Name: endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter
Uploaded: 2017-11-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
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Gli autori desiderano riconoscere quei dipendenti e il personale di ricerca che hanno partecipato alle sessioni coniglio gestione e formazione di anestesia per il loro feedback mentre l'apprendimento di questa tecnica di intubazione.

la procedura di intubazione descritta di seguito è stata approvata dal comitato di uso e Mayo Clinic istituzionale Animal Care.
 1. preparazione ( Figura 1) <ol><li>ottenere un catetere 5 French in polipropilene e tagliare l'estremità non arrotondati, quindi la lunghezza totale è di 8-10 pollici. Contrassegnare la fine di taglio del tubo per indicare chiaramente quale estremità dovrebbe non essere inserito nella trachea (freccia ( Figura 1).</li>
	<li>Inserire una lama laringoscopio Miller in formato 0 o 1 il laringoscopio e verificare che la luce funzioni.</li>
	<li>Attirare 0,25 mL di lidocaina 2% in una siringa da 1 mL.</li>
	<li>Applicare lubrificante sterile all'estremità di un tubo endotracheale uncuffed dimensione adeguate (in genere 2,5-4,0 mm D.I.).</li>
	<li>Preparare forniture per fissare il tubo endotracheale a posto una volta che è inserito (ad es., nastro ombelicale).</li>
	<li>Ottenere un dispositivo per rilevare il flusso d'aria alla fine della procedura per confermare la riuscita intubazione (n. 5, Figura 1). Questo è facoltativo.</li>
</ol> 2. Anestesia <ol><li>amministra anestesia iniettabile, ad esempio 35 mg/kg ketamina e 5 mg/kg xylazina intramuscolarmente utilizzando una siringa da 3 mL con un ago di 25 calibro nel muscolo quadricipite della gamba posteriore di un circa 4 mesi di età, 3,0-3,5 kg, bianco della Nuova Zelanda coniglio. 
	Nota: Questo regime anestetico è una combinazione di iniettabile comunemente usata nei conigli giovani, sani e specifico ricerca esenti da patogeni, ma sulla base di condizioni cliniche e/o obiettivi sperimentali, un protocollo diverso potrebbe essere più appropriato.</li>
	<li>Dopo il coniglio è anestetizzato, applicare sterile oftalmica lubrificante agli occhi per preservare il tessuto corneale.</li>
</ol> 3. Intubazione endotracheale <ol><li>misura il tubo endotracheale dagli incisivi a toracica dell'ingresso per determinare la lunghezza corretta per l'inserimento del tubo endotracheale. Posizionamento dell'estremità del tubo al livello di ingresso toracico assicura che l'apertura del tubo è passato la laringe ma cranica alla biforcazione tracheale.</li>
	<li>Posizionare il coniglio sternally sul tavolo di preparazione con la testa leggermente estesa oltre il bordo della tabella ( Figura 2). Il coniglio deve essere posizionato piazza con la testa e la spina dorsale in allineamento diritto.</li>
	<li>Alzando la testa, utilizzare un tampone di garza per tirare il coniglio &#39; s linguetta laterale al coniglio &#39; incisivi inferiori destro s (nel diastema), avendo cura di evitare traumi dagli incisivi.</li>
	<li>Afferrare il laringoscopio e la lama con la mano destra e metterlo in bocca dietro gli incisivi, entrando dal coniglio &#39; lasciato s.</li>
	<li>Seguire il tetto della bocca con la punta della lama in direzione caudale fino a rendere visibile il palato molle.</li>
	<li>Con la mano destra, punta il laringoscopio in avanti (piega del polso, che tiene il laringoscopio verso il basso) estendendo il coniglio &#39; indietro la testa e il collo in avanti per effettuare lle vie respiratorie aperte e visualizzare la laringe ( Figura 3 A). come obbligano gli sfiatatoi nasale, l'epiglottide è spesso sopra il palato molle, e utilizzo di questo metodo comprime la base della linguetta per spostare l'epiglottide ed esporre la glottide. Per evitare la desaturazione dell'ossigeno, è importante mantenere il collo esteso come descritto per effettuare lle vie respiratorie aperte durante l'intubazione.</li>
	<li>Sganciare la linguetta e passare la lama del laringoscopio per la mano sinistra per liberare la mano destra per il posizionamento del catetere guida.</li>
	<li>Mentre tenendo il laringoscopio e mantenendo la visualizzazione della glottide ( Figura 3 B), far avanzare la punta arrotondata del catetere guida attraverso l'apertura oltre la laringe ( Figura 4 ). Il catetere verrà a una sosta naturale alla biforcazione trachea.</li>
	<li>Mantenendo la stiva del catetere guida, afferrare il tubo endotracheale e infilarla sopra il catetere, facendo attenzione a non per applicare forza al catetere cogliendo il connettore del tubo endotracheale. Far avanzare il tubo finché c'è resistenza dalle corde vocali ( Figura 5).</li>
	<li>Infondere 0,25 mL di lidocaina 2% per l'apertura del tubo endotracheale. La lidocaina viaggerà verso il basso il tubo endotracheale per anestetizzare localmente le corde vocali, impedendo laryngospasm 22 ( Figura 6).</li>
	<li>Attendere circa due minuti per l'anestesia topica rendere effettive e procedere ruotando delicatamente il tubo endotracheale, facendolo avanzare attraverso le corde vocali ( Figura 7). Una volta che il tubo ha superato le corde vocali, rimuovere la lama del laringoscopio e il catetere, facendo attenzione a non per staccare il tubo.</li>
	<li>Verifica posizionamento del tubo endotracheale osservando il flusso d'aria. Ci sono diversi modi per realizzare questo, compreso il posizionamento di un tessuto o pelliccia all'estremità del tubo per rilevare il flusso d'aria, cercando di appannamento del tubo o appannamento di un vetro/specchio all'estremità del tubo e l'ascolto per flusso d'aria. Dispositivi progettati per rilevare il flusso d'aria 23 o respirazioni possono anche essere utilizzato ( Figura 8) per determinare se l'intubazione era successo (Vedi Tabella dei materiali per le opzioni). Fissare il tubo endotracheale utilizzando un metodo preferito, come nastro ombelicale legato attorno al tubo e testa. Collegare il circuito di anestesia e auscult entrambi i lati del torace mentre dando respiri per assicurare la ventilazione su entrambi i lati del polmone.</li>
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	<li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).</li><li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).</li><li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits.">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li><li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+mask,+laryngeal+tube,+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway.">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li><li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia:+ease+of+use+and+waste+gas+emissions.">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li><li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits:+placement+and+efficacy.">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li><li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway:+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia.">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li><li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia.">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li><li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals.">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb &amp; Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).</li><li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits:+a+simple+and+reliable+technique.">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li><li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station:+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits.">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li><li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculus).">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li><li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation:+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits.">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).</li><li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents.">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).</li><li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation.">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li><li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+anesthesia.">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li><li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculi)+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization.">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li><li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits.">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li><li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy.">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li><li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation.">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).</li><li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation.">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li><li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).</li><li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease.">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li><li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention.">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li><li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits.">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li><li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits.">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li><li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree.">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li><li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits.">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Qui forniamo una descrizione dettagliata di un coniglio tecnica di intubazione che può facilmente essere masterizzato in qualunque regolazione clinica. Questa tecnica è simile alla visualizzazione diretta precedentemente pubblicati tecniche10,15,20,25 con alcune ulteriori perfezionamenti, compreso l'uso di un tubo endotracheale uncuffed da 3,5 mm e un 5 francese catetere urinario come guida della nostra scelta, che è stato tagliato e contrassegnata con un pennarello indelebile alla fine taglio. La trachea di coniglio è facilmente soggetta a lesioni e quindi l'uso di tubi endotracheali uncuffed è generalmente consigliato quando intubating conigli per evitare danni alla mucosa tracheale dalla pressione del bracciale. 26 il catetere urinario francese 5 abbiamo scelto come guida è abbastanza piccola da poter facilmente passare attraverso le corde vocali senza ostruire la vista durante la visualizzazione diretta della laringe. Anche se piccola, questo catetere è abbastanza rigido per rimanere nel luogo come una guida per il tubo endotracheale. La punta distale del catetere è arrotondata per contribuire a ridurre il trauma quando viene raggiunta la biforcazione. L'estremità prossimale del catetere è tagliare in modo che il catetere è a una lunghezza lavorabile (non eccessivamente lunga) e per rimuovere l'estremità che si allarga per attaccamento a una siringa. Alla fine taglio è contrassegnata con pennarello indelebile come un indicatore visivo di non inserire questo fine nella trachea, che può causare danni alla mucosa trachea.
Il limite principale di questa tecnica è che, poiché richiede l'uso di una lama laringoscopio, potrebbe non essere fattibile per conigli molto giovani o molto piccole razze a causa di più piccolo formato della bocca. Inoltre, alcune strutture non possono avere questa dimensione della lama del laringoscopio prontamente disponibile. Alla istituzione dell'autore, questo metodo viene utilizzato per bianco della Nuova Zelanda (≥ 6 settimane) e conigli adulti con cintura olandese, ma non abbiamo tentato questo metodo negli animali più giovani o più piccole razze. In situazioni dove il paziente di coniglio è piccolo, o se un laringoscopio con una piccola lama di Miller non è disponibile un'opzione alternativa consiste nell'utilizzare un palmare otoscopio, piuttosto che il laringoscopio. 15 , 20 utilizza un otoscopio con uno speculum orecchio #5, la laringe è visualizzata, il catetere guida viene inserito per la visualizzazione diretta e lo speculum viene rimosso prima di procedere seguendo la stessa procedura come sopra descritto.
È importante usare molta cura quando il catetere guida viene inserito per evitare la possibilità di causare traumi o broncospasmo, come l'estremità del catetere passa nella trachea e tocca la biforcazione trachea. Il rischio di queste complicazioni può essere ridotto o evitato alimentazione il catetere con movimenti molto delicati, arrestando, non appena c'è resistenza, e evitando il movimento della testa e del collo una volta che il catetere è a posto. Inoltre, quando si fa avanzare il tubo endotracheale sul catetere, c'è il potenziale per il catetere prendere il connettore del tubo endotracheale. Così, è importante assicurarsi che il catetere scorre attraverso il connettore senza cattura; in alternativa, il connettore può essere rimosso e sostituito durante il fissaggio del endotracheale tubo o il collegamento al circuito anestetico.
Con qualsiasi metodo di intubazione, c'è il potenziale per le complicazioni e gli effetti negativi. Utilizzando il metodo di visualizzazione diretta con un laringoscopio, l'inserimento non corretto della lama laringoscopio o aggressivo posizionamento del tubo endotracheale può comportare laringeo, lingua, o lesioni del dente. Corretto posizionamento dell'animale è il primo passo fondamentale nel minimizzare il trauma durante la visualizzazione della laringe. La colonna vertebrale deve essere diritta, con la testa in allineamento diretto con la colonna vertebrale; Se l'animale non è dritto, o se il collo è contorto a sinistra o a destra, questo renderà più difficile la visualizzazione della laringe e può causare traumi eccessivi con la lama del laringoscopio. Un'altra chiave critica per il successo quando si utilizza questa tecnica è quello di seguire il tetto della bocca verso la laringe e una volta il palato molle è visualizzato, spostare la lama in posizione corretta con una flessione del polso. Questo mantiene la testa a posto, mentre si muove la punta della lama in posizione di visualizzazione ottimale delle corde vocali, che si trovano abbastanza ventrale del coniglio20,24.
Perché la visualizzazione diretta della laringe può essere difficile se non si seguono le tecniche precise che vengono delineati sopra, l'uso delle strategie di intubazione alternativi che non richiedono la visualizzazione della laringe può essere attraente. Ad esempio, la tecnica cieca è una possibile opzione che non richiede l'uso di un laringoscopio16,17,18,19,20. Tuttavia, l'uso di questa tecnica si basa sulla capacità di rilevare il flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale per dirigere il posizionamento del tubo, e se respiri dell'animale sono molto poco profonde o arrestati, l'utilizzo di questo metodo non è affidabile. Supraglottic dispositivi anche possono essere considerati, dal momento che il posizionamento di questi dispositivi non richiedono la visualizzazione della laringe e sono generalmente molto facili da posizionare. Questi dispositivi non entrano direttamente la trachea, tuttavia e così ci è potenziale per mancanza di flusso diretto per le vie respiratorie, incapacità di ventilare se laryngospasm sviluppa, mancanza di un sigillo abbastanza stretto per la ventilazione durante le procedure aperto petto o emergenza rianimazione e sviluppo di gastrico tympany3,4,8. Dispositivi più recenti, specificamente progettati per i conigli possono offrire un'alternativa promettente, ma ulteriori studi sono necessari per valutare questi dispositivi, e le preoccupazioni per quanto riguarda la mancanza di voce nella trachea rimangono ancora. Tympany gastrico può anche essere una complicazione potenziale in un animale intubato se il tubo endotracheale è stato inserito per errore nell'esofago; Tuttavia, uso di una tecnica di visualizzazione diretta riduce al minimo il rischio di questa complicazione verificando il corretto posizionamento del catetere guida nella laringe.
Trauma della mucosa tracheale e/o arytenoid è un altro potenziale problema quando si inserisce un tubo endotracheale, particolarmente quando usando gonfiabile con risvolto tubi26,27,28. La trachea in conigli può essere facilmente ferita, che può portare a complicazioni come l'enfisema sottocutaneo, pneumotorace e persino la morte10,27,28,29. Mentre si esegue la tecnica che descriviamo qui, dovrebbe prestare attenzione per evitare la lesione tracheale mediante uso di tubi endotracheali uncuffed, assicurando che la punta arrotondata del catetere guida viene inserita nella trachea e non costringendo il catetere guida la glottide. Inoltre, la selezione di un tubo endotracheale di dimensione adeguate è di importanza critica. Dimensione del tubo endotracheale dovrebbe considerato contro la dimensione dell'animale, nonché rispetto all'apertura dell'ingresso laringeo in quanto è più piccolo di diametro della trachea. Un tubo endotracheale troppo grande in diametro può causare traumi alla mucosa arytenoid o cartilagine. D'altra parte, uso di un tubo endotracheale più piccolo si traduce in resistenza aumentata delle vie aeree e aumenta le probabilità di ostruzione dovuto muco o un capriccio. Per questo motivo, il monitoraggio respiratorio è molto importante nei conigli intubati. Oltre alla pulsossimetria, misurazione del flusso d'aria dovrebbe essere monitoredoppie con capnografia; Se un capnograph non è disponibile, monitor delle vie respiratorie sono un'alternativa che può essere utilizzata per rilevare il flusso d'aria (ma non forniscono misurazioni di anidride carbonica espirata). Inoltre, la fornitura di ventilazione assistita può essere prezioso, specialmente nei casi quando i tubi di diametro più piccoli sono usate24,30.
Oltre ai già citati vantaggi di usare questa tecnica, un altro grande vantaggio di questo metodo è che può essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente, che può essere importante in una regolazione clinica occupata. In questo caso, è importante raccogliere tutte le forniture necessarie e averli facilmente raggiungibili durante l'intubazione, particolarmente quando il catetere guida è a posto e movimento della testa dovrebbe essere evitato.
La tecnica che descritta in questo articolo viene utilizzata dal personale veterinario e ricerca nella nostra istituzione per tutte le intubazioni di coniglio, che ammonta a circa 200-400 intubazioni all'anno. Viene insegnato molto facilmente in una sessione di allenamento di anestesia tipico coniglio, che dura circa 30 minuti. Abbiamo trovato che è relativamente facile da imparare, con studenti che imparano entro i primi 3 tentativi e generalmente in grado di ripetere il processo con successo nel prossimo tentativo aggiuntivo. Per lo studio futuro, sarebbe utile per confrontare il tempo di competenza e capacità di mantenere la competenza nel tempo per questo metodo rispetto ad altre tecniche di intubazione. Mentre questo è stato studiato per le variazioni di tecniche cieco16, una valutazione globale della curva di apprendimento per una vasta gamma di tecniche di intubazione non è stata ancora eseguita. Un'altra direzione futura potenziale di studio potrebbe includere confrontando l'intubazione endotracheale diretto ai più recenti dispositivi delle vie respiratorie supraglottic specie-specifici, particolarmente riguardo alla funzione durante la ventilazione di pressione positiva.
In conclusione, la tecnica per intubazione di conigli che descriviamo qui è non invasivo, affidabile, non richiede l'uso di attrezzature specializzate, è facile da padroneggiare e possa essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente. Tutte le tecniche di accesso delle vie respiratorie presentano un certo livello di rischio, ma utilizzando una tecnica di visualizzazione diretta e seguendo i passaggi che abbiamo descritto sopra per minimizzare le complicazioni, i rischi sono di gran lunga superati dai benefici di avere lle vie respiratorie sufficienti durante l'anestesia.

Conigli hanno una cavità stretta, profondo orale che limita la visibilità della laringe per intubazione endotracheale. Hanno anche una grande lingua carnosa e i denti guanciali che, quando combinato con la stretta cavità orale, può causare problemi quando si inserisce un laringoscopio e visualizzare la glottide per inserire un tubo endotracheale1. Dovrà prestare molta attenzione per evitare di causare lesioni alla cavità orale e delle vie aeree durante l'intubazione. I tessuti della laringe sono molto friabili ed eccessivo trauma da ripetuti tentativi di intubare può causare infiammazione significativa, rendendo l'intubazione più difficile2.
Per questi motivi, una varietà di tecniche alternative sono state descritte, in particolare dispositivi di vie respiratorie supraglottic compreso la laringale tubo3,4, la maschera laringea della via aerea (LMA)4,5, 6 e una specie-supraglottic vie respiratorie dispositivo7. Un tubo laringeo è costituito da un tubo con due palloncini che dirigere il flusso d'aria nella trachea: un palloncino più grande al centro del tubo forma un sigillo nella faringe superiore e un più piccolo palloncino all'estremità distale sigilla l' inlet esofageo3. Il LMA è costituito da un tubo con una maschera ellittica all'estremità distale che è gonfiato per formare una chiusura ermetica sopra la glottide4,5,6. Il dispositivo specie-è il primo dispositivo di vie respiratorie supraglottic specie-veterinaria, attualmente disponibile per gatti e conigli, progettati per adattarsi le strutture anatomiche per ciascuna specie creare una pressione di tenuta nel faringe7. Tuttavia, perché questi dispositivi non si immette direttamente la trachea, possono presentare rischi per le complicazioni quali tympany gastrico. La mancanza di una corretta tenuta all'interno della trachea rappresenta una preoccupazione per quanto riguarda l'adeguatezza per l'uso di questi dispositivi per la ventilazione di pressione positiva per supporto respiratorio, emergenze o chirurgia toracica3,8. Inoltre, la mancanza di diretta intubazione della trachea può provocare un'esposizione personale a sprecare gas anestetici5.
Molti metodi per intubazione endotracheale diretto sono stati descritti9,10,11,12,13,14,15. Un metodo popolare è la tecnica cieca, che può diminuire la probabilità di lesioni alla cavità orofaringea, poiché l'inserimento di un laringoscopio non è necessario16,17,18,19 , 20. come tecnica visivamente cieca, questo metodo richiede un monitoraggio per flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale e la manipolazione attenta al collocamento di guida. Anche se questo metodo è comunemente usato nella ricerca e nella pratica clinica veterinaria, nell'esperienza degli autori, questa tecnica può essere che richiede tempo e non sempre ha successo e così è più difficile da insegnare e può richiedere una somministrazione supplementare di anestetici 9 , 10. Inoltre, perché il controllo della respirazione è usata per guidare il posizionamento corretto del tubo, questo metodo potrebbe essere più difficile e meno affidabili durante l'arresto respiratorio. Un altro metodo popolare è quello di utilizzare una tecnica tradizionale laringoscopio a intubate come avviene con le specie più grandi. Tuttavia, la tecnica tradizionale laringoscopio in conigli è difficile in quanto la vista delle corde vocali è ostacolata quando il tubo endotracheale viene inserito in bocca. Pertanto, utilizzare questo metodo può provocare l'intubazione ripetuti tentativi, aumentato dosaggio anestetico e lesioni alla cavità e delle vie respiratorie orale10.
Esistono anche opzioni più costose e tecnicamente impegnative per l'intubazione. Il laringoscopio a fibre ottiche consente un facile inserimento del tubo endotracheale inserendo il laringoscopio nella provetta e l'inserimento nella trachea su uno schermo di visualizzazione. Allo stesso modo, endoscopi possono essere utilizzati per visualizzare la zona laringea e guidare il posizionamento del tubo. Tuttavia, entrambi questi metodi richiedono l'uso di costose attrezzature che non possono essere prontamente disponibili in impostazioni cliniche tipiche9,11,12. Intubazione attraverso la cavità nasale è un metodo alternativo che è stato descritto, anche se questo presenta un rischio di introdurre patogeni opportunisti dalle cavità nasali nei polmoni, in particolare nei conigli che non sono esenti da patogeni specifici21. Infine, metodi più invasivi di intubazione sono stati pubblicati, tra cui retrogrado inserzione di un catetere guida attraverso un ago inserito per via percutanea in trachea, così come l'uso di un ago cricothyroidotomy seguita dalla disposizione di un filo guida, dilatatore vasale e guaina dell'introduttore13,14. Come le tecniche invasive, questi metodi hanno potenziali complicazioni come dolore post-procedurale e infezione. La tecnica che descriviamo qui, utilizzando un catetere guida e laringoscopio, può essere insegnata con una formazione minima con un breve tempo di competenza, non è invasiva, può essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente e non richiede l'uso di attrezzature specializzate.

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Intubazione endotracheale in conigli può essere difficile a causa della loro anatomia insolita. Conseguire una brevetto della via aerea durante l'anestesia è fondamentale per evitare l'ostruzione delle vie respiratorie, prevenzione dei tympany gastrico e per consentire il supporto ventilatorio. A causa della difficoltà di intubazione, metodi alternativi come l'uso della maschera laringea airways o tubi laringei sono stati esplorati. Tuttavia, questi metodi non comportino un accesso diretto alla trachea e quindi possono presentare un rischio per lo sviluppo delle complicazioni. Inoltre, la mancanza di diretto intubazione della trachea può causare l'esposizione personale a sprecare gas anestetici. Sono stati descritti numerosi metodi per intubazione endotracheale, comprendendo la posizione del cieco, uso di un posizionamento di cricoide o endoscopio e laringoscopio a fibre ottiche. Nonostante queste numerose pubblicazioni, molti ancora lottano per raggiungere il successo. Qui forniamo una descrizione dettagliata di una tecnica di intubazione che può essere insegnata con una formazione minima con un breve tempo di competenza. Brevemente, dopo la somministrazione dell'anestesia iniettabile e corretto posizionamento del coniglio, un catetere in polipropilene viene inserito nella trachea per visualizzazione diretta utilizzando un laringoscopio. Il catetere viene quindi utilizzato come una guida per dirigere il tubo endotracheale nella trachea. Questo metodo consente l'intubazione senza la necessità di attrezzature costose e possa essere eseguito da un singolo individuo senza bisogno di un assistente. In conclusione, questa tecnica può essere facilmente insegnata ed eseguita a costi molto poco in qualsiasi clinica o impostazione di ricerca.

Al istituzione authors', questa tecnica è in genere insegnò al personale di laboratorio e veterinaria durante le sessioni di formazione sulla gestione di coniglio e tecniche di anestesia. Sessioni di insegnamento sono eseguite con animali di formazione dedicato. L'allenatore dimostra la tecnica una volta e poi gli allievi effettuano la tecnica sotto la guida del formatore. Gli allievi in genere ottenere successo entro 1-3 tentativi. Dopo che essi hanno con successo intubato il coniglio una volta, gli individui sono tenuti a eseguire l'intubazione una seconda volta e sono in genere in grado di intubare con successo il coniglio ancora sul primo tentativo di ulteriore. Un feedback durante queste sessioni di formazione, in particolare da individui che sono stati precedentemente addestrati con tecniche alternative, costantemente include commenti su quanto sia facile questa tecnica è quello di imparare e completare con successo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Figura 1. Forniture per intubazione endotracheale: 1) laringoscopio con dimensioni 0 o 1 Miller lama laringoscopio, nastro 2) ombelicale (o altri materiali di consumo per il fissaggio del tubo endotracheale), 3) 0,25 mL di lidocaina 2%, 4) 5-francese in polipropilene catetere tagliato a 8-10 pollici con alla fine non arrotondati segnato con un pennarello indelebile per indicare chiaramente che l'estremità non deve essere inserito nella trachea (freccia), 5) dispositivo di rilevamento flusso di aria, 6) lubrificante sterile da applicare all'estremità distale del tubo, 7) uncuffed tubo endotracheale. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Figura 2 : Posizionamento sternale per intubazione endotracheale. Il coniglio è posizionato sternally con gli arti anteriori estesi fino alla fine della tabella. Arti posteriori si estendono indietro e testa del coniglio è allineato con la colonna vertebrale. La mano sinistra viene utilizzata per elevare la testa in estensione in preparazione per l'inserimento del laringoscopio. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Figura 3 : Inserimento del laringoscopio. A) il laringoscopio viene inserito il diastema sinistro usando la mano destra, seguendo il tetto della bocca con la punta della lama fino a quando il palato molle è visibile. Una volta che il palato molle è visibile, il laringoscopio è capovolto avanti estendendo il coniglio indietro la testa e collo in avanti per visualizzare la laringe. B) visualizzazione della laringe. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Figura 4 : Avanzamento del catetere guida. A) dopo il passaggio la lama del laringoscopio a mano sinistra, mano destra avanza la punta arrotondata del catetere guida attraverso l'apertura oltre la laringe. B) il catetere guida viene passato attraverso le corde vocali con visualizzazione diretta. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Figura 5 : Avanzamento del tubo trachea. Il tubo endotracheale è filettato sul catetere di guida ed è avanzato fino a resistenza dalle corde vocali. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Figura 6 : instillazione di lidocaina. Lidocaina (2%, 0,25 mL) viene instillata nell'apertura del tubo endotracheale. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Figura 7 : Avanzamento del tubo endotracheale. Due minuti dopo l'instillazione della lidocaina, il tubo endotracheale è avanzato girandolo delicatamente per passare attraverso le corde vocali. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Figura 8 : Verifica del flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale. Un dispositivo di rilevazione del flusso d'aria può essere utilizzato per verificare il flusso di aria attraverso il tubo endotracheale, o uno specchio dentale può anche essere utilizzato per rilevare la condensa da respiri che indica intubazione riuscita. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubazione endotracheale in conigli è impegnativo a causa della loro anatomia insolita. Qui presentiamo una tecnica per diretto intubazione della trachea utilizzando un catetere in polipropilene come guida. Questo metodo utilizza forniture relativamente poco costosi, richiede un addestramento minimo e può essere facilmente eseguito in qualunque regolazione clinica.

Intubazione endotracheale di conigli utilizzando un catetere guida in polipropilene

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

33.4K Views.  Mayo Clinic. Intubazione endotracheale in conigli è impegnativo a causa della loro anatomia insolita. Qui presentiamo una tecnica per diretto intubazione della trachea utilizzando un catetere in polipropilene come guida. Questo metodo utilizza forniture relativamente poco costosi, richiede un addestramento minimo e può essere facilmente eseguito in qualunque regolazione clinica.

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubazione endotracheale in Mouse<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia diretta usando un otoscopio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Ricerca

Medicina

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

Un reversibile, metodo non invasivo per le misure di resistenza delle vie aeree e liquido di lavaggio broncoalveolare di campionamento nei topi

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biologia

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Intubazione endotracheale cieca nei conigli neonatale

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

Sistema di perfusione polmonare isolato nel modello di coniglio

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Intubazione endotracheale utilizzando un endoscopio per intubazione flessibile come modello standardizzato per la gestione sicura delle vie aeree nei suini

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modello di danno da ischemia e riperfusione nei conigli

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Protocollo di intubazione endotracheale basato sulla tracheotomia per modelli di ratto non sopravviventi

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubazione endotracheale tramite tracheotomia e successiva toracotomia nei ratti per applicazioni non di sopravvivenza

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Intubazione endotracheale tramite tracheotomia e successiva toracotomia nei ratti per applicazioni non di sopravvivenza

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

Intubazione endotracheale di conigli utilizzando un catetere guida in polipropilene

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Intubazione endotracheale in Mouse

Un reversibile, metodo non invasivo per le misure di resistenza delle vie aeree e liquido di lavaggio broncoalveolare di campionamento nei topi

Intubazione endotracheale cieca nei conigli neonatale

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Sistema di perfusione polmonare isolato nel modello di coniglio

Intubazione endotracheale utilizzando un endoscopio per intubazione flessibile come modello standardizzato per la gestione sicura delle vie aeree nei suini

Modello di danno da ischemia e riperfusione nei conigli

Intubazione endotracheale tramite tracheotomia e successiva toracotomia nei ratti per applicazioni non di sopravvivenza

Intubazione endotracheale tramite tracheotomia e successiva toracotomia nei ratti per applicazioni non di sopravvivenza

Intubazione endotracheale tramite tracheotomia e successiva toracotomia nei ratti per applicazioni non di sopravvivenza