염색의 높은 수준의 부분에 초점을 맞추고 흉부 림프절 (LN)에서 남은 흉선 조직을 구별하기 위해 실시 하였다. 현미경으로 평가를 이전과 반대 헤 염색 아세포 염색은 비 오티 닐화 염소 항 - 토끼 IgG를 Vectastain 및 엘리트 ABC 키트 슬라이드 이어 일차 AB 항 - 토끼 아세포 팬을 사용하여 수행 하였다. 흉선 조직을 H &amp; E (그림 3A 및 3B)에 밀도가 높은 핵 염색 및 림프절 (그림 3C 및 3D)에서 볼 아세포 염색의 부재와 다른 아세포 염색의 특성 레이스 패턴에 의해 흉부 림프절 구별 될 수있다. 말초 혈액 샘플을 수득래트를 안락사에서 나이브 T 세포의 고갈 영구 분석 하였다. 간략하게, 적혈구가 ACK 용균 완충액 및 말초 혈액 백혈구 (PBL들)로 용해시켰다는 PBS로 두 번 세척하고, 2 %의 4 ° C에서 30 분 동안 항체로 염색하기 전에 FBS. 말초 혈액 림프구는 4 % 유동 세포 계측법 멀티 컬러의 사전 분석 중성 pH 완충 식염수에 / V 파라 포름 알데히드 w로 고정되었다. 총 T 세포들은 항 - CD45RC, 항 CD62L 및 대함 CD4 또는 항 CD8 염색에 의해 확인 된 항 CD45 + 및 CD3 +, 및 나이브 T 세포와 한 PBMC (말초 혈 단핵 세포)를 염색하여 확인 하였다. 각 T 세포 아 집단의 %는 세포 수를 결정하기 위해 (듀크 수의사 임상 실험에 의해 얻어진 진단) 절대 림프구 수를 곱한 하였다. 주제 나이브 CD4 + 및 CD8 + T 세포와 T 세포의 총 개수는도 4에 도시되어있다. Thymectomized 래트 전체 T 세포 카운트 R 대조군에 비해 유지ATS는하지만 순진한 T 세포 인구의 손실을 보여 주었다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52152/52152fig1highres.jpg" /> 그림 삽관 정맥의 디자인합니다. 캐뉼라는 14 G × 2 인치 angiocatheter의 탐침의 끝을 둔화에 의해 형성된다. 탐침의 말단 3mm는 기관 삽관을 용이하게하기 위해 복부 카테터를 안내하는 약간 굽었다. 금속 탐침의 (A) 측면보기. 탐침을 통해 angiocatheter의 (B) 측면보기. 탐침의 무딘 끝 (C)보기를 확대했습니다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52152/52152fig2highres.jpg" /> 그림 2. 경 사진 삽관 플랫폼은 삽관의 쥐를 배치하는 데 사용됩니다. 쥐의 위 앞니로 삽관 플랫폼의 금속 막대에서 일시 중단됩니다. 빛 sourc전자 다음으로 쥐의 목에 복부에 위치한다 인두를 횡단 조명. 집게는 혀를 길게 후두의 조리개를 노출하는 데 사용됩니다. (A) 상위 뷰와 삽관 플랫폼의 (B) 측면보기. 성문의 시각화 (C)도 후두의 쥐의 서스펜션과 노출 후 . 다이어그램의 후두 Motifolio에서 구입 한 슬라이드에서입니다. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/52152/52152fig3highres.jpg" width="650" /> 그림 3. H &amp; E 및 종격동 조직의 아세포 염색은 림프절에서 흉선을 구별 할 수있다. 헤 마톡 실린 및 에오신 (H &amp; E) 정상 흉선 (A) 및 흉부 LN (B)의 염색. 흉선 조직 (C) 및 흉부 LN의 아세포 염색 후 흉선을 복구 <strong&gt; (D). 배율은 200 배입니다. 바 100 μM이다. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52152/52152fig3highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/52152/52152fig4highres.jpg" /> 포스트 흉선 말초 혈액 나이브 T 세포도 4 마찰. 총 T 세포, 나이브 CD4 + T 세포 및 나이브 CD8 + T 세포를 미리 흉선 (프리) 쥐 후 4 주째 흉선에서 유세포 말초 혈액 림프구로부터 정량 (POST ). 데이터는 그룹 당 한 쥐 같이 얻어진 전체 결과의 대표된다.

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Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

비 침습적 기관 내 삽관 성인 쥐에서 전체 흉선

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.6K 조회수.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

마우스의 기관 내 삽관<em&gt;를 통해</em이경 사용&gt; 직접 후두경

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

연구

의학

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

쥐의 폐 전이의 미세 혈류 속도의 자동 측정

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

마우스의기도 신속 삽관 용 개선 된 방법

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

포털-고혈압 증후군 Cirrhotic 쥐에서의 침입 Hemodynamic 특성화

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

쥐에 폐 고혈압의 모델로 Monocrotaline 또는 Sugen와 함께 왼쪽된 Pneumonectomy

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

Orotracheal 삽관 및 환기 폐 허혈 재관류 수술의 마우스 모델

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

면역학 및 감염병학

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

폐 이식에서 소멸성 기도 질환 탐구

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

저자 스포트라이트: 폐 이식 후 소멸성 세기관지염의 핵심 요인 조사

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

쥐 폐내 기관 이식: 폐 이식 후 폐쇄성 기도 질환을 조사하기 위한 모델

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

비 침습적 기관 내 삽관 성인 쥐에서 전체 흉선

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마우스의 기관 내 삽관

쥐의 폐 전이의 미세 혈류 속도의 자동 측정

마우스의기도 신속 삽관 용 개선 된 방법

포털-고혈압 증후군 Cirrhotic 쥐에서의 침입 Hemodynamic 특성화

쥐에 폐 고혈압의 모델로 Monocrotaline 또는 Sugen와 함께 왼쪽된 Pneumonectomy

Orotracheal 삽관 및 환기 폐 허혈 재관류 수술의 마우스 모델

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

쥐 폐내 기관 이식: 폐 이식 후 폐쇄성 기도 질환을 조사하기 위한 모델

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