Name: scalable 96-well plate based ipsc culture and production using a robotic liquid handling system
Uploaded: 2015-05-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min
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この作品は、NIHの助成金、R44 GM087784とR01 HL109505によって部分的にサポートされています。著者らは、拡張された技術的なサポートのためにギルソン、INCの技術およびOEMチームに感謝します。

の構想、ここでは説明ロボットのプロトコルを開発し、著者MKC、MJG、EEB、NJD及びROまたはInvivoSciencesの開発従業員の時にあったされ、INC。 TWはInvivoSciences INCためCSOである。SHはギルソン社の従業員です。

本研究では、小型化し、また効率的なスケールアップを可能にしながら、96ウェルプレートフォーマットで送り通路を自動化するiPS細胞の産生のためのロボット文化の方法を開発しました。液体ハンドリングロボットを日常酵素的解離によって、定期的にiPS細胞コロニーと通路にそれらを供給するために使用しました。ロボットはまた、細胞外マトリックスゲル被覆プレートを生成し、播種密度勾配を実行するようにプログラムしました。線維芽細胞と脂肪由来iPS細胞が20以上の通路、約3ヶ月間、このシステムで培養したときに安定した核型であったように、多能性は、維持されました。両方の細胞株は、心筋細胞に分化することができました。一緒に、ここに記載されたプロトコルのコレクションは、培養幹細胞に、非常に少ない幹細胞培養の経験、または特殊な培養装置へのアクセスが制限されたユーザを可能にし、高い細胞産生または最小限の労力とコストで扱うマルチラインを実現します。 、49 -一つの利点は、ここで、以前に44,47を実証確立プレートベースのフォーマットでスケーラブルな幹細胞培養です。スケーラブルな幹細胞培養収率の多能性細胞の他の形式は、20,23,29、このプレートベースの方法は、適応のような懸濁液に培養形式の本質的変化、化学物質やRhoキナーゼ阻害剤20の長期使用を消泡を使用する必要がありませんが。培養条件が類似しているため、このプレートベースの方法は、したがって、急速に、そして予想通り、新しい行を収容することができます。病気のモデリングのための性IPSCの使用は4,6,19,50を増加すると、新しいiPS細胞ラインが連続して発生します。形式に移行する障壁がlであるため、ここで説明する技術は、高容量とスループットの培地中で培養新しい行に最も適していますOW。これはコロニーを維持するのに必要な労働力や設備についても同様です。形式と取り扱いが派生し、そのような指向分化などiPS細胞株、培養性能を検証するために使用される環境に類似しているため、最終的に、より予測可能である可能性が高いです。 図8は、96ウェルプレートにおける幹細胞産生のスケールアップのための1つの戦略を示す図です。一方のプレート（サイクル0）はロボット12の新しいプレート、12倍の増加（1サイクル0）を播種するために使用されます。給餌の数日後、12プレートの一方は、12プレート（サイクル2サイクル1）の別のセットをシードする継代されています。残りの11のプレートは現在、他の用途に利用可能であり、システムの生産要素を表します。このレートでは、一方のプレートの通過が11プレート毎サイクル、または3〜4日ごとに提供します。この方法は、二つのプレートがあり、サイクル3サイクル2からサイクル3への移行に示すように、複数のプレートが継代されている場合に、より拡張することができ常にコロニーを維持し、24の新しいプレートに播種するために使用されます。残りの22のプレートは、すべての通路サイクル後の使用のために利用可能です。メンテナンスサイクル中の任意の時点で、ユーザは、生産を増大させるために多くのプレートに播種することができます。一例は、通路に2つの成長サイクルのすべての列になります。第一通路12は、プレートに一方のプレートを変換して、12プレートの各々は、144プレートに播種するために使用されます。この場合、ユーザは、1つのプレートから始まり、2つの通路、または培養物の約1.5〜2週間後に、プレート144を有しています。例えば、線維芽細胞および脂肪iPS細胞株は、通路に96ウェルプレート当たり約25から75000000細胞の準備ができたときに得られます。プレート144は、従って、約4~7×10 9細胞を表すことができます。 ロボット144 96ウェルプレートを搬送するための労働負担とは何ですか？この仕事のための目標の一つは、細胞培養幹伝統的な（ すなわち 、6ウェルプレート）に比べて労力を低減し、スケーラブルな幹細胞の産生しました。ロボットACComplishesこの物理的に供給および継代中に各プレートを処理する必要性を軽減することもできます。直線的に、それは伝統的な6ウェルプレートであろうように、96ウェルプレートの生産スケールが、技術者がプレートでの作業に費やす時間が有意に少なく、ロボット培養を使用しています。ロボット培養の生産効率は、この差（ 図9）に由来します。これは、技術者は、インキュベーターから6ウェルプレートを取り外し、顕微鏡でそれを確認し、その後吸引し、約3.5分でプレートを養うことができるが見つかりました。対照的に、技術者は、約30秒インキュベーターから96ウェルプレートを取り外し、ロボット上に配置する前に、汚染密度用顕微鏡でそれを検査費やします。上記と同様の拡大給餌プロトコル六の96ウェルプレートを、約21分、またはプレートあたり3.5分をとる、ロード及び供給することができます。プレートを養うために、総経過時間はロボットと同等です技術者は、ロボットのための6つのプレート（プレートあたり30秒検査）を取り扱うだけで3分を費やしているのに対し、ICと手動方法が、手差しに6プレート技術者は、すべての21分のために必要とされます。 8手動で時間とロボットとは対照的に、 図9に示すように、技術者がロボットを使用して144板を扱うに費やす時間は約1.2時間である間違いは、プレートの取り扱いや液体を転送行うことはありません。 ここで説明した96ウェルiPS細胞の培養方法は、複雑なスクリーニング作業のための扱いやすいプラットフォームを提供します。各ウェルは、遺伝的に同一であり、同じ初期プールから同じ密度で播種するので、変数は、プレート全体に分散され、条件を分離する市販のリザーバを有するロボットによって維持することができます。これは、幹細胞を用いた幹細胞増殖培地の開発34,35,47、基板または培養条件の試験および毒性試験などの試験のために有用であろう51。各幹細胞系が最適なコロニーの大きさと通路の要件の点でユニークであるので、一つの通路と、給電周波数の間に、収穫の列を操作することにより、周波数と通過処理を供給する、播種密度を調節するために、機械的に攪拌し、このシステムを使用することができるに。これらの変数を反復すると、ユーザーはすぐに新しいラインの培養に適した条件のセットを見つけたり、新しい培養技術を開発することができます。ロボットシステム96はまた、平行であるが独立した幹細胞のコロニーを維持することができます。 iPS細胞は体細胞に由来するか、または遺伝子操作した後にクローン化されると、多くの並列のクローンは、潜在的なiPS細胞株を得るためにスクリーニングされます。単一細胞を、96ウェルプレートに播種した後、このシステムを供給することができ、それぞれのコロニーを維持する通路96ウェルプレートを分離しました。これは、潜在的なクローンを選択する際に、非常に高いスループットを可能にし、物理的に96本の平行線を培養することの困難を排除します。この方法はまた、材料は平行分析のために容易に利用可能であるようにllowsは、各クローンの産生をスケールアップ。最後に、我々は完全に自動化された文化を可能にインキュベーターにしてから、プレートを提供ロボットプレート輸送システムと、これらの培養技術を統合構想します。これは、ここで説明する基本的なプロトコルは、他のプレートベースのシステムに転送されているので、それ以上の拡張を可能にし、より複雑なロボットで達成することができます。 プロトコルに対処するための最初の重要なステップは、防止し、1.5と4.2の手順などの汚染を確認するものです。良好な無菌技術および常識が利用される場合汚染は、上述のように、うまく回避することができます。これは、オペレータの汚染のチェックと示されたステップで、このプロトコルではそうすることが著しく汚染のリスクを減少させることに関係なく、幹細胞培養フォーマットの、不可欠です。適切な細胞外マトリックスゲルアプリケーションは、第ESSありますこのプロトコルの全体的な成功にentialステップ。適切に96ウェルプレートをコーティングすることなく、幹細胞は増殖しないであろう。一般的な問題の1つは、不完全よくコーティングです。経験は、気泡、静電引力及び毛管作用が完了ウェルコーティングを妨げることが示されています。プリウエット工程（1.6）かなりよくボトムコーティングを改善するために開発され、スキップされるべきではありません。この予備湿潤段階は、細胞外マトリックスゲルコーティングが適用されたとき、それが均一にウェル底部と側面に分散されるようにプラスチックの96ウェルプレートの見かけの疎水性を減少させるように思われます。また、静かに一度でも外マトリックスゲル溶液の分布を確実にするためにコーティングされた清潔な手に対して96ウェルプレートをタップすることをお勧めします。解離パラメータも最適化することが重要です。酵素またはEDTAベースの解離試薬と拡張インキュベーションまたは通過中の目標であってもなくてもよい単一の細胞になります。したがって、オペレータ解離時間、摩砕力、および洗浄の繰り返しは、コロニー形態や健康に影響を与えるし、それに応じて調整する方法に特別な注意を払う必要があります。 ここに記載された技術に限界を理解することは、正常な動作に最も重要です。他の細胞培養の設定のように、96ウェルプレートを使用することは、比較的高い汚染リスクを提示します。上述したように、技術者は、摂食及び継代中に各プレートを処理しています。例えば、蓋を開けロボットベッドの上でプレートを入れて、顕微鏡にプレートをチェックするとき。ステップ1.5の後に述べたようにそのため、そのようなベッドの上で傾斜加熱ブロックまたは垂直ピンとして任意の板蓋の内側に触れたり、潜在的に汚染された表面に、この部分が露出しないが不可欠です。プロトコルを開発する際には、この制限は、発見され、無菌性を維持するために、プレートの蓋を保持するためのラックを開発するための原動力でした。同様に、トラフリザーバー、ピペットチップおよびo彼らは環境に開放し、技術者によって処理されるため、液体ハンドリングロボットベッドの上THER供給が汚染源となる可能性があります。したがって、良好な滅菌技術は、露出した培養材料またはオープン液体の上の動きを減少させるものとして適用されるべきです。別の制限は、プロトコルが視覚的に&gt; 100 96ウェルプレートの各ウェルをチェックし、スケールアップされたときに面倒であるということです。これは、疑わしいウェルを同定するために、このような混濁媒体として、視覚的に汚染の兆候をプレート全体を検査することによって対処することができます。将来のスケールアップのために、細胞の増殖および潜在的な汚染の自動顕微鏡とインジケータの使用が組み込まれます。 要約すると、ここで説明した高スループットの96ウェルベースの​​プラットフォームは、プレート形式での幹細胞培養および生産のための再現性、高忠実度の方法を提供しています。この方法は、細胞培養しばらく幹専用の必須の経験、必要な設備と労働時間を削減します従来の接着培養の利点を維持します。

6 -ヒト人工多能性幹細胞（性IPSC）の使用は、化合物試験、再生医療や病気のモデリング2 2007年1での導出以来、大幅に増加しています。この需要は圧倒的な量で体細胞に分化させることができる多能性細胞を大量に生成するiPS細胞の能力から来ています。指向分化技術が7向上したよう-ので、高品質のiPS細胞の大量生産のための要件を行い、14 - 10をし、ヒト細胞または組織のモデリングと細胞治療の開発11を増加させます。 18 -それは広く、体細胞15を由来する他の病気の中で、心筋梗塞またはB細胞機能の交換はiPS細胞数億から数十億のが必要になることが挙げられます。薬物発見およびtの場合さらに、ますます複雑な3D組織モデリングherapyは細胞9,13,19を大量に要求します。これらの例の全てにおいて、定義され、均一で再現性の性IPSCは、製造するのに利用可能であり、簡単でなければなりません。 組織工学および移植のための細胞由来の生物薬剤学及び幹細胞を産生するために、費用対効果の高いセル製造技術が不可欠です。これらの技術が正常に大規模な、非iPS細胞、真核生物ベースの生産のために展開されている理由の一つ28 -マイクロキャリア基材26を用いて、25または懸濁液- iPS細胞のスケーリングされた生産は、懸濁培養20に焦点を当てています。いくつかのグループは、多能性幹細胞20,21,23,24,29を得る懸濁培養システムを実証しています。しかし、これらのアプローチは、組織工学を駆動しlaboratを行う、新規の分化プログラムを開発する研究者には容易に入手できない高価で複雑なシステムを利用しますORY規模な研究。また、サスペンションとマイクロキャリアiPS細胞の培養物は、凝集を調節するために、適応と技術や、Rhoキナーゼ阻害剤の連続使用など、従来の付着性iPS細胞培養では見られない化学物質、消泡剤および濾過を必要とします。細胞への物理的ストレス、機械的に攪拌することにより、ならびにマイクロキャリア衝突時に導入された、懸濁培養においてより一般的です。これらの問題は、新たに生成された幹細胞株は懸濁状態で培養することができるれる予測と速度を制限します。その他は、プレート培養技術30,31を模倣するロボットプレートハンドリングシステムを開発してきたが、これらのプラットフォームは、機器や幹細胞培養に関連する基本的な課題に加えて動作するための専門知識のために多額の投資を必要としています。 次の作業は自己完結型の、標準的な8チャンネルロボット液体を利用するスケーラブルなiPS細胞培養システムの開発と実践について説明しますハンドラ96ウェルプレート。この方法は、実験室規模iPS細胞培養および大量iPS細胞の生産を橋渡しするように設計された（ 例えば 、10 7 -技術者あたり週1.5×10 9細胞）の新しいiPS細胞技術の開発、それらを有効にするには、簡単に大規模なハードウェアや労力の投資なしで生産を拡大します。この方法では、セットアップが比較的安価で、専用の細胞培養フードを必要とせずに小型機器の設置面積を有し、無幹細胞培養、プログラミングやエンジニアリングの経験に少しを必要とし、自動化された高スループットにメディアを有効にするには、標準的な細胞培養装置を利用しますセル生産。目的は、細胞培養物を食い止めるために、新しい研究所、マニュアル栽培に自分のアイデアや幹細胞を大量に生産する経済的な手段を望むものを開発する障壁を見つけた人が利用できる、スケーラブルな幹細胞培養が可能なシステムを開発することでした。ここで提示プラットフォームは、上の技術者の影響を除去します細胞培養幹、一貫した幹細胞の産生を可能にするために送り通路手順を正規化します。

<table><tbody><tr><td>96-well plates</td><td>Corning</td><td>3596</td><td>96-well; Well volume: 360&amp;nbsp;&amp;#956;l; Cell growth area: 0.32&amp;nbsp;cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;; Individually wrapped</td></tr><tr><td>Seahorse Trough</td><td>SeahorseBio</td><td>201308-100</td><td>Reservoir 4 Clear Part Poly Proplene 73Ml 25/Cs</td></tr><tr><td>Gilson Tips</td><td>Gilson</td><td>F167023</td><td>10 racks gilson 96 tips D200 tips</td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Life Technologies</td><td>12500062</td><td>DMEM/F12 powder.&amp;nbsp; Resuspend in 1 L purified, cell culture grade water and sterile filter.</td></tr><tr><td>Growth Factor Reduced Matrigel</td><td>Corning</td><td>354230</td><td>Referred to as, &quot;extracellular matrix gel&quot; in the text. Matrigel GFR, 10&amp;nbsp;ml</td></tr><tr><td>mTeSR1</td><td>StemCell Technologies</td><td>5857</td><td>mTeSR1 Complete Kit for hES Maintenance.</td></tr><tr><td>E8 Media</td><td>StemCell Technologies</td><td>5940</td><td>TeSR-E8 Kit for hESC/hiPSC Maintenance</td></tr><tr><td>Y27632</td><td>AdooQ BioScience</td><td>A11001-50</td><td>Rock inhinitor Y-27632 2HCI</td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Innovative Cell Technologies</td><td>ACCUTASE</td><td>Referred to as, &quot;proteolytic and collagenolytic dissociation reagent&quot; in the text. Accutase 500&amp;nbsp;ml sterile cell solution</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Fisher</td><td>SH30256FS</td><td>PBS w/o Ca Mg 500&amp;nbsp;ml, 6/pk</td></tr><tr><td>Gilson PIPETMAX</td><td>Gilson</td><td>PIPETMAX</td><td>http://www.gilson.com/en/AI/Products/13.290/Default.aspx#.VCGwRBZmYSk</td></tr></tbody></table>

scalable 96-well plate based ipsc culture and production using a robotic liquid handling system

多能性幹細胞培養における継続的な進歩は、再生医療、創薬及び安全性試験では、これらの細胞を使用するためのベンチ、ベッドサイドの間のギャップを閉じています。組織工学および移植のための細胞由来の生物薬剤学及び幹細胞を産生するために、費用対効果の高いセル製造技術が不可欠です。多能性と時間をかけてダウンストリーム·アプリケーション（ 例えば 、細胞分化）の細胞の安定した性能を維持することは、大規模なセル生産に最も重要です。まだそれは、オペレータがかなりの変動を導入だけでなく、スケールアップをするために非常に高価であることができる場所細胞が手動で培養される場合は特に達成することは困難です。最小限の技術者の関与や経験を必要とする液体ハンドリングロボットを開発したマルチチャンネルベンチトップを使用して、オペレータの影響新規幹細胞培養プロトコルを高スループット、大規模な幹細胞の生産を可能にし、削除します。ととも​​にこれらのプロトコルは、ヒト人工多能性幹細胞（iPS細胞）を凍結ストックから直接無フィーダー条件で培養し、96ウェルプレート中で維持しました。通路に分割するための最適なコロニー密度を示す一連の画像に基づいて、ときに細胞株、所望のスケールアップ率に応じて、操作者が容易に決定することができます。その後、必要な試薬は、遠心分離工程なしに新しいプレートにコロニー分割を行うために用意されています。 20継代（2~3ヶ月）後、2つのiPS細胞株は、安定した核型を維持した幹細胞マーカーを発現し、かつ高効率で心筋細胞に分化しました。システムは、96ウェルプレート用に設計された新たな分化プロトコルまたは遺伝子操作のその後のハイスループットスクリーニングを行うことができます。この技術は、アプリケーションのための無数の同一性幹細胞を大量に生成するために労力および技術的負担を減少させます。

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Scalable 96-well Plate Based iPSC Culture and Production Using a Robotic Liquid Handling System

The protocols described allow laboratories to perform scalable, adherent stem cell culture in high throughput with minimal labor, experience and equipment investment cost using a programmable liquid handling robot and 96-well plates. iPSCs passaged more than 20 times on this system maintained pluripotency, normal karyotypes and differentiated into cardiomyocytes.

ロボット液体ハンドリングシステムを用いたiPS細胞培養および生産ベースのスケーラブルな96ウェルプレート

Continued advancement in pluripotent stem cell culture is closing the gap between bench and bedside for using these cells in regenerative medicine, drug ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

31.5K ビュー.  InvivoSciences, Inc.. The protocols described allow laboratories to perform scalable, adherent stem cell culture in high throughput with minimal labor, experience and equipment investment cost using a programmable liquid handling robot and 96-well plates. iPSCs passaged more than 20 times on this system maintained pluripotency, normal karyotypes and differentiated into cardiomyocytes. 

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A Robotic Platform for High-throughput Protoplast Isolation and Transformation

Over the last decade there has been a resurgence in the use of plant protoplasts that range from model species to crop species, for analysis of signal transduction pathways, transcriptional regulatory networks, gene expression, genome-editing, and gene-silencing. Furthermore, significant progress has been made in the regeneration of plants from protoplasts, which has generated even more interest in the use of these systems for plant genomics. In this work, a protocol has been developed for automation of protoplast isolation and transformation from a &#39;Bright Yellow&#39; 2 (BY-2) tobacco suspension culture using a robotic platform. The transformation procedures were validated using an orange fluorescent protein (OFP) reporter gene (pporRFP) under the control of the Cauliflower mosaic virus 35S promoter (35S). OFP expression in protoplasts was confirmed by epifluorescence microscopy. Analyses also included protoplast production efficiency methods using propidium iodide. Finally, low-cost food-grade enzymes were used for the protoplast isolation procedure, circumventing the need for lab-grade enzymes that are cost-prohibitive in high-throughput automated protoplast isolation and analysis. Based on the protocol developed in this work, the complete procedure from protoplast isolation to transformation can be conducted in under 4 hr, without any input from the operator. While the protocol developed in this work was validated with the BY-2 cell culture, the procedures and methods should be translatable to any plant suspension culture/protoplast system, which should enable acceleration of crop genomics research.

A high-throughput, automated, tobacco protoplast production and transformation methodology is described. The robotic system enables massively parallel gene expression and discovery in the model BY-2 system that should be translatable to non-model crops.

ハイスループットプロトプラスト単離と変革のためのロボットプラットフォーム

Over the last decade there has been a resurgence in the use of plant protoplasts that range from model species to crop species, for analysis of signal ...

遺伝学

Endogenous Protein Tagging in Human Induced Pluripotent Stem Cells Using CRISPR/Cas9

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or C-terminal fluorescent tags. The prokaryotic CRISPR/Cas9 system (clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated 9) may be used to introduce large exogenous sequences into genomic loci via homology directed repair (HDR). To achieve the desired knock-in, this protocol employs the ribonucleoprotein (RNP)-based approach where wild type Streptococcus pyogenes Cas9 protein, synthetic 2-part guide RNA (gRNA), and a donor template plasmid are delivered to the cells via electroporation. Putatively edited cells expressing the fluorescently tagged proteins are enriched by fluorescence activated cell sorting (FACS). Clonal lines are then generated and can be analyzed for precise editing outcomes. By introducing the fluorescent tag at the genomic locus of the gene of interest, the resulting subcellular localization and dynamics of the fusion protein can be studied under endogenous regulatory control, a key improvement over conventional overexpression systems. The use of hiPSCs as a model system for gene tagging provides the opportunity to study the tagged proteins in diploid, nontransformed cells. Since hiPSCs can be differentiated into multiple cell types, this approach provides the opportunity to create and study tagged proteins in a variety of isogenic cellular contexts.

Described here is a protocol for tagging endogenously expressed proteins with fluorescent tags in human induced pluripotent stem cells using CRISPR/Cas9. Putatively edited cells are enriched by fluorescence activated cell sorting and clonal cell lines are generated.

人間でタグ内因性のタンパク質誘導多能性幹細胞 CRISPR/Cas9 を使用して

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or ...

Production of Large Numbers of Size-controlled Tumor Spheroids Using Microwell Plates

Tumor spheroids are increasingly recognized as an important in vitro model for the behavior of tumor cells in three dimensions. More physiologically relevant than conventional adherent-sheet cultures, they more accurately recapitulate the complexity and interactions present in real tumors. In order to harness this model to better assess tumor biology, or the efficacy of novel therapeutic agents, it is necessary to be able to generate spheroids reproducibly, in a controlled manner and in significant numbers.
The AggreWell system consists of a high-density array of pyramid-shaped microwells, into which a suspension of single cells is centrifuged. The numbers of cells clustering at the bottom of each microwell, and the number and ratio of distinct cell types involved depend only on the properties of the suspension introduced by the experimenter. Thus, we are able to generate tumor spheroids of arbitrary size and composition without needing to modify the underlying platform technology. The hundreds of microwells per square centimeter of culture surface area in turn ensure that extremely high production levels may be attained via a straightforward, nonlabor-intensive process. We therefore expect that this protocol will be broadly useful to researchers in the tumor spheroid field.

We introduce a protocol for the generation of large numbers (thousands to hundreds of thousands) of uniform size- and composition-controlled tumor spheroids, using commercially available microwell plates.

マイクロウェルプレートを用いてサイズ制御の腫瘍球、多数の生産

Tumor spheroids are increasingly recognized as an important in vitro model for the behavior of tumor cells in three dimensions. More physiologically ...

生物工学

Robotic Production of Cancer Cell Spheroids with an Aqueous Two-phase System for Drug Testing

Cancer cell spheroids present a relevant in vitro model of avascular tumors for anti-cancer drug testing applications. A detailed protocol for producing both mono-culture and co-culture spheroids in a high throughput 96-well plate format is described in this work. This approach utilizes an aqueous two-phase system to confine cells into a drop of the denser aqueous phase immersed within the second aqueous phase. The drop rests on the well surface and keeps cells in close proximity to form a single spheroid. This technology has been adapted to a robotic liquid handler to produce size-controlled spheroids and expedite the process of spheroid production for compound screening applications. Spheroids treated with a clinically-used drug show reduced cell viability with increase in the drug dose. The use of a standard micro-well plate for spheroid generation makes it straightforward to analyze viability of cancer cells of drug-treated spheroids with a micro-plate reader. This technology is straightforward to implement both robotically and with other liquid handling tools such as manual pipettes.

A protocol for robotic printing of cancer cell spheroids in a high throughput 96-well plate format using an aqueous two-phase system is presented.

薬物検査のための水性二相系と癌細胞スフェロイドのロボット生産

Cancer cell spheroids present a relevant in vitro model of avascular tumors for anti-cancer drug testing applications. A detailed protocol for producing ...

Large Insert Environmental Genomic Library Production

The vast majority of microbes in nature currently remain inaccessible to traditional cultivation methods. Over the past decade, culture-independent environmental genomic (i.e. metagenomic) approaches have emerged, enabling researchers to bridge this cultivation gap by capturing the genetic content of indigenous microbial communities directly from the environment. To this end, genomic DNA libraries are constructed using standard albeit artful laboratory cloning techniques. Here we describe the construction of a large insert environmental genomic fosmid library with DNA derived from the vertical depth continuum of a seasonally hypoxic fjord. This protocol is directly linked to a series of connected protocols including coastal marine water sampling [1], large volume filtration of microbial biomass [2] and a DNA extraction and purification protocol [3]. At the outset, high quality genomic DNA is end-repaired with the creation of 5 -phosphorylated blunt ends. End-repaired DNA is subjected to pulsed-field gel electrophoresis (PFGE) for size selection and gel extraction is performed to recover DNA fragments between 30 and 60 thousand base pairs (Kb) in length. Size selected DNA is purified away from the PFGE gel matrix and ligated to the phosphatase-treated blunt-end fosmid CopyControl vector pCC1 (EPICENTRE <a href="http://www.epibio.com/item.asp?ID=385">http://www.epibio.com/item.asp?ID=385</a>). Linear concatemers of pCC1 and insert DNA are subsequently headfull packaged into phage particles by lambda terminase, with subsequent infection of phage-resistant E. coli cells. Successfully transduced clones are recovered on LB agar plates under antibiotic selection and archived in 384-well plate format using an automated colony picking robot (Qpix2, GENETIX). The current protocol draws from various sources including the CopyControl Fosmid Library Production Kit from EPICENTRE and the published works of multiple research groups [4-7]. Each step is presented with best practice in mind. Whenever possible we highlight subtleties in execution to improve overall quality and efficiency of library production. The whole process of fosmid library production and automated colony picking takes at least 7-10 days as there are many incubation steps included. However, there are several stopping points possible which are mentioned within the protocol.

Construction of a fosmid library with environmental genomic DNA isolated from the vertical depth continuum of a seasonally hypoxic fjord is described. The resulting clone library is picked into 384-well plates and archived for downstream sequencing and functional screening by the application of an automated colony picking system.

大規模な挿入環境ゲノムライブラリーの製造

The vast majority of microbes in nature currently remain inaccessible to traditional cultivation methods. Over the past decade, culture-independent ...

生物学

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

ハイスループットシングルセルの単離および培養のためのマイクロ流体プラットフォーム

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

自動培養システムによる多能性幹細胞分化の誘導

An Automated Culture System for Maintaining and Differentiating Human-Induced Pluripotent Stem Cells

Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) with infinite self-proliferating ability have been expected to have applications in numerous fields, including the elucidation of rare disease pathologies, the development of new medicines, and regenerative medicine aiming to restore damaged organs. Despite this, the social implementation of hiPSCs is still limited. This is partly because of the difficulty of reproducing differentiation in culture, even with advanced knowledge and sophisticated technical skills, due to the high sensitivity of iPSCs to minute environmental changes. The application of an automated culture system can solve this issue. Experiments with high reproducibility independent of a researcher's skill can be expected according to a shared procedure across various institutes. Although several automated culture systems that can maintain iPSC cultures and induce differentiation have been developed previously, these systems are heavy, large, and costly because they make use of humanized, multi-articulated robotic arms. To improve on the above issues, we developed a new system using a simple x-y-z axis slide rail system, allowing it to be more compact, lighter, and cheaper. Furthermore, the user can easily modify parameters in the new system to develop new handling tasks. Once a task is established, all the user needs to do is prepare the iPSC, supply the reagents and consumables needed for the desired task in advance, select the task number, and specify the time. We confirmed that the system could maintain iPSCs in an undifferentiated state through several passages without feeder cells and differentiate into various cell types, including cardiomyocytes, hepatocytes, neural progenitors, and keratinocytes. The system will enable highly reproducible experiments across institutions without the need for skilled researchers and will facilitate the social implementation of hiPSCs in a wider range of research fields by diminishing the obstacles for new entries.

著者スポットライト:iPS細胞培養の自動化による再現性の向上 

Here, we present a protocol for an automated cell culture system. This automated culture system reduces labor and benefits the users, including researchers unfamiliar with handling induced pluripotent stem (iPS) cells, from the maintenance of iPS cells to differentiation into various types of cells.

ヒト人工多能性幹細胞の維持・分化のための自動培養システム

Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) with infinite self-proliferating ability have been expected to have applications in numerous fields, ...

発生生物学

Method for High Speed Stretch Injury of Human Induced Pluripotent Stem Cell-derived Neurons in a 96-well Format

Traumatic brain injury (TBI) is a major clinical challenge with high morbidity and mortality. Despite decades of pre-clinical research, no proven therapies for TBI have been developed. This paper presents a novel method for pre-clinical neurotrauma research intended to complement existing pre-clinical models. It introduces human pathophysiology through the use of human induced pluripotent stem cell-derived neurons (hiPSCNs). It achieves loading pulse duration similar to the loading durations of clinical closed head impact injury. It employs a 96-well format that facilitates high throughput experiments and makes efficient use of expensive cells and culture reagents. Silicone membranes are first treated to remove neurotoxic uncured polymer and then bonded to commercial 96-well plate bodies to create stretchable 96-well plates. A custom-built device is used to indent some or all of the well bottoms from beneath, inducing equibiaxial mechanical strain that mechanically injures cells in culture in the wells. The relationship between indentation depth and mechanical strain is determined empirically using high speed videography of well bottoms during indentation. Cells, including hiPSCNs, can be cultured on these silicone membranes using modified versions of conventional cell culture protocols. Fluorescent microscopic images of cell cultures are acquired and analyzed after injury in a semi-automated fashion to quantify the level of injury in each well. The model presented is optimized for hiPSCNs but could in theory be applied to other cell types.

Here we present a method for a human in vitro model of stretch injury in a 96-well format on a timescale relevant to impact trauma. This includes methods for fabricating stretchable plates, quantifying the mechanical insult, culturing and injuring cells, imaging, and high content analysis to quantify injury.

ロボット液体ハンドリングシステムを用いたiPS細胞培養および生産ベースのスケーラブルな96ウェルプレート

要約

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この動画の章

ハイスループットプロトプラスト単離と変革のためのロボットプラットフォーム

人間でタグ内因性のタンパク質誘導多能性幹細胞 CRISPR/Cas9 を使用して

マイクロウェルプレートを用いてサイズ制御の腫瘍球、多数の生産

薬物検査のための水性二相系と癌細胞スフェロイドのロボット生産

大規模な挿入環境ゲノムライブラリーの製造

ハイスループットシングルセルの単離および培養のためのマイクロ流体プラットフォーム

ヒト人工多能性幹細胞の維持・分化のための自動培養システム

ヒト人工多能性幹細胞の維持・分化のための自動培養システム

ヒト人工多能性幹細胞の維持・分化のための自動培養システム

人間の高速ストレッチ損傷法による 96 ウェル形式で多能性幹細胞由来神経細胞