Name: cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice at JoVE.com

Questo lavoro è supportato dalla American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) e NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Preparati conduttanza catetere e calibrazione della pressione <ol><li> Collegare il catetere conduttanza al modulo del catetere emodinamica. Elettronico calibrare le misure di pressione e di volume registrando pressione preimpostata e il volume impostato sul modulo catetere. Registrare un tracciato pari a 0 mm Hg e 25 mm Hg (Figura 1A) e assegnare le tensioni su entrambi i tracciati di pressione (Figura 1B e 1C). Allo stesso modo, registrare un tracciato volume di 5 RVU e 25 RVU (Figura 1D) e assegnare le tensioni su entrambi i tracciati volume (1E e 1F). </li><li> Confermare la taratura di pressione elettronico con una taratura pressione manuale, utilizzando una colonna di mercurio sfigmomanometro. Montare il porto bracciale sfigmomanometro con un rubinetto a 3 vie. Riempire un sistema di valvola emostatica 3 vie, spesso utilizzato per angioplastica coronarica, con acqua RT utilizzando la porta laterale. <ol><li> Posizionare la punta di un catetere conduttanza nella valvola emostatica pieno di liquido e fissare delicatamente ingegnoHout attorcigliamento del catetere. Collegare la valvola emostatica alla sfigmomanometro e gonfiare a 200 mmHg e bloccare rubinetto a 3 vie. Verificare se la pressione misurata corrisponde alla pressione gonfiato sul sfigmomanometro. </li></ol></li><li> Luogo catetere salina riscaldata a 37 ° C che è al livello della pressione campo operatorio e misura. Regolare il controllo della pressione fino a quando le pressioni registrate è pari a zero. </li></ol> 2. Anestesia / intubazione <ol><li> Somministrare ketamina / xilazina (80-100 / 10 mg kg -1) come un&#39;iniezione intraperitoneale. Nota: agenti anestetici alternativi possono essere utilizzati. Una lunga lista di anestetici sono forniti in recensioni precedenti di questa tecnica 11,12. Anestesia corretta può essere confermata da dolce pizzico coda. </li><li> Una volta anestetizzato, radersi il collo e il petto con tosatrici e posto su un tappetino riscaldato. Mantenere la temperatura rettale mouse 36,5-37,5 ° C. Basse temperature del corposi tradurrà in tassi di cuore depressi. Applicare pomata per gli occhi per evitare secchezza </li><li> Eseguire un&#39;incisione mediana del collo e sezionare i muscoli tracheali via per esporre la trachea. Inserire un tubo endotracheale attraverso la bocca, mentre si visualizza la trachea al fine di garantire l&#39;intubazione, e connettersi al respiratore. </li><li> Mantenere mouse sul ventilatore durante la procedura. Impostazioni Impostare ventilatore in base al peso animale come descritto in precedenza 11. Volume corrente (ml) = 6.2 x (peso animale in chilogrammi) 1.01 e la frequenza respiratoria = 53.5 x (peso animale in chilogrammi) -0.26. </li></ol> 3. Posizionamento di conduttanza catetere nella camera LV <ol><li> Approccio carotidea <ol><li> Per garantire la sterilità, due serie di strumenti chirurgici sterili sono uno Used- per incisione cutanea iniziale e quella di operare nel toracotomia. Gli strumenti devono essere decontaminati con uno sterilizzatore a secco tra gli animali nel corso di una singola sessione chirurgica unnd autoclave alla fine di ogni giornata chirurgica. </li><li> Dopo che la pelle è stata decontaminata con tre cicli di una macchia della pelle clorexidina + alcool (soluzione alcolica / 70% clorexidina 0,5%), fare un&#39;incisione sopra la carotide destra da mandibola a sterno. Sezionare il tessuto circostante per esporre la carotide destra, e tagliare il nervo vago che corre adiacente alla carotide. </li><li> Posizionare un sterile sutura 6-0 seta intorno all&#39;estremità distale (lontano dal petto) della carotide, cravatta e sicuro. Inserire due suture aggiuntivi sotto prossimale carotide (più vicino al petto) alla prima sutura liberamente legare la sutura centrale. Tirare delicatamente la sutura prossimale e sicuro fissando alla pelle. Assicurarsi che la carotide è stato bloccato sia prossimale e distale prima di procedere. </li><li> Fai una piccola incisione nella carotide R., prossimale alla prima sutura, e si estendono longitudinalmente verso il petto. </li><li> Inserire la punta del catetere conduttanza,precedentemente imbevuto in soluzione salina calda per 30 minuti, nel recipiente attraverso l&#39;incisione e fissare il catetere con la sutura centrale. </li><li> Avanzare delicatamente il catetere nel ventricolo sinistro attraverso la carotide, mentre si guarda il loop pressione-volume tracciamento per garantire il corretto posizionamento. Nota: il posizionamento ottimale del catetere dovrebbe produrre loop pressione-volume che appaiono rettangolare (vedi figura 2). Se si incontra resistenza al passaggio del catetere, delicatamente tirare indietro e avanzare di nuovo con una leggera pressione. Rotazione delicato del catetere può aiutare con il posizionamento nel ventricolo sinistro. Forzare il catetere conduttanza può portare a gravi complicanze cardiovascolari o danni al catetere. </li><li> Registra basale pressione-volume loop ~ 10 minuti dopo il posizionamento del catetere e di raggiungere uno stato stabile (figura 2). </li></ol></li><li> Approccio apicale <ol><li> In un mouse anestetizzato e ventilato, fare un fr un&#39;incisioneom il processo xifoideo e tagliare attraverso la parete toracica laterale fino a quando il diaframma è visibile. </li><li> Tagliare se il diaframma e visualizzare l&#39;apice del cuore. </li><li> Inserire il catetere nella conduttanza all&#39;apice del ventricolo sinistro attraverso una ferita ago stab (usando un ago G 25-30), fino l&#39;elettrodo prossimale è appena dentro il ventricolo. </li><li> Record basale pressione-volume loop ~ 10 minuti dopo il posizionamento del catetere e raggiungere uno stato stazionario. </li></ol></li></ol> 4. Variazione Postcarico Utilizzando Transient aortica Occlusione <ol><li> Per eseguire transitoria occlusione aortica, fare una piccola incisione orizzontale nella parte superiore del torace e sezionare il tessuto circostante per esporre l&#39;aorta trasversale. </li><li> Posizionare una legatura 6-0 di seta sotto l&#39;aorta trasversale. Dopo loop pressione-volume sono tornati ai valori basali, stringere entrambe le estremità della sutura con un morsetto ago, delicatamente e sollevare lentamente la sutura sopra 1-2 sec, e rilasciare lentamente la tensione. </li&gt; <li> Ripetere questa procedura, fino a tre registrazioni ottimali separati sono realizzati dallo stesso animale. Nota: registrazioni ottimale dovrebbe avere almeno 5 cicli di loop di volume e pressione un aumento costante pressione sistolica terminali durante l&#39;applicazione della tensione sulla sutura (Figura 3A e 3C). </li></ol> 5. Variazione precarico Utilizzando Transient Vena cava inferiore Occlusion (IVC) <ol><li> Per eseguire transitoria occlusione della vena cava inferiore, fare una incisione orizzontale sotto il processo xifoideo, sotto il diaframma per esporre il IVC. </li><li> Posizionare una legatura 6-0 di seta sotto il IVC. Dopo loop pressione-volume sono tornati ai valori basali, stringere entrambe le estremità della sutura con un morsetto ago; delicatamente e lentamente aumentare la sutura sopra 1-2 sec, e rilasciare lentamente la tensione. IVC occlusione può essere effettuata anche mediante l&#39;applicazione di pressione leggera con un batuffolo di cotone punta. </li><li> Ripetere questa procedura, fino a tre registrazioni ottimali separati sono made dallo stesso animale. Nota: registrazioni ottimale dovrebbe avere almeno 5 cicli di loop di volume e pressione un calo costante pressioni telediastolico ventricolare sinistra durante l&#39;applicazione della tensione sulla sutura (Figura 4A e 4B). </li></ol> 6. Saline Calibrazione <ol><li> Al termine dello studio, un (V p) valore di conduttanza parallela può essere ottenere iniettando un bolo di 10 ml di soluzione salina ipertonica (15%) nel animale attraverso la vena giugulare (Figura 5A e 5B). Nota: Questo bolo causerà un apparente aumento di volume senza variazione della pressione. Questa apparente variazione di volume è il risultato di un cambiamento nella pozza di sangue conduttanza piuttosto che a causa di un effettivo aumento di volume. Un calo transitorio dP / dt max può osservare, come soluzione salina ipertonica ha un effetto inotropo negativo 13. Il V p calcolata può essere inserito in un software di analisi del ciclo di volume di pressione lungocon i parametri di calibrazione cuvetta e convertire da RVUs in microlitri. </li></ol> 7. Cuvette di calibrazione <ol><li> Per eseguire una calibrazione cuvetta, posizionare una vaschetta con pozzetti di diametro noto forniti dal produttore su una piastra elettrica o di un bagno d&#39;acqua riscaldata a 37 ° C. Riempire i primi 4-5 fori con caldo sangue eparinato fresco da topi sottoposti a valutazioni emodinamiche. Nota: Una calibrazione cuvetta permette una valutazione precisa del ventricolo sinistro pozza di sangue con il sangue del mouse e permette la conversione dei dati di volume da RVUs a microlitri. </li><li> Inserire il catetere conduttanza nel primo pozzo, fino a quando tutti gli elettrodi sono sommersi. Spostare delicatamente il catetere nel pozzo, che genererà diversi RVU. </li><li> Registrare i cambiamenti di conduttanza del canale volume in RVU. Selezionare la massima RVU per la calibrazione. Nota: Il volume dei pozzetti può essere calcolata da 1) usando l&#39;equazione per il volume di un cilindro, in cui il raggio è quella del pozzo cuvetta e la lunghezza è basata sulla lunghezza tra i due elettrodi di rilevamento interne o 2) controllando nelle istruzioni del produttore. L&#39;uscita conduttanza può essere correlata con i volumi noti per sviluppare una equazione di taratura che converte il dato da RVUs in microlitri 11. </li></ol> 8. Eutanasia <ol><li> A conclusione del protocollo, i topi vengono sacrificati mediante dislocazione cervicale mentre sotto anestesia. </li><li> Al fine di assicurare la morte, i topi che sono stati sottoposti dislocazione cervicale devono essere sottoposti a un metodo secondario di eutanasia. Usiamo dissanguamento in anestesia, con la raccolta di tessuto cardiaco per la sperimentazione, o toracotomia bilaterale sotto anestesia. </li></ol> 9. Analisi dei dati utilizzando pressione, volume e Loop software di analisi <ol><li> Calcola V p da Saline di calibrazione <ol><li> Selezionare pressione e volumi Loops ottenuto durante l&#39;espulsione di salina ipertonica (Figura 5A e 5B) </li><li> Esporta loop al software di analisi del volume di pressione. Scegliere l&#39;opzione per la calibrazione Saline (Figura 5C) </li><li> Registrare il valore V p calcolato (Figura 5D). Nota: Il valore di p V è calcolata individuando l&#39;intersezione del volume 1) Fine-diastolico vs. volume telesistolico dalla taratura salina e 2) linea del volume volume = telesistolico End-diastolica. L&#39;intersezione di queste linee fornisce V p, che viene calcolato dal software di analisi ciclo pressione volume. </li></ol></li><li> Inserisci conduttanza a volume (RVU) relazione nelle opzioni del canale del volume (Figura 1F) </li><li> Misurare Baseline pressione Volume relazione ciclo <ol><li> Selezionare 8-10 cicli cardiaci di canali di pressione e di volume una volta che lo stato stazionario è stato raggiunto (Figura 2A) e l&#39;esportazione in analisi morbidoware. Identificare 5-6 cicli di fine espirazione (Figura 2b) </li><li> Utilizzare il valore p V per correggere la conduttanza parallelo. Scegliere l&#39;opzione &quot;stato stazionario&quot; e generare una tabella riassuntiva emodinamica (Figura 2C) </li></ol></li><li> Misura di pressione Volume ciclo Relation durante aortica Costrizione <ol><li> Selezionare 8-10 cicli cardiaci di canali di pressione e di volume che corrispondono a costrizione aortica prima dell&#39;aumento delle pressioni telediastolico (Figura 3A) e esportazione software di analisi. Identificare 5-6 cicli di fine espirazione (Figura 3C) </li><li> Selezionare analisi &quot;contrattilità&quot; (Figura 3B), che calcola il volume di pressione Relation telesistolico (ESPVR) </li></ol></li><li> Misura di pressione Volume ciclo Relation durante IVC Costrizione <ol><li> Selezionare 8-10 cicli cardiaci di canali di pressione e di volume che corrispondono a IVC costrizione (Figure 4A) e l&#39;esportazione di software di analisi. Identificare 5-6 cicli di fine espirazione (Figura 4B) </li><li> Selezionare analisi &quot;contrattilità&quot; (Figura 3B), che calcolerà precarico recruitable corsa di lavoro (PRSW) (Figura 4C), massimo dP / dt vs EDV (Figura 4D), così come la ESPVR e relazione del volume pressione telediastolica (Figura 4E) </li></ol></li></ol>

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	<li>Clark, J. E., Marber, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advancements+in+pressure-volume+catheter+technology+-+stress+remodelling+after+infarction.">Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction.</a> Exp Physiol. 98 (3), 614-621 (2013).</li><li>Sunagawa, K., Maughan, W. L., Burkhoff, D., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+interaction+with+arterial+load+studied+in+isolated+canine+ventricle.">Left ventricular interaction with arterial load studied in isolated canine ventricle.</a> Am J Physiol. 245 (Pt 1), H773-H780 (1983).</li><li>Suga, H., Sagawa, K., Demer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determinants+of+instantaneous+pressure+in+canine+left+ventricle.+Time+and+volume+specification.">Determinants of instantaneous pressure in canine left ventricle. Time and volume specification.</a> Circ Res. 46 (2), 256-263 (1980).</li><li>Suga, H., Sagawa, K., Shoukas, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Load+independence+of+the+instantaneous+pressure-volume+ratio+of+the+canine+left+ventricle+and+effects+of+epinephrine+and+heart+rate+on+the+ratio.">Load independence of the instantaneous pressure-volume ratio of the canine left ventricle and effects of epinephrine and heart rate on the ratio.</a> Circ Res. 32 (3), 314-322 (1973).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+left+ventricular+mechanics+from+acute+VDD+pacing+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+and+ventricular+conduction+delay.">Improved left ventricular mechanics from acute VDD pacing in patients with dilated cardiomyopathy and ventricular conduction delay.</a> Circulation. 99 (12), 1567-1573 (1999).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diastolic+Compliance+of+Hypertrophied+Ventricle+Is+Not+Acutely+Altered+by+Pharmacological+Agents+Influencing+Active+Processes.">Diastolic Compliance of Hypertrophied Ventricle Is Not Acutely Altered by Pharmacological Agents Influencing Active Processes.</a> Annals of Internal Medicine. 119 (6), 466-473 (1993).</li><li>Georgakopoulos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+murine+left+ventricular+pressure-volume+relations+by+miniaturized+conductance+micromanometry.">In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry.</a> Am J Physiol. 274 (4 pt 2), H1416-H1422 (1998).</li><li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function.">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (6), H2198-H2206 (2011).</li><li>Baan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Measurement+of+Left-Ventricular+Volume+in+Animals+and+Humans+by+Conductance+Catheter.">Continuous Measurement of Left-Ventricular Volume in Animals and Humans by Conductance Catheter.</a> Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).</li><li>Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+considerations+in+catheter+based+estimation+of+left+ventricular+volume.">Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2010, 3556-3558 (2010).</li><li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats.">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (1038).</li><li>Hanusch, C., Hoeger, S., Beck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+of+small+rodents+during+magnetic+resonance+imaging.">Anaesthesia of small rodents during magnetic resonance imaging.</a> Methods. 43 (1), 68-78 (2007).</li><li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice.">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (1), H443-H450 (2000).</li><li>Esposito, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+myocardial+contractility+and+enhanced+exercise+function+in+transgenic+mice+overexpressing+either+adenylyl+cyclase+5+or+8.">Increased myocardial contractility and enhanced exercise function in transgenic mice overexpressing either adenylyl cyclase 5 or 8.</a> Basic Res Cardiol. 103 (1), 22-30 (2008).</li><li>Kohout, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmentation+of+cardiac+contractility+mediated+by+the+human+beta(3)-adrenergic+receptor+overexpressed+in+the+hearts+of+transgenic+mice.">Augmentation of cardiac contractility mediated by the human beta(3)-adrenergic receptor overexpressed in the hearts of transgenic mice.</a> Circulation. 104 (20), 2485-2491 (2001).</li><li>Kim, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=beta-Arrestin-biased+AT1R+stimulation+promotes+cell+survival+during+acute+cardiac+injury.">beta-Arrestin-biased AT1R stimulation promotes cell survival during acute cardiac injury.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (8), H1001-H1010 (2012).</li><li>Suga, H., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mathematical+Interrelationship+between+Instantaneous+Ventricular+Pressure-Volume+Ratio+and+Myocardial+Force-Velocity+Relation.">Mathematical Interrelationship between Instantaneous Ventricular Pressure-Volume Ratio and Myocardial Force-Velocity Relation.</a> Annals of Biomedical Engineering. 1 (2), 160-181 (1972).</li><li>Suga, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventricular+energetics.">Ventricular energetics.</a> Physiol Rev. 70 (2), 247-277 (1990).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+contractile+state+on+curvilinearity+of+in+situ+end-systolic+pressure-volume+relations.">Influence of contractile state on curvilinearity of in situ end-systolic pressure-volume relations.</a> Circulation. 79 (1), 167-178 (1989).</li><li>Little, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+left+ventricular+dP/dtmax-end-diastolic+volume+relation+in+closed-chest+dogs.">The left ventricular dP/dtmax-end-diastolic volume relation in closed-chest dogs.</a> Circ Res. 56 (6), 808-815 (1985).</li><li>Glower, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linearity+of+the+Frank-Starling+relationship+in+the+intact+heart:+the+concept+of+preload+recruitable+stroke+work.">Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work.</a> Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).</li><li>Sharir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventricular+systolic+assessment+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+by+preload-adjusted+maximal+power.+Validation+and+noninvasive+application.">Ventricular systolic assessment in patients with dilated cardiomyopathy by preload-adjusted maximal power. Validation and noninvasive application.</a> Circulation. 89 (5), 2045-2053 (1994).</li><li>Baan, J., Van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs.">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li><li>Wei, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Volume+catheter+parallel+conductance+varies+between+end-systole+and+end-diastole.">Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).</li><li>Porterfield, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+correction+for+parallel+conductance,+GP,+and+gain+factor,+alpha,+in+invasive+murine+left+ventricular+volume+measurements.">Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, alpha, in invasive murine left ventricular volume measurements.</a> J Appl Physiol (1985). 107 (6), 1693-1703 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Si descrive un metodo per l&#39;analisi del ciclo perfoming pressione-volume utilizzando un catetere conduttanza nei topi, per ricavare analisi complete sia di contrattilità cardiaca e relax. Suga, Sagawa e colleghi utilizzati pressione-volume loop per definire le misure di contrattilità cardiaca, in particolare la pendenza della ESPVR, o l&#39;elastanza telesistolico (es E), e E max. Elastance, definito dal rapporto di pressione a volume (P / V), varia in base alla durata della sistole. Durante ogni sistole, l&#39;elastanza istantanea dipende dalla frequenza cardiaca e contrattilità cardiaca, ma è in gran parte indipendente di precarico o postcarico 3,17. Pertanto, il picco elastanza o E max viene utilizzato per definire la contrattilità cardiaca che è soprattutto indipendente dalle condizioni di carico dei singoli cicli cardiaci 18. Un termine contrattilità strettamente correlato, E es è definito dalla pendenza della ESPVR su una serie di cicli cardiaci in un con stabiledizione. Mentre E es appare lineare su una gamma limitata di carichi, es E possono essere curvilineo e curvilinearity è correlata con lo stato contrattile 19. Un aumento es E o E max indica una maggiore contrattilità e una diminuzione denota contrattilità diminuita. Oltre a E es o E max, i dati di loop pressione-volume possono essere utilizzati per ricavare indici contrattilità alternativi quali: dP / dTmax-EDV relazione 20, il lavoro ictus precarico-recruitable (PRSW) 21 o massimi rapporti di potere-EDV 22. Questi parametri alternativi esaminare la risposta cardiaca in un intervallo di precarica e possono essere ottenuti con IVC costrizione. Vale la pena notare che mentre ESPVR è relativamente indipendente dal carico, non è assoluta. Ci sono differenze nella ESPVRs derivati ​​da aortica o IVC costrizione 23, con la costrizione aortica avere un impatto maggiore sulla durata della sistole e la misura di accorciamento8. Simile al ESPVR, la relazione pressione-volume telediastolico (EDPVR) fornisce una misura del carico indipendente del rispetto cardiaco. Questa relazione è derivato identificando pressioni telediastolici su una gamma di condizioni di carico, che è quindi adatta sia ad un modello esponenziale definito come P = α (e ß V -1) + P0 (α è un coefficiente di rigidezza e di scala, ß = coefficiente di rigidezza della camera e P 0 = pressione a volume 0) 8 o un modello lineare (Figura 4C). Analisi del ciclo di pressione-volume può fornire ulteriori informazioni sulla funzione diastolica. Una misura di rilassamento attivo deriva dal declino della pressione ventricolare durante isovolumic relax. Il decadimento monoesponenziale dalla velocità di picco di relax per l&#39;insorgenza di riempimento ventricolare è espresso come costante di tempo t 8. La misurazione di conduttanza parallelo è fondamentale per la valutazione della caVolume rdiac. Mentre abbiamo descritto l&#39;uso di calibrazione soluzione fisiologica per valutare conduttanza parallelo, un crescente corpo di letteratura ha individuato metodi alternativi per valutare conduttanza parallelo. Calibrazione Saline utilizza l&#39;equazione di Baan 9, in cui α è uniforme fattore di correzione campo. Tuttavia, il muro cuore in movimento cambia il campo elettrico aumentando così il rilascio di un α dinamica costante 24. Inoltre, il contributo della parete ventricolare di conduttanza varia durante sistole e diastole, tuttavia la calibrazione salina utilizza un valore fisso per conduttanza parallelo 24. Per far fronte a questo, i concetti di tempo variabili correzione sul campo, definito l&#39;equazione di Wei, e conduttanza parallelo istantanea, chiamato &quot;ingresso&quot;, sono stati ideati 25. Nuovi micro-cateteri che misurano l&#39;ammissione sono stati creati e utilizzati con successo in modelli di lesioni cardiache 1. Queste tecnologie rappresentano una significativaanticipo signifi- nella valutazione di analisi di circuiti pressione-volume. I parametri sistolica e diastolica ottenuti dall&#39;analisi del ciclo pressione-volume fornisce una valutazione completa della funzione cardiaca. La precisione e la precisione di queste analisi dipendono attenzione ai dettagli sperimentali. Per ottenere una buona qualità loop pressione-volume cardiaco nei topi, un operatore abile è fondamentale. Inoltre, è necessario prestare attenzione nella selezione di anestesia, una corretta ventilazione, la temperatura corporea, e il posizionamento del catetere nel LV. La corretta analisi dei dati ottenuti dipenderà strumento coerente, soluzione salina e taratura cuvetta. Questi aspetti sono evidenziati in questi metodi scritti e video che accompagna dovrebbero offrire un quadro su cui intraprendere questi studi di fisiologia cardiaca. Risoluzione dei problemi 1. ipotensione o bradicardia in uno stato basale: pressione arteriosa normale mouse e cuore rate sono stati riassunti da in recensioni precedenti di questo argomento 11. a) Assicurarsi che la temperatura corporea è superiore a 36 ° C con un termometro rettale. Se sotto 36 ° C, una piastra elettrica o lampade riscaldanti possono essere utilizzati per aumentare la temperatura corporea del mouse. b) Valutare per sanguinamento durante la procedura chirurgica. Emostasi può essere ottenuto con pressione manuale o con cauterizzazione. Perdita di volume significativo può essere trattata con boli fluidi salini. c) valutare se il mouse si trova sopra-anestetizzati. Se si sospetta, boli fluidi salini possono essere utilizzati per trattare l&#39;ipotensione. Di nota, ketamina / xilazina, che viene utilizzato per gli esperimenti hanno dimostrato, può essere cardiodepressive. In alternativa, l&#39;anestesia per via inalatoria con isoflurano (induzione 3-4%, la manutenzione 1,5% miscelato con il 95% di ossigeno e 2 5% di CO) possono essere sostituiti. Anestetici alternativi come uretano (800 mg -1 kg) / etomidate (5-10mg kg -1) / morfina (2 mg kg -1) o di sodio pentobarbital (40-80 mg kg-1) può essere somministrato per via intraperitoneale 11. 2. Il rumore nei canali di pressione o di volume: Ciò può derivare da interferenze elettromagnetiche o un / catetere conduttanza sporco rotto. Fare un attenta valutazione di dispositivi elettronici che possono contribuire alle interferenze. Se il rumore persiste, esaminare il catetere conduttanza al microscopio per valutare per il materiale aderente o danni alla punta del catetere. Se disponibile, provare un catetere conduttanza fresco per vedere se i rimedi il problema. 3. Registrazione del volume va alla deriva nel tempo: Ciò può essere dovuto a un tempo di riscaldamento insufficiente per il modulo emodinamico. Lasciare che il modulo si riscaldi per 30 minuti prima di passi di calibrazione e analisi. 5. Volume lettura è maggiore del previsto: Ciò si può verificare se il volume misurato non è stato corretto per conduttanza parallelo. Perform la taratura salina descritto al punto 6 protocollo per ottenere la conduttanza parallelo. 6. Volume Scarsa pressione qualità cicli: Il ciclo ideale pressione-volume ha un aspetto quadrata o rettangolare (vedi Figura 2, per esempio). Se la forma del loop è irregolare, delicatamente manipolare o torcere il catetere nella cavità conduttanza LV per vedere se cambia la forma del loop. Il nostro approccio preferito per l&#39;accesso alla LV è attraverso l&#39;arteria carotide (Protocollo passo 3.1), in quanto questo non è necessario aprire il torace, che può influenzare l&#39;emodinamica. Tuttavia, l&#39;approccio carotide può essere soggetta a un catetere artefatto cicli irregolari. Così, un approccio apicale (protocollo punto 3.2) può essere utilizzata per risolvere questo problema.

Analisi del ciclo del volume pressione cardiaca fornisce informazioni dettagliate della funzione cardiaca e sono il gold standard per la valutazione funzionale 1. Mentre le tecniche di imaging come l&#39;ecocardiografia o risonanza magnetica cardiaca forniscono misure funzionali, queste misure sono fortemente dipendenti dalle condizioni di carico. Misure indipendenti dal carico di contrattilità cardiaca e relax richiedono misure dinamiche della pressione ventricolare e rapporto di volume entro una gamma di precarico e postcarico. Questa comprensione della relazione pressione-volume nasce dal lavoro pionieristico di Sagawa e colleghi 2,3. Hanno dimostrato in ex vivo cuori canini perfusi che le misure contrattilità derivati ​​ciclo pressione-volume erano indipendenti di condizioni di carico 4. In vivo applicazione di queste analisi è diventato possibile con lo sviluppo di cateteri conduttanza nel 1980. Questo progresso tecnico ha permesso Kass e colleghi per eseguire pressione-volume l&#39;analisi di circuiti negli esseri umani 5,6. La miniaturizzazione dei cateteri di conduttanza e miglioramenti nelle tecniche chirurgiche alla fine degli anni 1990 7 ha fatto l&#39;analisi di roditore funzione cardiaca fattibile, consentendo studi genetici e farmacologici da eseguire. Questo progresso ha da portare alla diffusione di analisi del ciclo pressione-volume e ha generato una grande quantità di comprensione mammiferi fisiologia cardiaca. Un concetto fondamentale l&#39;uso di cateteri conduttanza e l&#39;interpretazione dei dati ottenuti è il rapporto tra volume e conduttanza. Conduttanza è inversamente proporzionale alla tensione, che viene misurata utilizzando un catetere con elettrodi posti prossimalmente, solitamente poste sotto la valvola aortica, e distalmente, all&#39;apice LV 8. Le variazioni di tensione o conduttanza sono misurate dai cambiamenti nel flusso di corrente da prossimale a distale dell&#39;elettrodo. Anche se la pozza di sangue contribuisconos significativamente alla conduttanza, il contributo della parete ventricolare, definito conduttanza parallelo (V p), alla conduttanza misurata deve essere sottratto per ottenere misurazioni di volume LV assolute. I metodi per eseguire questa correzione, chiamato calibrazione salina, sono discussi nel protocollo di seguito. La relazione matematica tra conduttanza e volume, descritto da Baan e colleghi, è che il volume = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), dove α = campo uniforme fattore di correzione, ρ = resistività del sangue, L = distanza tra gli elettrodi, G = conduttanza e G p = conduttanza non sangue 9. Da segnalare, il campo fattore di correzione uniforme nei topi avvicina 1.0 a causa di piccoli volumi camera 10. Accoppiato con trasduttori di pressione, catetere conduttanza fornisce dati relativi alla pressione simultanea e di volume in tempo reale. PRESSU cardiacari-analisi del volume presenta particolari vantaggi rispetto ad altre misure della funzione cardiaca, in quanto consentono di misurazione della funzione ventricolare indipendente dalle condizioni di carico e di frequenza cardiaca. Specifici indici cardiaci indipendenti dal carico di contrattilità includono: telesistolico relazione del volume di pressione (ESPVR), d P / d t max -end-diastolico relazione del volume, elastanza massimo (E max) e del precarico lavoro ictus recruitable (PRSW). Una misura indipendente dal carico di funzione diastolica è il volume di pressione rapporto fine diastole (EDPVR) 11. Il protocollo che segue descrive il comportamento di analisi del ciclo di volume pressione cardiaca, utilizzando sia un carotidea ed un approccio apicale. Mentre la metodologia per eseguire questi studi sono stati descritti in dettaglio in precedenza 8,11, rivedremo passaggi chiave per ottenere misurazioni della pressione volumi precisi, tra cui la correzione sia saline e la calibrazione provetta, e di fornire una dimostrazione visiva di thesprocedure e. La ricerca con animali effettuati per questo studio è stata gestita secondo protocolli approvati e ai regolamenti sul benessere degli animali di cura e l&#39;uso degli animali Comitato Istituzionale del Duke University Medical Center.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xylazine)&amp;nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA no. 139-236</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anesthesia machine</td></tr><tr><td>Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Tubing kit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-1049</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket&amp;nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Illuminator</td><td>Cole&amp;ndash;Parmer</td><td>41720</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Graefe forceps, curved&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Moria MC31 forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Mayo scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Halsey needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Olsen&amp;ndash;Hegar needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>disposable underpads</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Sterile gauze sponges, sterile&amp;nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators, sterile&amp;nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Surgical suture,&amp;nbsp; silk, 6-0&amp;nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>1 cc Insulin syringes&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Access 9 Hemostasis Valve</td><td>Merit Medical&amp;nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>1.4F conductance catheter&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamic software</td></tr><tr><td>animal clipper</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr></tbody></table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Analisi di circuiti di pressione-volume può essere utilizzato per misurare la funzione cardiaca in topi geneticamente modificati 14,15 o topi sottoposti a studi di droga 16. Cicli di volume pressione rappresentativi sono forniti dal lavoro precedentemente pubblicato 16 indagare l&#39;effetto della beta-arrestina polarizzato AT1R ligando, TRV120023. Per verificare se TRV120023 colpisce la funzione cardiaca in vivo, l&#39;analisi del ciclo di pressione-volume è stato eseguito su topi wild-type che ricevevano antagonisti del recettore dell&#39;angiotensina convenzionali e innovativi. L&#39;infusione endovenosa di TRV120023 aumentata contrattilità cardiaca in modo significativo (Figura 6 e Tabella 1, Figura modificata da Kim et al. AJP 2012 16). Misure contrattilità sono stati ricavati da costrizione aortica. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig1.jpg" /> Figura 1. pressione cardiaca e calibrazione del volume.<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig1highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> In pressione software ciclo di volume, assegnare i canali per le registrazioni di pressione e di volume. (A) Utilizzo di modulo catetere emodinamica, l&#39;impostazione del volume impostato su 5 RVU e 25 RVU e selezionare entrambi i volumi, (B) opzione Apri sotto il canale espositrici registrazioni volume, (C ) Selezionare conversione di unità e aperto &quot;Calibrazione punto 2&quot;, selezionare &quot;punto 1&quot; e assegnare come 5 RVU e selezionare &quot;punto 2&quot; ed assegnare il 25 RVU, (D) Impostare la pressione a 0 mm Hg e 25 mm Hg, (E ) opzioni aperte sotto il canale espositrici registrazioni di pressione, (F) Seleziona conversione di unità e &quot;2 punti di calibrazione&quot;, selezionare &quot;punto 1&quot; ed assegnare come 0 mm Hg e selezionare &quot;punto 2&quot; e culo apertoIGN come 25 mm Hg. Accettare incarichi selezionando &quot;OK&quot;. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig2.jpg" /> Figura 2. Baseline Emodinamica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig2highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> (A) Immagini di pressione e di volume canali di cicli cardiaci di rappresentanza in uno stato basale, (B) finali selezionati espiratorio loop pressione-volume di base che sono stati corretti per conduttanza parallelo per l&#39;analisi. (C) Baseline tabella riassuntiva emodinamica calcolato dai loop selezionati ; Pes, Fine pressione sistolica; Ped, End pressione diastolica; Ves, Fine del volume sistolico; Ved, Fine del volume diastolico; SV = gittata sistolica <img alt="Figura 3" src= &quot;/ files / ftp_upload / 52942 / 52942fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3. aortica costrizione Emodinamica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig3highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> (A) Immagini di pressione e di volume canali di cicli cardiaci rappresentative durante costrizione aortica, (B) Selezione Menu per eseguire analisi contrattilità, (C) selezionati loop pressione-volume durante costrizione aortica per l&#39;analisi. (D) ESPVR misurata dai loop costrizione aortica . <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig4.jpg" /> Figura 4. IVC Costrizione Emodinamica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig4highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> </a&gt; (A) Immagini di pressione e di volume canali di cicli cardiaci rappresentative durante IVC costrizione, (B) selezionati loop pressione-volume durante IVC costrizione per l&#39;analisi. Utilizzando il fotovoltaico loop da IVC costrizione, precarico recruitable lavoro Corsa (C), massima dP / dt vs EDV (D), così come ESPVR e EDPVR può essere misurata. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig5.jpg" /> Figura 5. Saline Calibrazione <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig5highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> (A) Immagini di pressione e di volume canali di cicli cardiaci rappresentative durante l&#39;iniezione di soluzione salina ipertonica (B) selezionata iniezione salina pressione-volume loop f<html> o analisi. Si noti che la pressione rimane costante, mentre il volume aumenterà in modo significativo, (C) Selezione del menu per eseguire la calibrazione salina, (D) generato linee di misura telesistolico vs volume telediastolico durante l&#39;iniezione di soluzione salina e volume telesistolico = telediastolica volume. L&#39;intersezione di queste linee fornisce la conduttanza parallelo di V p. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig6.jpg" /> Figura 6. Variazione della contrattilità con Drug Administration Variazione della contrattilità cardiaca, misurata dalla fine sistolica dell&#39;elastanza, valutato nei topi wild-type trattati con soluzione salina, Losartan 5 mg / kg / ora o TRV023 100 mcg / kg / ora per 5 min. TRV023 topi trattati hanno sviluppato un aumento significativo telesistolico dell&#39;elastanza rispetto ai topi trattati Losartan. * p &lt;0.05 vs Losartan da 1 ANOVA. ontent &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Tabella 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942table1.jpg" /> Tabella 1. I topi wild-type; Emodinamica Profilo in risposta di β-arrestina 2 Biased AT1R Agonist Pressione di fine sistolica (ESP) era diminuita significativamente dopo TRV120023 (TRV) e infusione di losartan. Contrattilità cardiaca, es E e E max è stato aumentato in modo significativo nel TRV120023 100 mg · kg -1 · min -1 infusione di gruppo. (* p &lt;0.01; † p &lt;0,05; ‡ p &lt;0,001; n = 5-6 / gruppo). valori p riflettono confronti con condizioni basali all&#39;interno dello stesso gruppo di trattamento con l&#39;utilizzo di 1 ANOVA. Parametri contrattilità cardiaca sono stati ottenuti utilizzando un protocollo costrizione aortica. AT1R tipo ANG II 1 del recettore; HR, la frequenza cardiaca; EDP, pressione telediastolica; ESV, volume telesistolico; EDV, volume telediastolico; E es, telesistolico elastanza; EF, eFrazione iniezione; E max, elastanza massima; dP / dt max e dP / dt min, velocità massima e minima variazione di pressione nel ventricolo, rispettivamente; τ, costante di rilasciamento isovolumetrico. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942table1highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa tabella.</a>

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Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac pressione Volume Analysis Loop Utilizzando conduttanza Cateteri nei topi

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

cardiac-pressure-volume-loop-analysis-using-conductance-catheters

Universidad San Sebastian

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19.4K Views.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 

Video: Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Cateterizzazione cardiaca nei topi per misurare il rapporto pressione del volume: Indagare l&#39;effetto Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Ricerca

Medicina

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

Patch clamp e Tecniche di perfusione per la valutazione dei canali ioni Espresso in Xenopus Ovociti

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Biologia

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Bioingegneria reti umane in topi immunodeficienti microvascolari

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Valutazione biventricolare della funzione cardiaca e delle anse pressione-volume mediante cateterismo a torace chiuso nei topi

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

Risposta cardiaca alla stimolazione β-adrenergica determinata dall'analisi del ciclo pressione-volume

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Registrazioni biventricolari a ciclo pressione-volume a torace chiuso con cateteri di ammissione in un modello suino

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Misurazione Loops Volume Pressione nel mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Monitoraggio della funzione cardiaca dei ratti utilizzando la tecnica della conduttanza pressione-volume

Real-Time Detection of Ferulic Acid Effects on Rat Left Ventricle Using Pressure-Volume Conductivity Catheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid method for evaluating cardiac function. Real-time monitoring of cardiac function is important for drug evaluation. Under closed-chest conditions, the miniature transducer, which is an important component of the pressure-volume catheter, enters the left ventricle of the rat through the right carotid artery. The device visualizes the changes in cardiac function during the experiment in the form of a pressure-volume loop. The actual volume of the ventricle is calculated by altering the conductivity of the blood by injecting 50 &#181;L of a 20% sodium chloride solution into the rat's left jugular vein. The actual volume of the rat's ventricular cavity is calculated by measuring the conductivity of the blood in a known volume using a pressure-volume conductance catheter. This protocol allows for continuous observation of the effects of drugs on the heart and will promote the rationale for the use of specialty ethnic drugs in cardiovascular disease.

Autore in primo piano: Vantaggi del metodo di misurazione del circuito pressione-volume nella ricerca cardiovascolare

This protocol describes a method for measuring left ventricular pressure and volume using the pressure-volume conductance technique. This method enables continuous real-time monitoring of the effects of drugs on the heart.

Rilevamento in tempo reale degli effetti dell'acido ferulico sul ventricolo sinistro del ratto utilizzando un catetere di conducibilità pressione-volume

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid ...

Cardiac pressione Volume Analysis Loop Utilizzando conduttanza Cateteri nei topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Cateterizzazione cardiaca nei topi per misurare il rapporto pressione del volume: Indagare l'effetto Bowditch

Patch clamp e Tecniche di perfusione per la valutazione dei canali ioni Espresso in Xenopus Ovociti

Emodinamica Caratterizzazione di roditori modelli di ipertensione arteriosa polmonare

Bioingegneria reti umane in topi immunodeficienti microvascolari

Valutazione biventricolare della funzione cardiaca e delle anse pressione-volume mediante cateterismo a torace chiuso nei topi

Risposta cardiaca alla stimolazione β-adrenergica determinata dall'analisi del ciclo pressione-volume

Registrazioni biventricolari a ciclo pressione-volume a torace chiuso con cateteri di ammissione in un modello suino

Misurazione Loops Volume Pressione nel mouse

Rilevamento in tempo reale degli effetti dell'acido ferulico sul ventricolo sinistro del ratto utilizzando un catetere di conducibilità pressione-volume

Rilevamento in tempo reale degli effetti dell'acido ferulico sul ventricolo sinistro del ratto utilizzando un catetere di conducibilità pressione-volume