This research was supported by the Brain Research Program through the National Research Foundation (NRF) funded by the Korean Ministry of Science, ICT, and Future Planning (NRF-2015M3C7A1028790).

動物実験は、関連するすべての政府や機関の規制に準拠する必要があります。 試薬の調製<ol><li>ヒドロゲルモノマー溶液（A4P0）の場合：0.1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）の450 mLにアクリルアミドの20グラムを追加し、0.1×PBSで500 mLに音量を調整します。 注意：アクリルアミドモノマーは有毒です。顔面シールド、白衣、手袋、およびクローズドつま先の靴を含め、個人用保護具とヒュームフード内のすべての手順を実行します。 <ol><li>ヒュームフードの下で50 mLのコニカルチューブ中のヒドロゲルモノマー溶液（A4P0）40mLのに2,2&#39;-アゾビス100mgの[2-（2-イミダゾリン-2-イル）プロパン]二塩酸塩を追加し、使用直前に。 </li></ol></li><li>電気泳動組織クリア（ETC）バッファに：ドデシル硫酸ナトリウム（SDS）および脱イオンH 2 O（DH 2 O）の800 mLまでホウ酸12.37 gとを40g加えます。 NaOHでpHを8.5に調整し、に音量を調整追加の dH 2 Oで1 L 注意：SDSは、有害な化学物質です。そのため、注意してそれを扱います。 </li><li>立方マウント液にスクロース250gの尿素125gの、およびN、N、N 125gののdH 2 Oを150mLまで&#39;、N&#39; -tetrakis（2-ヒドロキシプロピル）エチレンジアミンを加え、体積をdH 2 Oで500 mLまで</li></ol> 2.サンプル調整および固定<ol><li>マウスの安楽死。 <ol><li>同じ注射器でアルファキサロン（1mg / kg）およびキシラジン（0.5ミリグラム/キログラム）を準備します。 </li><li>腹腔内にアルファキサロンおよびキシラジンの混合物を注入し、マウスのための3分間は無意識になることを許可。 </li><li>麻酔をかけたマウスはもはや先に進む前に、このようなテールピンチなどの疼痛刺激に応答するまで待ちません。 注意：動物を処理するための適切な施設のガイドラインに従ってください。 </li></ol></li><li>経の0.9％NaCl（pHが7.4から7.5）溶液100 mLでマウスを灌流1X PBS中4％パラホルムアルデヒド（PFA）を100mL（pH7.4）で14に続いて、放血するために、ヘパリン（100 U / ml）を含みます。 注意：PFA液は有毒です。 PFA溶液およびすべてのその後の取り扱いの調製はドラフト内および個人用保護具を用いて行われなければなりません。 </li><li> 、マウスの頭を切り落とし、皮膚を開き、小さなはさみを使用して、目の間の頭蓋骨を破ります。 </li><li>小さな、湾曲したピンセットを用いて頭蓋骨の部分を削除します。 </li><li>脳または所望の臓器を取り出します。 </li><li> 4℃で一晩ポストフィックス4％PFA溶液中の脳や臓器をインキュベートします。 注：特定の領域の組織をクリアするための特定の領域を分析または組織固定後の組織をトリミングします。 注意：PFA液は有毒です。 transcardial灌流およびそれ以降のすべてのマウス操作はドラフト内および個人用保護具を用いて行われなければなりません。 </li></ol> 3.ハイドロゲルモノマー輸液とポルymerization <ol><li>穏やかに振盪しながら12〜24時間、4℃でA4P0ヒドロゲルモノマー溶液中で固定した器官をインキュベートします。 </li><li>ヒドロゲル組織重合モノマーは、注入されました。 <ol><li>ヒドロゲルモノマー溶液の5 mLを10 mLの丸底チューブに試料を移します。パラフィルム付き丸底管の上部を包みます。 </li><li> 1分間液体窒素をバブリングすることによりハイドロゲルを注入した全マウスの脳試料を含む丸底チューブから酸素を除去。迅速かつ緊密にサンプルを含むチューブを閉じます。 </li></ol></li><li> 2時間水浴（37℃）にチューブを転送します。 </li><li>過剰なヒドロゲルを除去するために、0.1×PBSで簡単に重合したサンプルを洗ってください。 注意：ハイドロゲルモノマーは有毒です。 、ハイドロゲルモノマーとの皮膚接触を避けるドラフト内で、フェースシールド、実験室のコート、手袋などの個人用保護具、とすべての手順を実行します。 注：重合組織4℃で2週間以上のアジ化ナトリウムを含む0.1×PBS中に保存することができます。 注意：アジ化ナトリウムは、高度かつ急性毒性です。顔面シールド、実験室のコート、手袋など、換気フード内および個人用保護具ですべての手順を実行します。 </li></ol> 4.電気泳動の組織のクリア（ETC） <ol><li>組織コンテナに重合したサンプルを移し、ETC室で組織コンテナを配置します。 </li><li>蠕動ポンプを使用して、ETC緩衝液でETC室を埋めます。 </li><li> ETCの条件を設定し、ETC.を実行します次の設定を使用します。 <ol><li>全体の臓器のためのETCの設定については、次の設定を使用します。（1.5アンペア）、温度（37℃）、時間（6.0時間）、ポンプ速度（30 rpm）を実行しています。 </li><li>時間（2.0時間）、ポンプ速度（30 rpm）を実行して、電流（1.5アンペア）、温度（37℃）：1〜2ミリメートルの厚さのマウスの脳切片のためのETCの設定については、次の設定を使用します。 </li></ol></li><li>転送トン彼は、0.1×PBSの45 mLを50 mLのコニカルチューブにサンプルをクリア。チューブが簡単に振られたときに気泡が見られなくなるまで0.1×PBSでクリアサンプル数回洗浄する（SDSの完全な除去を確認するため）。 </li></ol> ACT処理組織の5.免疫標識<ol><li>マウス全脳の場合：希釈1×PBS、6％ウシ血清アルブミン（BSA）、0.1％トリトンX-100、および0.01％アジ化ナトリウム（抗体希釈液）を含む抗体溶液を3 mLの量で試料をインキュベート穏やかな振とうしながら37℃で4日間、チロシンヒドロキシラーゼ（TH）抗体のための1/500の要因。 2日目の終わりに抗体溶液を交換してください。 <ol><li> 3のために0.1×PBSの45 mLを50 mLのコニカルチューブにサンプルを洗う - 5時間とバッファごとに時間を変更します。 </li><li>穏やかな振とうしながら37℃で4日間、ロバ抗ウサギ488二次抗体のための1/500の希釈係数を有する抗体希釈液の3-mL容量でサンプルをインキュベートします。 REPL2日目に希釈した抗体溶液をエース。 </li></ol></li><li> 1〜2ミリメートルの厚さのスライスした脳組織の場合：37でのIV型コラーゲン抗体についての1/500の希釈係数を有する抗体希釈液の0.5〜1-mL容量で一晩または最大1日のサンプルをインキュベート穏やかな振とうしながら°C。 <ol><li> 1-2時間、0.1×PBSの12-mL容量で、15 mLコニカルチューブにサンプルを洗ってください。バッファごとに時間を変更します。 </li><li>抗ウサギ二次抗体で一晩または軽度に振とうしながら37℃で最大1日のCy3結合のための1/500の希釈係数を有する抗体希釈液の0.5〜1 mLの体積でサンプルをインキュベートします。 </li></ol></li><li> 3のために0.1×PBSでサンプルを洗う - 5時間。バッファごとに時間を変更します。 </li><li>撮影の前に、穏やかに振盪しながら室温で1時間CUBIC-マウントソリューションの適切な量のサンプルをインキュベートします。新鮮CUBIC-マウント溶液で交換し、さらに1時間インキュベートします。 注意： </b&gt;抗体の76型が31モノクローナル抗体14を含む、マウスACT-処理した組織でうまくいきました。前標識された組織は、ACT-処理組織における2つの蛍光色素の免疫標識と組み合わせることができます。 </li></ol>高密度組織の6免疫標識（さきがけ） <ol><li> C-PRESTO 注：C-PRESTOは、全精巣、腎臓全体、またはより大きな臓器の小さいセクションとして小型のサンプルに適しています。 <ol><li> 、1.5 mLチューブに試料を移しIV型コラーゲン抗体のための1/500の希釈率で抗体希釈溶液500μLを追加し、2時間600×gでチューブを遠心します。 </li><li> 30分間600×gで遠心分離することにより0.1×PBSで染色されたサンプルを洗ってください。 </li><li> 2時間600×gでCy3結合抗ウサギ二次抗体および遠心分離機のための1/500の希釈率で抗体希釈溶液500μLを追加します。 </li><li> 0で染色したサンプルを洗ってください。30分間、600×gでの遠心分離によってPBSを1倍。 </li></ol></li><li> S-PRESTO 注：S-PRESTOは、より大きな組織に適しています。 <ol><li>シリンジ（30-mL容量）を準備し、3方弁（ 図1A）に接続します。高圧力条件（ 図1B）のためにグルーガンでバルブを接着。 </li><li>閉弁位置に3方弁に接続されたシリンジにサンプルを転送します。 </li><li>コラーゲンIV型抗体のための1/500の希釈率で抗体希釈溶液の7mLの - 5を加えます。バルブを開くことにより、試料中に抗体溶液を離します。 </li><li>注入/撤退の動きのための十分な余地を提供するために、17-mLの位置に注射器のピストンを設定します。これは開弁位置で行うことができます。注射器の設定が終了した後、3ウェイバルブを閉じます。 </li><li>シリンジポンプでサンプルを含む注射器を置きます。 10ml /分の注入/撤退の体積、4-へシリンジポンプ条件を設定します連続サイクルモード（ 図1C）上の分休止時間。 注：それはターゲット・ボリューム（10 mL）を加え、その後短い休止（4分）後の流れの変化の方向に達するまでポンプが注ぎこみます。 </li><li>室温（ 図1F）で24時間- 3用シリンジポンプを実行します。 </li><li> 3ウェイバルブを開き、0.1×PBSで溶液を交換してください。 </li><li>シリンジポンプを使用して、各時間1時間0.1×PBSで2回染色したサンプルを洗ってください。 </li><li> Cy3結合抗ウサギ二次抗体（1/500の希釈率）を含む抗体希釈液を用いて変更し、3のためのシリンジポンプを実行する - 24時間。 </li><li> 3ウェイバルブを開き、0.1×PBSで溶液を交換してください。 </li></ol></li><li>撮影の前に、穏やかに振盪しながら室温で1時間CUBIC-マウントソリューションの適切な量で染色されたサンプルをインキュベートします。新鮮CUBIC-マウント溶液で交換し、さらに1時間インキュベートします。 </li></ol> 7. Imaging <ol><li>共焦点皿に標識された組織を置き、組織がカバーされるまでCUBIC-マウントソリューションを追加します。組織上のカバーガラスを配置します。 10X対物レンズの下の画像に組織14を共焦点顕微鏡を使用してください。 </li></ol>

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	<li>Micheva, K. D., Smith, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Array+tomography:+a+new+tool+for+imaging+the+molecular+architecture+and+ultrastructure+of+neural+circuits.">Array tomography: a new tool for imaging the molecular architecture and ultrastructure of neural circuits.</a> Neuron. 55, 25-36 (2007).</li><li>Dodt, H. -. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultramicroscopy:+three-dimensional+visualization+of+neuronal+networks+in+the+whole+mouse+brain.">Ultramicroscopy: three-dimensional visualization of neuronal networks in the whole mouse brain.</a> Nat Methods. 4, 331-336 (2007).</li><li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> NATURE. 497, 332-337 (2013).</li><li>Ke, M. -. T., Fujimoto, S., Imai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SeeDB:+a+simple+and+morphology-preserving+optical+clearing+agent+for+neuronal+circuit+reconstruction.">SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction.</a> Nat Neurosci. 16, 1154-1161 (2013).</li><li>Ert&amp;#252;rk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+imaging+of+solvent-cleared+organs+using+3DISCO.">Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO.</a> Nat Protoc. 7, 1983-1995 (2012).</li><li>Hama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scale:+a+chemical+approach+for+fluorescence+imaging+and+reconstruction+of+transparent+mouse+brain.">Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain.</a> Nat Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iDISCO:+a+simple,+rapid+method+to+immunolabel+large+tissue+samples+for+volume+imaging.">iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging.</a> Cell. 159, 896-910 (2014).</li><li>Susaki, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-brain+imaging+with+single-cell+resolution+using+chemical+cocktails+and+computational+analysis.">Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis.</a> Cell. 157, 726-739 (2014).</li><li>Tainaka, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+imaging+with+single-cell+resolution+by+tissue+decolorization.">Whole-body imaging with single-cell resolution by tissue decolorization.</a> Cell. 159, 911-924 (2014).</li><li>Yang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+phenotyping+within+transparent+intact+tissue+through+whole-body+clearing.">Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing.</a> Cell. 158, 945-958 (2014).</li><li>Kim, S. -. Y., Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+microscopy+mapping+of+connections+in+the+intact+brain.">Light microscopy mapping of connections in the intact brain.</a> Trends Cogn Sci. 17, 596-599 (2013).</li><li>Yushchenko, D. A., Schultz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+for+optical+anatomy.">Tissue clearing for optical anatomy.</a> Angew Chem Int Edit. 52, 10949-10951 (2013).</li><li>Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+CLARITY+for+rapid+and+high-resolution+imaging+of+intact+tissues.">Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues.</a> Nat Protoc. 9, 1682-1697 (2014).</li><li>Lee, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ACT-PRESTO:+Rapid+and+consistent+tissue+clearing+and+labeling+method+for+3-dimensional+(3D)+imaging.">ACT-PRESTO: Rapid and consistent tissue clearing and labeling method for 3-dimensional (3D) imaging.</a> Sci Rep. 6, 18631 (2016).</li><li>Murray, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scalable+Proteomic+Imaging+for+High-Dimensional+Profiling+of+Intact+Systems.">Scalable Proteomic Imaging for High-Dimensional Profiling of Intact Systems.</a> Cell. 163, 1500-1514 (2015).</li></ol>

著者は、彼らが競合する金融利害関係を持たないことを宣言します。

組織への悪い固定またはヒドロゲルの浸漬は、タンパク質の損失と組織のクリア処理の間に組織の歪みを引き起こす可能性があります。穏やかに振盪しながら18時間 - 全体の成体マウスの脳は12のためのハイドロゲルモノマー溶液の20ミリリットルの最小容積に浸漬し、その後、一晩、4％パラホルムアルデヒド中でインキュベートされるべきです。脳スライスおよび脊髄などのヒト組織を含む大規模な組織では、ヒドロゲルモノマー溶液中で拡張浸漬時間が必要となります。組織固定とポリマー注入ステップが分離されているので、ACTプロトコルは、固定された組織のクリアに容易に適用可能です。組織クリアした後、ヒト組織は、いくつかの抗体でよく染色しました。 ACTクリア技術は、エタノールやメタノールなどのアルコール固定剤、と互換性がないことに注意してください。 組織ヒドロゲル重合工程は、クリア処理以下の良質な組織を生成するために重要です。なぜなら酸素は、アクリルアミドの重合を阻害し、それは、窒素ガス注入システム下組織を含む溶液を脱気することによって除去されるべきです。あるいはまた、脱酸素化は、23時間の加熱ブロックと真空チャンバーを使用して実行することができます。 クリア率は、ほとんどの成体マウスの組織を一晩ETCによってクリアすることができるなどの器官の大きさ、脂質またはECM線維性タンパク質の内容、固定の状態、を含む多数の要因に依存します。しかし、過剰清算および組織腫脹不要の危険性があります。このように、クリア時間の差が重要な考慮事項です。組織クリア条件は、経験的に決定されるべきです。重要なことには、ECMの内容がクリアされた組織の外観に影響を与え得ます。 ACTは、緻密なタンパク質繊維をクリアしていないため、組織の色は、あってもETCバッファ内のACTの後、白または不透明のまま。しかしながら、これらの器官は、RIマッチング溶液中に浸漬したときyが透明になりました。 組織腫脹率は、組織のECMの内容に依存するように表示され、脳などの柔らかい臓器は、高密度の臓器よりも大きな膨潤率を示します。増加した組織の腫れが組織決済手続きを支援するため、ACTは、日常的に、ほとんどの場合、蒸留水ベースのバッファを利用しています。組織の腫脹または過渡変形は、胚のような、望ましくない場合、いくつかのケースでは、緩衝液を含む0.1×PBSは、高分解能イメージングのために適用することができます。また、緩衝液中のより高い塩濃度は、組織の収縮を引き起こす可能性があることに留意すべきです。 ACTの方法は、マウス14の器官全体、さらには全身を明確にすることができます。しかし、透明な組織の深部組織のイメージングは​​、特殊な顕微鏡や目標が必要です。従って、1〜2mmの厚さの脳組織は、従来の共焦点顕微鏡で画像化するために最も効果的です。私たちの手で、ラベルの除去ACT-処理した組織からのエド抗体は、抗体依存性であり、そして異なる抗体標識のラウンドは推奨されません。このようなTHおよびGFAPなどのいくつかの抗体は、全脳免疫標識14のために特によく働きました。一方、例えばするTuj1またはマップMap2のようないくつかの抗体は、多くの場合、組織の表面のみが標識されます。これは、スイッチ15のような他の方法によって改善されるかもしれません。別の潜在的な制限は、原因で組織クリアステップの間に膨潤・収縮組織のACT加工組織に微細なタンパク質構造を維持することは困難であるかもしれないということです。 PRESTO技術は、組織標識技術の広範囲に適用可能です。例えば、このようなSeeDB 4とiDISCO 7などの前標識された組織を使用して、組織の透明な方法で、緻密な組織の免疫標識は、週に数日より長いインキュベーション期間を必要とします。しかし、さきがけは数時間のインキュベーション時間を短縮することができる、電子1mm厚緻密な組織を持つ日以内に全体のプロセスの完了をnabling。 PRESTOは厚い深い標識、密な組織、あるいは未クリア厚い組織の有効性を高めることができます。 PRESTOテーブルトップ遠心分離機またはシリンジポンプを使用し、特別な装置を必要としないので、ルーチン実験室手順を用いてこの方法を実施することは比較的容易です。

神経科学における課題の一つは、神経回路配線と、無傷の脳組織内の個々の細胞の視覚化です。最近まで、このようにニューロン間の接続を実証するには、組織の1）連続切片を必要と。このような軸索やタンパク質などの具体的な目標、の2）分子の標識。計算登録または2Dシリアル画像1のアライメントを経由して脳全体の3D再構成によると、3）可視化。これらの手順は、手間がかかる多大な時間を必要とし、神経細胞のネットワークマッピングが極めて困難にし、切片およびラベリング中に情報を失うおそれがあります。しかし、切片なしで無傷の組織の可視化を可能にする多くの方法が開発されています。生物組織は、組織透明技術2-10により、光学的に透明にすることができます。主要な方法の一つは、順番に、無傷の組織と浸漬液との間の屈折率の差を低減することですこのように透明な組織をレンダリングし、深部構造の観察を可能にする、無傷の組織内での光散乱を低減することができます。浸漬溶液の種類によっては、脱水過程中に高速の蛍光クエンチングをもたらす疎水性を有しています。したがって、これらの方法は、時間11,12の長い期間にわたって蛍光イメージングと互換性がありません。代わりに疎水性試薬の、他の方法は、生体組織の4,6,8の構造情報と蛍光を維持SeeDB 4とのSca リットル電子 6、のような組織をクリアするための親水性試薬を使用しています。ただし、巨大分子は、抗体を含む、拡散のみによって無傷組織のコアに到達することはできません。したがって、稠密組織の深部領域における標的分子の前標識は技術的に困難です。 最近開発された組織クリア方法では、CLARITY 3、ハイドロゲル包埋生体組織の私アクリルアミド、および脂質で形成されるのは、溶液を含有ドデシル硫酸ナトリウム（SDS）下で、電気泳動によって除去されます。次いで、試料を3散乱光を低減するために一致する屈折率を有する溶液中に浸漬されます。脂質除去システムは、後に高度なCLARITY 13とPACT（パッシブ明確にする技術）10に変更されました。重合後、アクリルアミド鎖はヒドロゲル組織を形成し、タンパク質と架橋します。脂質成分は、アクリルアミドと架橋することはできません。このように、脂質は、SDS含有緩衝液下での電気泳動によって除去することができます。脂質の活性排除を通じて、脳組織は、著しく透明9増加します。しかし、これらの方法は自由拡散によって深い標識の不可能に対処していません。この制限を克服するために、厚い組織の最も深い部分に試薬の能動輸送のための技術が必要とされます。 CLARITYは、組織の清算と深い組織を可能にするが可視化は、それが容易または高速処理ではありません。これは、全体のマウスの脳7,14をクリアするには数週間かかることがあります。組織の急速なクリアはライフサイエンス研究やボリューム診断のための基本的なまたは臨床検査室の設定に、このような方法の適用のために不可欠です。現在のプロトコルは、圧力補助型送達免疫染色によって生体組織クリアランスとそれに続くタンパク質検出のための単純化された方法を提供します。これは、画像化法との組み合わせを介して提出された大規模な3次元データ処理システムの高解像度ボリュームイメージングに適しています。

<table><tbody><tr><td>4% Paraformaldehyde</td><td>Lugen SCI&amp;nbsp;</td><td>LGB-1175-4B</td><td>sample fixation&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Acrylamide</td><td>Affymetrix</td><td>75820</td><td>Hydrogel monomer solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>2,2&amp;rsquo;-Azobis[2-(2-imidazolin-2-yl) propane] dihydrochloride</td><td>Wako Pure Chemical Industries&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>VA-044</td><td>Hydrogel monomer solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Boric acid</td><td>Affymetrix</td><td>76324</td><td>ETC buffer</td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td><td>Affymetrix</td><td>18220</td><td>ETC buffer</td></tr><tr><td>Sodium hydroxide pellets</td><td>Junsei chemical</td><td>1310-73-2</td><td>ETC buffer</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-2323A</td><td>Immunolabeling</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787</td><td>Immunolabeling</td></tr><tr><td>Sodium azide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002</td><td>Immunolabeling</td></tr><tr><td>Tyrosine hydroxylase (TH)</td><td>Millipore</td><td>AB152</td><td>Antibody/immunolabeling</td></tr><tr><td>Alexa Fluor Cy3 Donkey anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-165-152</td><td>Secondary antibody/ immunolabeling</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Donkey anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Life Technologies - Molecular Probes</td><td>A21206</td><td>Secondary antibody/ immunolabeling</td></tr><tr><td>Confocal dish</td><td>SPL lifesciences</td><td>101350</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Confocal microscope</td><td>Leica</td><td>SP8</td><td>Imaging</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Junsei chemical</td><td>31365-0301</td><td>CUBIC-mount solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Urea</td><td>Affymetrix</td><td>23036</td><td>CUBIC-mount solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;N,N,N&amp;rsquo;,N&amp;rsquo;&lt;/em&gt;-tetrakis(2-hydroxypropyl)ethylenediamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>122262</td><td>CUBIC-mount solution&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>ECT chamber</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C10101</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>ECT chamber controller</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C10201</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Temperature probe</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12101</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Peristatic pump</td><td>Baoding longer precision pump Co., Ltd</td><td>YZ1515X</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Buffer reservoir</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C10401</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Tissue container&amp;nbsp;</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12001</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Container holder for 1 tissue container</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12002</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Mouse brain slice holder</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12004</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Whole rat brain holder</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12007</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Peristaltic pump tubing</td><td>Logos Biosystems, Inc.</td><td>C12104</td><td>ETC system</td></tr><tr><td>Tabletop-centrifuge</td><td>Hanil science industrial Co., Ltd</td><td>MICRO 12</td><td>c-PRESTO</td></tr><tr><td>Syringe pump</td><td>Baoding longer precision pump Co., Ltd</td><td>LSP02-1B</td><td>s-PRESTO</td></tr><tr><td>Syringe (30 mL)</td><td>Korea vaccine Co., Ltd.</td><td>KV-S30</td><td>s-PRESTO</td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Hyupsung medical Co.,Ltd.</td><td>HS-T-01N</td><td>s-PRESTO</td></tr></tbody></table>

act-presto: biological tissue clearing and immunolabeling methods for volume imaging

細胞レベルでの臓器の詳細な組織または全身の同定および探査は、生物学における基本的な課題です。移行方法は、三次元画像を得るために時間と労力のかなりの量を必要とし、無傷の組織、免疫標識、およびプロセスの各段階における情報の損失を生成する撮像直列切片組織を切片を含みます。無傷の組織内の高分解能イメージングのための最近開発された手法では、分子の特徴付けは、タンパク質の標識に制限されています。しかし、臓器をクリアするための現在利用可能なプロトコルは、それが困難な実験室での組織のクリア技術を実装すること、かなり長い処理時間を必要とします。我々は最近、迅速かつ再現性の高いプロトコルは、ACT-PRESTO ransfer トン （A ctive C larity トン echnique- のp ressure rの高揚電子の fficientとsテーブルと呼ばれる確立しました数時間以内に組織クリアランスを可能にする入出力 rgansへの巨大分子）、の。また、ACT-PRESTOは、従来の方法で迅速な免疫標識を可能にし、圧力または対流の流れを適用することにより、高密度に形成され、厚さの試験片の深い層への抗体の浸透を加速させます。私たちは、電気泳動を用いて脂質を除去することによってクリアする方法を組織し、準備する方法を説明し、方法圧力補助送達によって免疫染色します。プロトコルの迅速性と一貫性は、3D組織学的研究とボリュームベースの診断のパフォーマンスを促進します。

ACT-組織のクリア 組織のクリアに影響を与える1つの重要な要因は、組織固定です。 PFA固定およびアクリルアミドの注入は、このプロトコルで別個のステップです。組織注入ヒドロゲルは、内因性高分子と架橋されているが、組織ヒドロゲル重合工程の後、フリーA4P0溶液は、重合されていません。したがって、ゲルが組織（ 図2A）の外側を形成するべきではありません。 CLARITYプロトコルに比べてタンパク質とアクリルアミドとの間に以下の架橋におけるACT手順の結果。したがって、組織ヒドロゲル試料は、より多孔質です。この機能は、脂質の高速抽出と高分子の拡散を可能にします。 1〜2ミリメートルの厚さのマウスの脳の切片を、十分に1内にクリアされた- 2時間（ 図2B）、および5 - ETCの6時間は、cのために十分でした全マウスの脳（ 図2C）のlearance。ヒドロゲル媒介組織のクリアがETC工程後の組織の拡大を誘導したが、組織は、屈折率が一致した溶液中での元のサイズに戻りました。 ACT手順において形成された組織ヒドロゲル試料は高度に多孔質であるため、低分子化合物および高分子を効率的に浸透する可能性があり、（ 図3）容易に拡散します。チロシンヒドロキシラーゼ（TH）およびコラーゲンIV型抗体で1 mmの脳切片を2時間インキュベートした後、二次抗体とその後の2時間のインキュベーションが500μmの深さでのドーパミン作動性ニューロンを標識するのに十分であった（ 図3） 。 PRESTO-組織免疫標識 高密度の器官は、一般に組織への抗体の浸透に影響するECM繊維の高濃度を有します。したがって、抗体はpenetインキュベーションの12時間後に、このような腎臓組織などの密な組織で唯一の20〜30ミクロンの深さに評価しました。この制限を克服するために、我々は深い組織への試薬の提供を可能にアクティブな巨大分子の浸透方法を設計、すなわちPRESTO（器官への巨大分子の圧力に関連する効率的かつ安定した転送）（ 図4）。抗体溶液、卓上遠心分離機（遠心PRESTO、C-PRESTO）深部組織に大幅に改善された抗体の配信（ 図5）と遠心力（600 XG）を適用してACT-処理さ腎組織の静的インキュベーションと比較すると。我々は緻密な組織へのc-PRESTOの手順を適用すると、3時間のインキュベーションは、300μmの深部構造に250-をラベルするのに十分でした。重大な組織の損傷なしで組織の歪みを改善するために、我々はまた、シリンジポンプ（シリンジPRESTO、S-PRESTO）で対流を提供する機械を設計しました。このプロセスは、同様に、抗体のPEを向上します受動拡散（ 図5）に比べnetration。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54904/54904fig1.jpg" /> S-PRESTO装置の図1.準備。 A.シリンジ（30mL）および三方活栓。 B.三方活栓に接続し、シリンジに接着。 C.試料及び抗体溶液を含むシリンジ、シリンジポンプ上に配置されたシリンジ。 D.シリンジポンプや作業条件設定。 E.ポンプは、試料に標識試薬を含む溶液を注入します。指定されたボリュームは、ポンピング方向の変化に達し、時間の指定期間後の溶液を撤回した場合。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54904/54904fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> マウスの脳の図2. ACT組織クリア。 A.重合後、自由A4P0ソリューションが重合されていません。組織注入されたヒドロゲルは、内因性高分子と架橋することによってゲル化されています。厚さ2mmの脳切片へのB. 1-は1のためにクリアされた- 2時間、およびソリューションを-matching屈折率（RI）の拡大とサイズの回復の程度を記録しました。 C.は、全マウスの脳の厚さは約0.8 cmで、かつ5 - ETCの6時間は、完全に透明な脳に十分でした。 ETCの3時間後に、非クリア組織のかなりの量が存在しました。 ETCの6時間では、しかし、脳全体のクリアが発生していました。 ETCバッファ内のACT後の組織の色は白または不透明です。 RI調整することで、組織が透明になります。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54904/54904fig2large.jpg" target="_blank">彼女をクリックしてください</a>eは、この図の拡大版を表示します。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/54904/54904fig3.jpg" /> ACT-クリアマウスの脳組織図3.免疫標識。コラーゲンIV型およびチロシンヒドロキシラーゼ（TH）に対する抗体で染色した中脳の一部に対する抗体で染色したマウス脳皮質を示すACT-処理1mmのマウス脳切片の写真。スケールバーは100μm。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54904/54904fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/54904/54904fig4.jpg" /> 図4.さきがけ免疫標識方法。抗体は、拡散により緻密な組織に浸透することはできません。さきがけ免疫標識法が積極的に高分子を注入すると、中に試薬を提供するように設計されました緻密な組織。標準的な卓上型遠心分離機（遠心PRESTO、C-PRESTO）を使用して、遠心力の適用は著しく抗体の送達を容易にしました。シリンジポンプ（シリンジPRESTO、S-PRESTO）改善された抗体の浸透と対流をアプリング。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54904/54904fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/54904/54904fig5.jpg" /> ACT-クリア緻密な組織の5さきがけ免疫標識図。 C-PRESTOの場合、組織は一次および二次抗体の浸透を促進するために、標準的な卓上型遠心機を用いて3時間600×gで遠心分離しました。 S-PRESTOために、シリンジポンプは、抗体を送達するために使用されました。例えば、腎臓および肝臓などのマウスの器官は、IV型コラーゲンで標識しました。従来の方法の3時間と比較してC-またはs-PRESTOは著しく、標識の深さを向上させます。コントロールサンプルは、わずか40の深さで標識されているが、さきがけサンプル（右）で350ミクロンまたはより深い - - 50ミクロン（左）、腎臓および肝臓では、Z軸の深さが300に達します。 3次元再構成画像は、共焦点顕微鏡を用いて得ました。スケールバーは100μm。 <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54904/54904fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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ACT-PRESTO: Biological Tissue Clearing and Immunolabeling Methods for Volume Imaging

ACT-PRESTO（器官への巨大分子のアクティブな明快技術-圧力関連の効率的かつ安定した転送）は、受動拡散または圧力補助送達によるクリア組織への、迅速、効率的な、しかし、安価な組織清算および迅速な抗体の浸透を可能にします。この方法を使用して、組織の広い範囲は、クリア複数の抗体によって免疫標識、および体積画像化することができます。

ACT-PRESTO：生体組織のクリアとボリュームイメージングのための免疫標識方法

The identification and exploration of the detailed organization of organs or of the whole body at the cellular level are fundamental challenges in ...

act-presto-biological-tissue-clearing-immunolabeling-methods-for

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

12.0K ビュー.  Korea University College of Medicine.  ACT-PRESTO（器官への巨大分子のアクティブな明快技術-圧力関連の効率的かつ安定した転送）は、受動拡散または圧力補助送達によるクリア組織への、迅速、効率的な、しかし、安価な組織清算および迅速な抗体の浸透を可能にします。この方法を使用して、組織の広い範囲は、クリア複数の抗体によって免疫標識、および体積画像化することができます?...

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Three-dimensional Rendering and Analysis of Immunolabeled, Clarified Human Placental Villous Vascular Networks

Nutrient and gas exchange between mother and fetus occurs at the interface of the maternal intervillous blood and the vast villous capillary network that makes up much of the parenchyma of the human placenta. The distal villous capillary network is the terminus of the fetal blood supply after several generations of branching of vessels extending out from the umbilical cord. This network has a contiguous cellular sheath, the syncytial trophoblast barrier layer, which prevents mixing of fetal blood and the maternal blood in which it is continuously bathed. Insults to the integrity of the placental capillary network, occurring in disorders such as maternal diabetes, hypertension and obesity, have consequences that present serious health risks for the fetus, infant, and adult. To better define the structural effects of these insults, a protocol was developed for this study that captures capillary network structure on the order of 1 - 2 mm3 wherein one can investigate its topological features in its full complexity. To accomplish this, clusters of terminal villi from placenta are dissected, and the trophoblast layer and the capillary endothelia are immunolabeled. These samples are then clarified with a new tissue clearing process which makes it possible to acquire confocal image stacks to z- depths of ~1 mm. The three-dimensional renderings of these stacks are then processed and analyzed to generate basic capillary network measures such as volume, number of capillary branches, and capillary branch end points, as validation of the suitability of this approach for capillary network characterization.

This study presents a protocol for the reversible tissue clearing, immunostaining, 3D-rendering and analysis of vascular networks in human placenta villi samples on the order of 1 - 2 mm3.

三次元レンダリングとカルビンディン抗体、解析人間の胎盤絨毛血管のネットワークを明らかにしました。

Nutrient and gas exchange between mother and fetus occurs at the interface of the maternal intervillous blood and the vast villous capillary network that ...

発生生物学

Imaging Cleared Intact Biological Systems at a Cellular Level by 3DISCO

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact organs. Unlike traditional histological methods, where the tissue of interest is sectioned for fluorescent imaging, 3D imaging of cleared tissue allows examination of labeled cells and molecules in the entire specimen. To this end, optically opaque tissues should be rendered transparent by matching the refractory indices throughout the tissue. Subsequently, the tissue can be imaged at once using laser-scanning microscopes to obtain a complete high-resolution 3D image of the specimen. A growing list of tissue clearing protocols including 3DISCO, CLARITY, Sca/e, ClearT2, and SeeDB provide new ways for researchers to image their tissue of interest as a whole. Among them, 3DISCO is a highly reproducible and straightforward method, which can clear different types of tissues and can be utilized with various microscopy techniques. This protocol describes this straightforward procedure and presents its various applications. It also discusses the limitations and possible difficulties and how to overcome them.

To obtain high-resolution images of fluorescently labeled cells within large tissues, ideally, the biological samples should be imaged without sectioning. 3DISCO is a straightforward tissue clearing procedure based on sequential incubation with organic solvents. Upon clearing, the organs become transparent allowing an end-to-end laser scan of the specimen.

イメージングは​​3DISCOにより、細胞レベルで無傷生物系をクリア

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact ...

神経科学

High-Resolution 3D Imaging of Rabies Virus Infection in Solvent-Cleared Brain Tissue

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and study the distribution, tropism, and abundance of pathogens inside of organ tissues provides pivotal data on disease development and progression. Using conventional microscopy methods, immunolabeling is mostly restricted to thin sections obtained from paraffin-embedded or frozen samples. However, the limited 2D image plane of these thin sections may lead to the loss of crucial information on the complex structure of an infected organ and the cellular context of the infection. Modern multicolor, immunostaining-compatible tissue clearing techniques now provide a relatively fast and inexpensive way to study high-volume 3D image stacks of virus-infected organ tissue. By exposing the tissue to organic solvents, it becomes optically transparent. This matches the sample&#8217;s refractive indices and eventually leads to a significant reduction of light scattering. Thus, in combination with long free working distance objectives, large tissue sections up to 1 mm in size can be imaged by conventional confocal laser scanning microscopy (CLSM) at high resolution. Here, we describe a protocol to apply deep-tissue imaging after tissue clearing to visualize rabies virus distribution in infected brains in order to study topics like virus pathogenesis, spread, tropism, and neuroinvasion.

Novel, immunostaining-compatible tissue clearing techniques like the ultimate 3D imaging of solvent-cleared organs allow the 3D visualization of rabies virus brain infection and its complex cellular environment. Thick, antibody-labeled brain tissue slices are made optically transparent to increase imaging depth and to enable 3D analysis by confocal laser scanning microscopy.

溶媒クリア脳組織における狂犬病ウイルス感染の高解像度3Dイメージング

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

免疫標識腎組織の光学クリアリングとイメージング

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

医学

Immunostaining of Whole-Mount Retinas with the CLARITY Tissue Clearing Method

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining and imaging of thick brain samples. However, this advanced technology has not yet been used for whole-mount retinas. Although the retina is partially transparent, its thickness of approximately 200 &#181;m (in mice) still limits the penetration of antibodies into the deep tissue as well as reducing light penetration for high-resolution imaging. Here, we adapted the CLARITY method for whole-mount mouse retinas by polymerizing them with an acrylamide monomer to form a nanoporous hydrogel and then clearing them in sodium dodecyl sulfate to minimize protein loss and avoid tissue damage. CLARITY-processed retinas were immunostained with antibodies for retinal neurons, glial cells, and synaptic proteins, mounted in a refractive index matching solution, and imaged. Our data demonstrate that CLARITY&#160;can improve the quality of standard immunohistochemical staining and imaging for retinal neurons and glial cells in whole-mount preparation. For instance, 3D resolution of fine axon-like and dendritic structures of dopaminergic amacrine cells were much improved by CLARITY. Compared to non-processed whole-mount retinas, CLARITY can reveal immunostaining for synaptic proteins such as postsynaptic density protein 95. Our results show that CLARITY renders the retina more optically transparent after the removal of lipids and preserves fine structures of retinal neurons and their proteins, which can be routinely used for obtaining high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures in whole-mount preparation.

Here we present a protocol to adapt the CLARITY method of the brain tissues for whole-mount retinas to improve the quality of standard immunohistochemical staining and high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures.

CLARITY組織クリアリング法による全マウントレティナの免疫染色

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining ...

Imaging and Quantification of Intact Neuronal Dendrites via CLARITY Tissue Clearing

Brain activity, the electrochemical signals passed between neurons, is determined by the connectivity patterns of neuronal networks, and from the morphology of processes and substructures within these neurons. As such, much of what is known about brain function has arisen alongside developments in imaging technologies that allow further insight into how neurons are organized and connected in the brain. Improvements in tissue clearing have allowed for high-resolution imaging of thick brain slices, facilitating morphological reconstruction and analyses of neuronal substructures, such as dendritic arbors and spines. In tandem, advances in image processing software provide methods of quickly analyzing large imaging datasets. This work presents a relatively rapid method of processing, visualizing, and analyzing thick slices of labeled neural tissue at high-resolution using CLARITY tissue clearing, confocal microscopy, and image analysis. This protocol will facilitate efforts toward understanding the connectivity patterns and neuronal morphologies that characterize healthy brains, and the changes in these characteristics that arise in diseased brain states.

Neuronal dendritic morphology often underlies function. Indeed, many disease processes that affect the development of neurons manifest with a morphological phenotype. This protocol describes a simple and powerful method for analyzing intact dendritic arbors and their associated spines.

CLARITY組織クリアリングによるインタクトニューロンデンドライトのイメージングと定量化

Brain activity, the electrochemical signals passed between neurons, is determined by the connectivity patterns of neuronal networks, and from the ...

A Tissue Clearing Method for Neuronal Imaging from Mesoscopic to Microscopic Scales

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging from neural circuits to subcellular neuronal structures are visualized in mouse brain slices optically cleared with ScaleSF. This clearing method is a modified version of ScaleS and is a hydrophilic tissue clearing method for tissue slices that achieves potent clearing capability as well as a high-level of preservation of fluorescence signals and structural integrity. A customizable three dimensional (3D)-printed imaging chamber is designed for reliable mounting of cleared brain tissues. Mouse brains injected with an adeno-associated virus vector carrying enhanced green fluorescent protein gene were fixed with 4% paraformaldehyde and cut into slices of 1-mm thickness with a vibrating tissue slicer. The brain slices were cleared by following the clearing protocol, which include sequential incubations in three solutions, namely, ScaleS0 solution, phosphate buffer saline (&#8211;), and ScaleS4 solution, for a total of 10.5&#8211;14.5 h. The cleared brain slices were mounted on the imaging chamber and embedded in 1.5% agarose gel dissolved in ScaleS4D25(0) solution. The 3D image acquisition of the slices was carried out using a confocal laser scanning microscope equipped with a multi-immersion objective lens of a long working distance. Beginning with mesoscopic neuronal imaging, we succeeded in visualizing fine subcellular neuronal structures, such as dendritic spines and axonal boutons, in the optically cleared brain slices. This protocol would facilitate understanding of neuronal structures from circuit to subcellular component scales.

The protocol provides a detailed method of neuronal imaging in brain slice using a tissue clearing method, ScaleSF. The protocol includes brain tissue preparation, tissue clarification, handling of cleared slices and confocal laser scanning microscopy imaging of neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels.

メゾスコピックから顕微鏡スケールまでのニューロンイメージングのための組織クリアリング法

A detailed protocol is provided here to visualize neuronal structures from mesoscopic to microscopic levels in brain tissues. Neuronal structures ranging ...

Whole-Brain Single-Cell Imaging and Analysis of Intact Neonatal Mouse Brains Using MRI, Tissue Clearing, and Light-Sheet Microscopy

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of structural changes caused by genetic or environmental perturbations. Whole-brain imaging results in more accurate quantification of cells and the study of region-specific differences that may be missed with commonly used microscopy of physically sectioned tissue. Using light-sheet microscopy to image cleared brains greatly increases acquisition speed as compared to confocal microscopy. Although these images produce very large amounts of brain structural data, most computational tools that perform feature quantification in images of cleared tissue are limited to counting sparse cell populations, rather than all nuclei.
Here, we demonstrate NuMorph (Nuclear-Based Morphometry), a group of analysis tools, to quantify all nuclei and nuclear markers within annotated regions of a postnatal day 4 (P4) mouse brain after clearing and imaging on a light-sheet microscope. We describe magnetic resonance imaging (MRI) to measure brain volume prior to shrinkage caused by tissue clearing dehydration steps, tissue clearing using the iDISCO+ method, including immunolabeling, followed by light-sheet microscopy using a commercially available platform to image mouse brains at cellular resolution. We then demonstrate this image analysis pipeline using NuMorph, which is used to correct intensity differences, stitch image tiles, align multiple channels, count nuclei, and annotate brain regions through registration to publicly available atlases.
We designed this approach using publicly available protocols and software, allowing any researcher with the necessary microscope and computational resources to perform these techniques. These tissue clearing, imaging, and computational tools allow measurement and quantification of the three-dimensional (3D) organization of cell-types in the cortex and should be widely applicable to any wild-type/knockout mouse study design.

This protocol describes methods for conducting magnetic resonance imaging, clearing, and immunolabeling of intact mouse brains using iDISCO+, followed by a detailed description of imaging using light-sheet microscopy, and downstream analyses using NuMorph.

MRI、組織透明化、ライトシート顕微鏡を用いた無傷新生児マウス脳の全脳単一細胞イメージングと解析

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of ...

SHORTとLSFMによるヒト脳の高解像度3次元再構成

Optical Clearing and Labeling for Light-sheet Fluorescence Microscopy in Large-scale Human Brain Imaging

Despite the numerous clearing techniques that emerged in the last decade, processing postmortem human brains remains a challenging task due to its dimensions and complexity, which make imaging with micrometer resolution particularly difficult. This paper presents a protocol to perform the reconstruction of volumetric portions of the human brain by simultaneously processing tens of sections with the SHORT (SWITCH - H2O2 - Antigen Retrieval - 2,2'-thiodiethanol [TDE]) tissue transformation protocol, which enables clearing, labeling, and sequential imaging of the samples with light-sheet fluorescence microscopy (LSFM). SHORT provides rapid tissue clearing and homogeneous multi-labeling of thick slices with several neuronal markers, enabling the identification of different neuronal subpopulations in both white and grey matter. After clearing, the slices are imaged via LSFM with micrometer resolution and in multiple channels simultaneously for a rapid 3D reconstruction. By combining SHORT with LSFM analysis within a routinely high-throughput protocol, it is possible to obtain the 3D cytoarchitecture reconstruction of large volumetric areas at high resolution in a short time, thus enabling comprehensive structural characterization of the human brain.

著者スポットライト:3D細胞構造解析の進歩 - ヒト脳の迅速な体積再構成 

The present protocol provides a step-by-step procedure for rapid and simultaneous optical clearing, muti-round labeling, and 3D volumetric reconstruction of tens of postmortem human brain sections by combining the (SWITCH - H2O2 - Antigen Retrieval - 2,2'-thiodiethanol [TDE]) SHORT tissue transformation technique with light-sheet fluorescence microscopy imaging in a routinely high-throughput protocol.

ACT-PRESTO：生体組織のクリアとボリュームイメージングのための免疫標識方法

要約

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三次元レンダリングとカルビンディン抗体、解析人間の胎盤絨毛血管のネットワークを明らかにしました。

イメージングは3DISCOにより、細胞レベルで無傷生物系をクリア

溶媒クリア脳組織における狂犬病ウイルス感染の高解像度3Dイメージング

免疫標識腎組織の光学クリアリングとイメージング

CLARITY組織クリアリング法による全マウントレティナの免疫染色

CLARITY組織クリアリングによるインタクトニューロンデンドライトのイメージングと定量化

メゾスコピックから顕微鏡スケールまでのニューロンイメージングのための組織クリアリング法

MRI、組織透明化、ライトシート顕微鏡を用いた無傷新生児マウス脳の全脳単一細胞イメージングと解析

大規模ヒト脳イメージングにおけるライトシート蛍光顕微鏡のための光学的透明化と標識

大規模ヒト脳イメージングにおけるライトシート蛍光顕微鏡のための光学的透明化と標識

ACT-PRESTO：生体組織のクリアとボリュームイメージングのための免疫標識方法

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三次元レンダリングとカルビンディン抗体、解析人間の胎盤絨毛血管のネットワークを明らかにしました。

イメージングは​​3DISCOにより、細胞レベルで無傷生物系をクリア

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免疫標識腎組織の光学クリアリングとイメージング

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CLARITY組織クリアリングによるインタクトニューロンデンドライトのイメージングと定量化

メゾスコピックから顕微鏡スケールまでのニューロンイメージングのための組織クリアリング法

MRI、組織透明化、ライトシート顕微鏡を用いた無傷新生児マウス脳の全脳単一細胞イメージングと解析

大規模ヒト脳イメージングにおけるライトシート蛍光顕微鏡のための光学的透明化と標識

大規模ヒト脳イメージングにおけるライトシート蛍光顕微鏡のための光学的透明化と標識

イメージングは3DISCOにより、細胞レベルで無傷生物系をクリア