Name: assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography
Uploaded: 2018-07-10T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography at JoVE.com

SML נתמך על-ידי studentship מן המכון הקנדי של בריאות המחקר, MG נתמך על-ידי bursary מן הרשת בריאות הנשימה של FRQS (Fonds דה קוויבק רשרש – Santé) י. ב הוא תלמיד מחקר מ- FRQS.
התרומה םירצוי כל המחברים תרמו התפיסה של כתב היד ו/או הוידאו. נ ו LD אסף את הנתונים. SML, LD, י. ב, מיט, DB ו- AR תרמו ניתוח נתונים, הדור של ספרות וכתיבה כתב היד. י. ב, AR, KL ו- MG היו מעורבים בהכנת קובץ ה-script וידאו. המהלך בוצע על ידי י. ב. כהן, מ ג.

ההליכים הבאים אושרו על-ידי מכון ריאות חיה ועדת אכפת לי והלב קוויבק בהתאם להנחיות המועצה הקנדית על חיה על עצמך (CCAC).
1. הכנה
<ol><li>המחקר
	<ol>
<li>(קריטי) לפני ביצוע ניסוי כלשהו, להשיג את האישורים המתאימים (למשל, IACUC) ואת הדרכות (למשל, לטיפול בבעלי חיים).</li>
		<li>הכרת הציוד ותוכנות הפעלה. לקרוא את המדריכים למשתמש, אם יש צורך, ליצור קובץ תצורה כדי להגדיר את מספר אתרים, קלט אותות, אנלייזרים ופרמטרים. הערה: הקפד לבחור קצב דגימה גבוהה (2 KHz).</li>
		<li>קביעת ההגדרות מנתחי עבור הפרמטרים של עניין.<ol>
<li>בחר כוונון סרגל הכלים ולאחר מכן מאבחנים.</li>
			<li>התאם את הסף זרימה לערך שמפריד כראוי את הנשימה (העכבר: 0.5 mL/s), לבחור עבור Ti + טה לחשב את קצב הנשימה.</li>
			<li>הגדר ערך עבור הלחץ הברומטרי (760 מ מ כספית) וציין הסטייה המקסימלית נפח inspiratory/expiratory לצורך נשימה להיחשב חוקיים (העכבר: 20%).</li>
			<li>לחץ על הגדרת שדה מחושב פרמטרים כדי לשנות את הגבולות של קבלה. הערה: ההגדרות הבאות שימשו את הניסויים המתוארים העכבר: זמן השראה, 50 170 ms; מועד תפוגה, 40-180 ms; התדירות של נשימה, bpm 30 עד 450; דרכי הנשימה ספציפי ההתנגדות, 0 עד 15 cmH2O·s; midexpiratory זרימה עם דיוק לפחות 3 ספרות עשרוניות.</li>
			<li>עם סיום, בחר החל ולסגור את חלון הדו-שיח יציאה.</li>
		</ol>
</li>
		<li>מתפריט בר ' כלי ', ללכת כוונון שוב ולאחר מכן אחסון כדי לקבוע שיעור אחסון הנתונים הרצויים. לחץ על החל ולסגור כדי לצאת מהחלון. הערה: ממוצע-כל 10 s משמש בדרך כלל.</li>
		<li>ליצור פרוטוקול בתוך התוכנה ההפעלה כדי להגדיר רצף הפקודות ואת התזמון הרצוי עבור כל אחד. לדוגמה מוצג באיור1.</li>
		<li>אם הניסוי כרוך המינהל של חומר על ידי תרסיס, להכין את פתרונות מתאימים דילולים לפי ריכוז להיבדק.</li>
	</ol></li>
	<li>חיה
	<ol>
<li>לעבוד באזור שקט, המרוחק מן החדר דיור. לאפשר את החיות להתאים את השינוי של הסביבה.</li>
		<li>שוקל את החיות, בחר את גודל ריסון המתאים.</li>
		<li>(קריטי) חבל, לחיות restrainer ואת הנהלים לפני תחילת הניסוי. בהתאם לעיצוב הניסיונית, הפעלות מרובות בעזיבה של הגדלת משך (למשל, 5-30 דקות) עשוי להיות נחוץ. הערה: בעלי חיים, כי לא חבל יש להסיר מן המחקר.<ol>
<li>-כל מפגש והפיזיולוגי, להוסיף את החיה בתוך restrainer, ממשיך מפתיחה חזרה; מחזיק את המכשיר אנכית יכול להיות מועיל.</li>
			<li>כאשר בעל החיים נמצא במצב, להוסיף על הבוכנה בחזרה ונעל בעדינות אותה במקום מבלי להחיל כוח מופרז.</li>
			<li>(קריטי) בדיקה חזותית החיה נושמת בדרך כלל. במידת הצורך, התאם את מיקומו על-ידי הזזת את מנגנון הנעילה. ודא כי נארס החיה הן בולטות מחוץ האף-קונוס עם החרטום שלה נח נגד הקירות הפנימיים של restrainer.</li>
			<li>ניתוק הלוח האחורי של תא בית החזה, להוסיף את restrainer המכיל את החיה דרך הגומי פתיחה בבית הבליעה בית החזה וסגור את החדר.</li>
			<li>לצרף את התא הראשי וספק זרם הסטייה. השתמש זרם של חצי ליטר/דקה בשביל עכבר.</li>
			<li>לאפשר את החיה להירגע במשך 5 דקות.</li>
			<li>ברגע החיה היא רגועה, להתחיל את ההקלטה של האותות האף, בית החזה זרימה. ודא במסך המחשב העקבות הם חלקים, כי הם מציגים דפוס נשימה רגיל; עיין בדוגמה באיור 2. הערה: אם הפרוטוקול כרוכה המינהל תרסיס של חומר, אתגר מלוחים יכולים להיכלל במסגרת ההליך והפיזיולוגי.</li>
			<li>בסוף כל מפגש, להסיר את החיה תא בית החזה והן את restrainer, להחזיר אותו לכלוב דיור של חדר.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>ציוד
	<ol>
<li>ביום של הניסוי, להתחיל מפגש ניסיוני, לטעון את קובץ תצורה מתאים. הערה: ודא כי זה מכיל פרוטוקול הרצוי עבור הניסוי.</li>
		<li>יוכל להכנס בתפריט סרגל הכלי. הזן את הניסוי ומידע של בעל החיים. פעם עשיתי, לחץ על לחצן הפעל בחלק התחתון של החלון.</li>
		<li>להמשיך עם הכיול של המערכת. לכייל כל אתר, קלט אות בנפרד.<ol>
<li>להפעיל את הגנרטור זרימה הסטייה, לחבר אותו אל התא הראשי באמצעות חתיכה של אבובים, להתאים את קצב הזרימה.</li>
			<li>סגור את הפתח העליון של תא ראשי עם כובע.</li>
			<li>ניתוק הלוח האחורי של תא בית החזה, בחוזקה הכנס בכלי כיול בתוך הגומי פתיחת בין הראש לבין תא הגוף ליצירת אטם הרמטי. לאחר מכן סגור, לצרף מחדש את הלוח האחורי של תא בית החזה.</li>
			<li>ודא כי יציאת בצד של תא בית החזה הוא הכתיר.</li>
			<li>בתפריט סרגל כלי תוכנה, ללכת כוונון ולאחר מכן כיול.</li>
			<li>עבור קלט 1 (בית החזה) ובחר כיול כדי להפעיל את תיבת הדו-שיח כיול עבור האות בית החזה זרימה.</li>
			<li>(קריטי) ודא כי הפרמטרים המפורטים בחלון שיח כיול להציג את ההגדרות המתאימות, קרי, פיסיולוגית להחיל ערך נמוך: 0; פיסיולוגית להחיל ערך גבוה:-20 מ"ל/s; דוגמאות: לשלב. פעם עשיתי, לחץ על נמוך ובחלון דוגמאות .</li>
			<li>ודא כי האות שנוצר הוא קבוע על פני חלון התצוגה ולאחר מכן לחץ על סגור.</li>
			<li>להתחבר מזרק-mL 20 דרך היציאה בצד החדר בית החזה באמצעות מחבר פלסטיק וחתיכת אבובים.</li>
			<li>(קריטי) בחר גבוהה ובחלון דוגמאות ולהזריק מיד 20 מ של אוויר לתוך החדר במשך תקופה s 2 בספיקה קבועה כמו ככל האפשר.</li>
			<li>ודא כי האות שנוצר מופיע לחלוטין בתוך חלון התצוגה. להשתמש סמל החץ כדי לוודא האות או סימטרי סביב קו אפס. לאחר מכן, לחץ על סגור. להסיר כל היסט מאפס על ידי לחיצה על הסר AC היסט ובחלון דוגמאות הערה: יכול להיות משופץ הכיול ערך גבוה, במידת הצורך.</li>
			<li>ודא שנוצר מותאם לקנה מידה Input Range הוא בתוך הטווח המומלץ (העכבר: ±280 כדי ±420 mL/s). (קריטי) חזור על השלבים כיול אם הערכים הם מחוץ לטווח מקובל.</li>
			<li>כיילו את התא הראשי באופן דומה כמו תא בית החזה (שלב 1.3.3.6). הפעם, בחר הקלט 2 (אפי). הערה: (חשוב) הערך עבור פיסיולוגית להחיל ערך גבוה חייב להיות מוגדר + 20 מ ל/s. פעולה זו תשנה את הקוטביות של הזרם בתא הקדמי ביחס לחדר האחורי. לפיכך, כאשר החיה נושמת, אותות זרימה שני כמעט יהיה בשלב, מלבד העיכוב המשמש לחישוב sRaw.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. ריאות פונקציות מדידות
<ol><li>שוקל החיות ורשום את משקל הגוף שלהם.</li>
	<li>הוסף את החיה restrainer ומניחים אותו בתוך החדר היא תגלה בית החזה (שלבים כ- 1.2.3.1 כדי 1.2.3.5).</li>
	<li>לאפשר את החיה להירגע במשך לפחות 5 דקות.</li>
	<li>התחל את הפרוטוקול של פקודות על ידי בחירת הצעד הראשון ולאחר מכן, לחץ על ביצוע.</li>
	<li>בדוק על מסך המחשב נשימה של החיה אותות רגיל הינם חלק (איור 2). התוכנה מציגה באופן אוטומטי את הפרמטרים מחושב על בסיס נשימה-מאת-נשימה. ודא הפרמטרים של בעל החיים יציבים.</li>
	<li>להקליט את דפוס הנשימה בתנאים בסיסית עבור עד 10 דקות.</li>
	<li>עבור פרוטוקולים מעורבים הממשל של חומר בדיקה על ידי תרסיס, בצע כלהלן:<ol>
<li>התאם מפוחים בזמן והחובה המחזור, כנדרש. הערה: בדוגמאות הפגינו במאמר זה, מפוחים הופעל ב 5% מחזור 10 s.</li>
		<li>לבצע אתגר הרכב (למשל, תמיסת מלח) ולהקליט את התגובה.</li>
		<li>אם יש צורך, לחשוף את החיה הגדלת ריכוזים של חומר המבחן על-ידי שינוי של ריכוז מפוחים ב הסלמה שלבים (למשל, הכפלת ריכוז). להקליט את התגובה לאחר כל טיפול.</li>
		<li>בסוף ההפעלה הניסיונית, אם לא נעשה באופן אוטומטי, להפסיק את ההקלטה, להחזיר את החיה לכלוב דיור של חדר.</li>
	</ol>
</li>
	<li>במידת הצורך, בחר להפעיל ' מתפריט בר ' כלי ' כדי להפעיל הפעלה ניסיונית נוספת.<ol>
<li>בין ההפעלות, לנקות את החדרים היא תגלה ולשטוף את מפוחים עם מים. הערה: השימוש של אלכוהול עלולה לגרום לנזק בלתי הפיך היא תגלה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>אם המחקר כרוכה ההערכות החוזרות ונשנות לאורך זמן, לחזור על רצף מדידה כל-כל timepoint שבחרת. הערה: מומלץ בחוכמה כדי להשלים את המחקר עם כמה מדידות מדויקות של מכניקת הנשימה ו/או ריאות כרכים1,15.</li>
</ol>3. ניתוח נתונים
הערה: התוכנה באופן אוטומטי שומר את הקובץ ניסיוני ומייצא את הפרמטרים נרשם בעת סגירת ההפעלה הניסיונית.
<ol><li>חישוב ממוצע של התוכנית הבסיסית עבור הפרמטרים עניין עבור כל קבוצת בעלי חיים ועל ניסיוני. הערה: טבלה 1 מפרטת מספר פרמטרים טיפוסי, מחולק לקטגוריות בהתבסס על סוג המידע שהם מספקים.</li>
	<li>כאשר רלוונטי, להעריך את השפעת החומר aerosolized למד על הפרמטרים של ריבית-כל הריכוז באמצעות נקודה ספציפית (למשל, ערך מינימלי או מקסימלי), ממוצע או במשרה מלאה-הקורס; נורמליזציה בסיסית יכול גם להיחשב.</li>
	<li>דו ח התוצאות באמצעות הקבוצה והאמצעים שגיאות בטבלה או עיצוב גרפי. לנתח את התוצאות מבחינה סטטיסטית. הערה: במחקר הנוכחי, ANOVAs דו כיוונית עם חזר על שימוש באמצעים כדי להעריך את ההשפעה של בדיקת אתגור, האלרגן – קרדית אבק הבית (השוכנים) – ואינטראקציה שלהם על המפרט DCP שונים (sRaw, EF50), כמו גם על המפרט FOT שונים (R,N, G ו- ח), בעוד שני זנים של עכברים. בדיקות השוואה מרובים של Sidak ואז שימשו לקביעת הריכוזים של בדיקת אתגור שבו העכברים אלרגית נבדלים העכברים שליטה. המבחנים זהים שימשו כדי להעריך את ההשפעה של ימים, השוכנים ואינטראקציה שלהם בנקודת ההתחלה (דהיינו, לפני בדיקת אתגור) על המפרט של חסימה בדרכי הנשימה (sRaw ו- EF50) ושל דפוס אוורור (BF, טלוויזיה, MV, EIP). מתאמים פירסון שימשו כדי להעריך את מתאמים בין sRaw שהושגו עם DCP ו RN שהושג עם פינג. כל ניתוח סטטיסטי וגרפים בוצעו באמצעות חלופי סטנדרטי תוכנה סטטיסטית (למשל, GraphPad פריזמה). p ≤ 0.05 נחשב מספיק לדחות את ההיפותזה.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique.">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> J Vis Exp. (75), e50172 (2013).</li><li>Bates, J. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CORP:+Measurement+of+lung+function+in+small+animals.">CORP: Measurement of lung function in small animals.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (5), 1039-1046 (2017).</li><li>Bates, J. H., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+lung+function+in+mice:+the+phenotyping+uncertainty+principle.">Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle.</a> J Appl Physiol. 94 (4), 1297-1306 (2003).</li><li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography.">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> J Vis Exp. (90), e51755 (2014).</li><li>Enhorning, G., van Schaik, S., Lundgren, C., Vargas, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+plethysmography,+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals?.">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals?.</a> Can J Physiol Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li><li>Vijayaraghavan, R., Schaper, M., Thompson, R., Stock, M. F., Alarie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristic+modifications+of+the+breathing+pattern+of+mice+to+evaluate+the+effects+of+airborne+chemicals+on+the+respiratory+tract.">Characteristic modifications of the breathing pattern of mice to evaluate the effects of airborne chemicals on the respiratory tract.</a> Arch Toxicol. 67 (7), 478-490 (1993).</li><li>Willis, D. N., Liu, B., Ha, M. A., Jordt, S. E., Morris, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Menthol+attenuates+respiratory+irritation+responses+to+multiple+cigarette+smoke+irritants.">Menthol attenuates respiratory irritation responses to multiple cigarette smoke irritants.</a> FASEB J. 25 (12), 4434-4444 (2011).</li><li>Neuhaus-Steinmetz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+development+of+airway+hyperresponsiveness+and+acute+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+allergic+inflammation.">Sequential development of airway hyperresponsiveness and acute airway obstruction in a mouse model of allergic inflammation.</a> Int Arch Allergy Immunol. 121 (1), 57-67 (2000).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tidal+midexpiratory+flow+as+a+measure+of+airway+hyperresponsiveness+in+allergic+mice.">Tidal midexpiratory flow as a measure of airway hyperresponsiveness in allergic mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 280 (3), L565-L573 (2001).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+measurement+of+midexpiratory+flow+indicates+bronchoconstriction+in+allergic+rats.">Noninvasive measurement of midexpiratory flow indicates bronchoconstriction in allergic rats.</a> J Appl Physiol (1985). 93 (4), 1208-1214 (2002).</li><li>Pennock, B. E., Cox, C. P., Rogers, R. M., Cain, W. A., Wells, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+technique+for+measurement+of+changes+in+specific+airway+resistance.">A noninvasive technique for measurement of changes in specific airway resistance.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (2), 399-406 (1979).</li><li>DeLorme, M. P., Moss, O. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+function+assessment+by+whole-body+plethysmography+in+restrained+versus+unrestrained+mice.">Pulmonary function assessment by whole-body plethysmography in restrained versus unrestrained mice.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 47 (1), 1-10 (2002).</li><li>Flandre, T. D., Leroy, P. L., Desmecht, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+somatic+growth,+strain,+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice.">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (3), 1129-1136 (2003).</li><li>Criee, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body+plethysmography--its+principles+and+clinical+use.">Body plethysmography--its principles and clinical use.</a> Respir Med. 105 (7), 959-971 (2011).</li><li>Robichaud, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+full-range+pressure-volume+curves+in+mice+and+rats.">Automated full-range pressure-volume curves in mice and rats.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (4), 746-756 (2017).</li><li>Mizutani, N., Goshima, H., Nabe, T., Yoshino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complement+C3a-induced+IL-17+plays+a+critical+role+in+an+IgE-mediated+late-phase+asthmatic+response+and+airway+hyperresponsiveness+via+neutrophilic+inflammation+in+mice.">Complement C3a-induced IL-17 plays a critical role in an IgE-mediated late-phase asthmatic response and airway hyperresponsiveness via neutrophilic inflammation in mice.</a> J Immunol. 188 (11), 5694-5705 (2012).</li><li>Nabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+basophils+and+mast+cells+infiltrating+the+lung+by+multiple+antigen+challenges+in+asthmatic+responses+of+mice.">Roles of basophils and mast cells infiltrating the lung by multiple antigen challenges in asthmatic responses of mice.</a> Br J Pharmacol. 169 (2), 462-476 (2013).</li><li>Morris, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immediate+sensory+nerve-mediated+respiratory+responses+to+irritants+in+healthy+and+allergic+airway-diseased+mice.">Immediate sensory nerve-mediated respiratory responses to irritants in healthy and allergic airway-diseased mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (4), 1563-1571 (2003).</li><li>Merazzi, D., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+changes+in+ambient+temperature+on+the+Hering-Breuer+reflex+of+the+conscious+newborn+rat.">Effects of changes in ambient temperature on the Hering-Breuer reflex of the conscious newborn rat.</a> Pediatr Res. 45 (3), 370-376 (1999).</li><li>Rao, R., Nagarkatti, P. S., Nagarkatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delta(9)+Tetrahydrocannabinol+attenuates+Staphylococcal+enterotoxin+B-induced+inflammatory+lung+injury+and+prevents+mortality+in+mice+by+modulation+of+miR-17-92+cluster+and+induction+of+T-regulatory+cells.">Delta(9) Tetrahydrocannabinol attenuates Staphylococcal enterotoxin B-induced inflammatory lung injury and prevents mortality in mice by modulation of miR-17-92 cluster and induction of T-regulatory cells.</a> Br J Pharmacol. 172 (7), 1792-1806 (2015).</li><li>Agrawal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+mucin+secretion+with+MARCKS-related+peptide+improves+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+asthma.">Inhibition of mucin secretion with MARCKS-related peptide improves airway obstruction in a mouse model of asthma.</a> J Appl Physiol (1985). 102 (1), 399-405 (2007).</li><li>Mabalirajan, U., Aich, J., Agrawal, A., Ghosh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mepacrine+inhibits+subepithelial+fibrosis+by+reducing+the+expression+of+arginase+and+TGF-beta1+in+an+extended+subacute+mouse+model+of+allergic+asthma.">Mepacrine inhibits subepithelial fibrosis by reducing the expression of arginase and TGF-beta1 in an extended subacute mouse model of allergic asthma.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (3), L411-L419 (2009).</li><li>Desmet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+experimental+asthma+by+decoy-mediated+local+inhibition+of+activator+protein-1.">Treatment of experimental asthma by decoy-mediated local inhibition of activator protein-1.</a> Am J Respir Crit Care Med. 172 (6), 671-678 (2005).</li><li>Zang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+C+Fibers+Modulate+MMP-12+Production+via+PAR2+and+Are+Involved+in+the+Long-Term+Airway+Inflammation+and+Airway+Hyperresponsiveness+Induced+by+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection.">Pulmonary C Fibers Modulate MMP-12 Production via PAR2 and Are Involved in the Long-Term Airway Inflammation and Airway Hyperresponsiveness Induced by Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> J Virol. 90 (5), 2536-2543 (2015).</li><li>Shukla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carryover+of+cigarette+smoke+effects+on+hematopoietic+cytokines+to+F1+mouse+litters.">Carryover of cigarette smoke effects on hematopoietic cytokines to F1 mouse litters.</a> Mol Immunol. 48 (15-16), 1809-1817 (2011).</li><li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+function+assessment+in+safety+pharmacology.">Respiratory function assessment in safety pharmacology.</a> Curr Protoc Pharmacol. , (2003).</li><li>Lofgren, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restrained+whole+body+plethysmography+for+measure+of+strain-specific+and+allergen-induced+airway+responsiveness+in+conscious+mice.">Restrained whole body plethysmography for measure of strain-specific and allergen-induced airway responsiveness in conscious mice.</a> J Appl Physiol (1985). 101 (5), 1495-1505 (2006).</li><li>DiMaria, G. U., Wang, C. G., Bates, J. H., Guttmann, R., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+airway+responses+to+inhaled+methacholine+in+the+rat.">Partitioning of airway responses to inhaled methacholine in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 62 (3), 1317-1323 (1987).</li><li>Hoymann, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+function+measurements+in+rodents+in+safety+pharmacology+studies.">Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies.</a> Front Pharmacol. 3, 156 (2012).</li><li>Agrawal, A., Singh, S. K., Singh, V. P., Murphy, E., Parikh, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+nasal+and+pulmonary+resistance+changes+during+noninvasive+plethysmography+in+mice.">Partitioning of nasal and pulmonary resistance changes during noninvasive plethysmography in mice.</a> J Appl Physiol (1985). 105 (6), 1975-1979 (2008).</li><li>McLeod, R. L., Young, S. S., Erickson, C. H., Parra, L. E., Hey, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+nasal+obstruction+in+the+allergic+guinea+pig+using+the+forced+oscillation+method.">Characterization of nasal obstruction in the allergic guinea pig using the forced oscillation method.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (3), 153-159 (2002).</li><li>Miyahara, S., Miyahara, N., Takeda, K., Joetham, A., Gelfand, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiologic+assessment+of+allergic+rhinitis+in+mice:+role+of+the+high-affinity+IgE+receptor+(FcepsilonRI).">Physiologic assessment of allergic rhinitis in mice: role of the high-affinity IgE receptor (FcepsilonRI).</a> J Allergy Clin Immunol. 116 (5), 1020-1027 (2005).</li></ol>

DB ו- AR מועסקים על-ידי SCIREQ ציוד מדעי Inc בדרכי הנשימה, ישות מסחרי מעורב נושאים הקשורים לתוכן של מאמר זה. DB יש גם מניות. SCIREQ בע מ הינה חברת טכנולוגיות emka.

היכולת למדוד את תפקוד הריאות בבעלי חיים בהכרה יש הצדקה בבירור במחקר בדרכי הנשימה. באופן כללי, DCP היא גישה מעניינת להעריך את הפונקציה אוורור של מערכת הנשימה בהכרה, נושם באופן ספונטני חיות26. ליתר דיוק, את DCP או variant הראש-אאוט שלו, לעיתים קרובות מכה איזון נכון בין האיכות של המידע הניתן את הרמה הרצויה של invasiveness3 (טבלה 2). הטכניקה ניתן להתאים מינים (למשל, עכבר, חולדה, קביה) או חיה בגדלים שונים, ניתן להשתמש ביישומי מחקר רבים. זה שימושי במיוחד להעריך בעלי חיים רבים בבת אחת בתכנון מחקר מקביל, כדי לנטר את פונקציית מערכת הנשימה בצורה חוזרת ונשנית וכדי ללכוד את קינטיקה של תגובה לאורך זמן. בנוסף, הטכניקה פשוטה, ניתן ללמוד באופן מסודר יחסית. נוהל העסקת DCP מדידות בעכברים המאמר הנוכחי, שימשה דוגמה לתיאור ההיבטים תרגולים של זה מרוסן plethysmography הטכניקה גם דיון לשלבים הקריטיים, הקשורים תוצאות.
בעת עבודה עם חיות בהכרה, זה חיוני כדי לשלוט לתנאי הסביבה (למשל, חדר שקט עם מספר מצומצם של אנשים או פעילות) על מנת ליצור תוצאות לשחזור. מאז restrainers בממדים שונים, חשוב להתחיל עם הגודל המתאים, כך שהתנועות נשימה בשלוות נפש. זה גם לעתים קרובות נדרש להסתגלות, לחיות הגדרת הניסוי ואת הנהלים, ומסייע גם היא מבוססת היטב בעכברים כי הרחקה משפיעה על תדירות נשימה12. בהתאם הנבחנים או תנאים, הפעלות מרובות של משכי הזמן המצטבר עשוי להיות נחוץ. לבסוף, המאפשר זמן תחילת ניסוי בבעלי חיים להתאים החדר שינוי וטיפול הנחוצים היא שיקול פשוטה אשר הוכיח יעיל להבטיח דפוס הנשימה באופן עקבי רגיל ונינוח בנקודת ההתחלה. עבודה בתנאים איפה החיות רגוע, סטוש נוחים גם יהיה מועיל מבחינת התוצאה השתנות ואיכות. זה גם מגביל כל מפגינות לשחרור קטכולאמין, אשר עשויים להגדיל את קוטר דרכי הנשימה, מטיילים bronchoconstriction המושרה.
חשוב להבין כי יש צורך להפריד כמו הרמטית ככל האפשר את האף ואת בית החזה הזורם. בהתאם למערכת או מינים למד, מנגנון איטום יכול להשתנות גם צורה כמו היעילות. ב- DCP אנו המתואר במסמך זה, החותם נוצר בין החוטם של החיה להתקן מרסנת. בעת הערכת פונקציית מערכת הנשימה על ידי DCP, זה גם חיוני לספק זרם הסטייה מספיק ומתמשך, כמו ירידה ברמת החמצן הזמינים לחיה יגרום תופעות משמעותיות. לקחת בחשבון לרווחתם של בעל החיים restrainer גבולות של הנטייה דליפות אוויר שנוצרו על-ידי עצבנות, ובכך מגדיל את איכות הנתונים. . Contrastingly, שבירת ב החותם תגרום datasets נדחה או על underestimation של מספר פרמטרים.
בנוסף כדי להפעיל את ההקלטה נפרדים של האות זרימה האף, לחדר הראשי משמש בדרך כלל כדי לחשוף את החיה לחומרים שידורה. כפי שמוצג במאמר זה, זה יכול להיות מנוצל כדי לבצע בדיקה bronchoprovocation להפגין דרגות שונות של תגובתיות. בניסויים כאלה, התאמת טווח ריכוזים שנבדקו עשוי להיות נחוץ בהתאם מינים, המתח, או מין החיות למד. כפי שהוכח בעבר8,9,10,27, נוכח התוצאות מציגות כי השינויים הנוצרות על-ידי בדיקת אתגור sRaw בקורלציה עם מדידות FOT פולשנית ההתנגדות דרכי הנשימה. התוצאות גם להוכיח כי הטכניקה DCP אינה רגישה כמו FOT בשל יכולתו לזהות חוסר תפקוד מערכת הנשימה, וכן לזיהוי מענה שינו לשפות אחרות בתוך התאים התחתון של הריאות (רקמת הריאה ו/או קטנים איירווייז היקפיים) . מאז איירווייז של החיה ללא פגע, הנוכחות של דרכי הנשימה העליונות, אשר מהווה החלק הגדול ביותר של המחתרת הנשימה הכולל זרימת האוויר28, יכול להשפיע על תרסיס הפצה ועל התצהיר בנוסף כדי לצנן את התרומה של דרכי הנשימה התחתונה כדי מדידה. 3 טבלה מסכמת הבדלים נוספים בין הטכניקה DCP את פינג. לבסוף, בעוד שזה יהיה באופן תיאורטי ניתן לאמוד את ההתנגדות הכוללת את דרכי הנשימה של החיה (כולל דרכי הנשימה העליונות) מיחידת מידה sRaw, מומלץ בדרך כלל כדי להשלים את ההערכה DCP עם שיטת מדידה פולשניות כגון FOT29 כדי לקבל מדידות ישירה של מכניקת הנשימה מפורט. בהתאם מטרות המחקר, מדידות של דרכי הנשימה העליונות התנגדות יכול להיות גם נחשב30,31,32.
מסקנה  בשל שלה מידה מוגבלת של invasiveness, DCP הוא טכניקה שיגשים צריך חשובה במחקר בדרכי הנשימה. הוא מסוגל לספק קריאות מדויקות של אוורור דפוס בבעלי בהכרה במקביל כמה אינדקסים הבלתי מעורער של שיבוש זרימת אוויר. המידע הנקלט משלים זה גם באמת גישות פולשניות יותר.

השימוש הגובר חיות קטנות למחלות בדרכי הנשימה האנושית דגם האיץ את התפתחות טכניקות להעריך באופן כמותי את הפונקציות של מערכת הנשימה בבעלי חיים אלה. כיום, הטכניקה תנודה בכפייה (פינג) מזוהה כמספר הגישה המדויקת ביותר להערכת מכניקת הנשימה חיות קטנות1,2. עם זאת, כאמור על ידי עיקרון חוסר הוודאות phenotyping, מה הושג בדיוק מדידה עם פינג נסחרת מחוץ כנגד הפסד noninvasiveness3. אכן, מדידות FOT נרכשים בתנאים ניסיוני מבוקרת מאוד מחייבים הרדמה, פיום קנה או צנרור שבעל-פה, כמו גם אוורור מכני; תרחיש רחוק בחיים האמיתיים.
במצבים שבהם הדרישות ניסיוני proscribe השימוש של סוכנים הרדמה או להזעיק מעט או ללא חריגה ממצב פיזיולוגי טבעי של החיה, כפול-תא plethysmography (DCP) יכול להיחשב. כפי ששמו מעיד, מלכודת DCP מורכב של שני חללים מחוברים נוקשה נבנה כדי לבודד הרמטית ככל האפשר ראשה (או האף), בתא הקדמי, מתוך החזה שלו, בחדר האחורי. תוך הגדרת, החיה בהכרה, נושם באופן ספונטני תוך מרוסן. כי קירות התאים לא יכול להרחיב או לסגת, תנועת האוויר פנימה והחוצה של החיה יוצרת מקביל אבל waveform הנגדי בתוך החדר האחורי, עקב הדחיסה/ביטול דחיסה של אוויר שמסביב. Waveform עקב זרימת האף התא הקדמי, האחד קשור התנועה בית החזה בחדר האחורי ובכך להיות מופרדים, שנתפסו בעת ובעונה אחת. בהתאם לעיצוב של ההתקנה DCP, ואת אלה ניתן לרכוש באמצעות קבוצת לחץ מתמרים או pneumotachographs לתעד את השינויים קאמרית הלחץ או זרימת האוויר פנימה והחוצה של התאים בהתאמה כפונקציה של הזמן. הגישה השנייה היא שכיחה יותר כיום.
בעוד תדירות הנשימה של בעל החיים ניתן לקבוע במדויק על ידי כל סוג של טכניקות plethysmography, המצב אינו זהה עבור קביעת נפח ואת הפרמטרים אוורור קשורות שלה (למשל, אוורור דקה, נפח expiratory, וכו '). לעומת הטכניקה היא תגלה לכל הגוף (WBP), שבו נפח של בעל החיים מוערך בין תיבת אות4,5, הטכניקה DCP מספקת הערכות מדויקות של נפח. זה קשור רכישה ישירה של תנועת בית החזה של החיה בחדר האחורי, אשר הם יחסיים שינויי נפח הריאות במהלך הנשימה.
בנוסף מדויק ventilatory פרמטרים אלה (למשל, נפח, תדירות נשימה ו אוורור דקה), הפרעות בצורת מחזור נשימה יכול לשמש גם כדי לחקור היבטים עצביים השולטים נסיעה בדרכי הנשימה או רפלקסים במערכת הנשימה. דוגמה ספציפית יישום זה יהיה הערכת פוטנציאל גירוי של חומרים נשאפים על דרכי הנשימה העליונות החישה הניריונים6. . כאן, משך השהיה עם תחילת תפוגה נקבעת באמצעות פרמטר שנקרא שתיקה סוף-inspiratory (EIP), המכונה גם משך בלימה6. הארכה של הפסקה הזאת על ידי חומר מגרה מזוהה עם סגירתו של glottis של החיה, גורם תקופת מדידה בלימה בחלק הראשון של תפוגה6,7.
יתרון חשוב נוסף של DCP הוא שהיא מספקת שני פרמטרים מאומתים, ללא עוררין הרגישים שיבוש זרימת אוויר. אחד נקרא הזרם בווליום expiratory אמצע-גאות והוא מקוצר EF508,9,10. זה זרימת האוויר בווליום באמצע הדרך של כל נשימה גאות במהלך תפוגה. EF50 מופק מן המעקב זרימה בית החזה, ובכך ניתן למדוד ללא התא הקדמי (קרי, בתצורה של הראש-out). השני נקרא התנגדות מסוימת דרכי הנשימה והוא מקוצר sRaw11,12,13. הקביעה של sRaw דורש את ההקלטה סימולטני תזרימי האף ואת בית החזה של החיה כפי הוא מחושב של העיכוב בין אלה עקבות הנשימה נפרד בנקודת אפס זרימה בקצה של השראה. הרציונל המתארת את הבסיס שלפיו עיכוב זה מתייחס sRaw היה expatiated בעבר11. במילים פשוטות, שינויי נפח הריאות להקדים את תנועת האוויר מאז הדרגתי הלחץ צריך לפתח על מנת לכונן זרימת אוויר. חיים בריא לנשום בשקט, עיכוב זה הוא בדרך כלל מאוד קטן. עם זאת, מעבר הצבע הלחץ הנדרש כדי להכיל זרימה נתונה (למשל, זרם מספיק אוורור מספיק) היא מושפעת את מידת ההתנגדות דרכי הנשימה. במהלך bronchoconstriction, לדוגמה, ה גרדיאנט הלחץ הדרוש כדי להכיל זרימה נתונה גדול, מה שמרמז כי החיה יש לעבוד קשה עבור הנשימה. מעבר הדרגתי יותר בלחץ החזה של החיה של מרמזת כי חלק גדול יותר של הזרם ולצאת לחדר האחורי הוא עקב דחיסה/ביטול דחיסה של אוויר בתוך בית החזה, המהווה החלק של סה כ בית החזה ההרחבה/הכחשה זה את שלב עם הזרם האף. עמידות מוגברת עקב bronchoconstriction ובכך יגדיל את העיכוב בין החלק האחורי של צ'יימברס קבלה, ובכך מגדילה את sRaw. ה גרדיאנט לחץ שמניע את זרימת האוויר פנימה והחוצה של הריאה היא מושפעת גם האחסון הראשונית גז בית החזה (TGV). -רכבת TGV יותר לדוגמה, ההרחבה/הכחשה של בית החזה הדרושים כדי ליצור מעבר הדרגתי נתון בלחץ גדול (פשוט כי העקירה אמצעי האחסון הנדרש כדי ליצור מעבר הדרגתי נתון בלחץ גדול), אשר גם מרמז על זה בעלי חיים יש לעבוד קשה יותר על הנשימה. שוב, אלה displacements תוספת בית החזה הם אלה נדרש כדי להפחית לחץ/דחיסה של אוויר בבית החזה, ובכך את שלב עם הזרם האף. כך, TGV מוגברת יהיה גם להגדיל את ההשהיה בין התאים, ובכך מגדילה את sRaw. כפי שניתן לראות, הן bronchoconstriction והן TGV מוגבר כתוצאה במאמץ יותר חשוב האוויר פנימה והחוצה של הריאה. זהו, בעצם, המשמעות הפיזיולוגית של sRaw. זה מייצג את העבודה הדרושה נושם5,14.
לכן חשוב להבין כי שני גורמים נפרדים להשפיע sRaw: ההתנגדות דרכי הנשימה וה -TGV. למעשה, ניתן לבטא sRaw התוצר של TGV11והתנגדות דרכי הנשימה. חיות בהכרה ניתן לשנות שלהם TGV כרצונו, כדי להסתגל שלהם אוורור לסביבה נתונה. בתנאים כאלה, שם מצב פיזיולוגי טבעי של החיה הוא שההודעה, ולכן אי אפשר להבחין בין אם שינוי sRaw נובעת מן שינוי בהתנגדות דרכי הנשימה, שינוי ב- TGV, או שילוב של השניים. לפיכך, מומלץ להשלים את ההערכה DCP עם מדידות פולשניים יותר של מכניקת הנשימה ו/או אמצעי אחסון ריאות, כגון אלה הניתנים על ידי ה-1,FOT15.
עד כה, שימש את DCP ביישומים שונים של מחקר. הטכניקה ניתן להשתמש עם או בלי תא ראש כדי באופן כמותי, בצורה מדויקת להעריך את ההשפעה של חומרים שונים, כגון סוכני תרופות, אלרגנים, המגרים או מתווכים אחרים, על תפקוד הנשימה אצל חיות קטנות בהכרה 1617,,18. התא הקדמי יכול גם לשמש חדר-חשיפת חומרים aerosolized או גז בדרגות שונות ריכוזי (היפוקסיה, hypercapnia, וכו ')19. . נוח, היא מאפשרת אחד/ת למדוד את ההשפעות חריפה של חשיפות אלה. למעשה, אחד השימושים הנפוצים של DCP הוא להעריך את מידת היענות aerosolized בדיקת אתגור במודלים שונים של מחלות נשימה20,21,22,23, 24 , 25.
הטכניקה DCP אמנם לכאורה פשוטה, כמה אתגרים מעשי יכול באופן פוטנציאלי להרתיע משתמשים לא מנוסים או לפגום את הדיוק ואת הפארמצבטית של התוצאות. המאמר הנוכחי מספק תיאור מפורט של נהלים מומלצים לתפקוד הנשימה להקליט בהצלחה על ידי DCP בעכברים בהכרה, מאופק, נושם באופן ספונטני. התיאור הוא ספציפי הציוד האמור (עיין טבלה של חומרים). השירות והערך של DCP הוא גם הפגינו מודל נפוץ של ריאות דלקת אלרגית שני זנים של עכברים נבדק בנקודת ההתחלה בתגובה בדיקת אתגור שידורה.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&amp;beta;-methylcholine chloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholine</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>House dust mite extract</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DCP complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox software</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography

שינויים נפח אוויר שנוצרו על ידי נושא בהכרה נושם באופן ספונטני בתוך תיבת הגוף הינם הבסיס של plethysmography, טכניקה המשמשת כדי לא פולשני להעריך כמה תכונות של הפונקציה הנשימה אצל בני אדם, גם כן כמו חיות מעבדה. המאמר הנוכחי מתמקד היישום של plethysmography כפולה תאיים (DCP) בבעלי חיים קטנים. זה מספק מידע רקע על המתודולוגיה, כמו גם נוהל מפורט שלב אחר שלב כדי בהצלחה להעריך תפקוד מערכת הנשימה אצל בהכרה, נושם באופן ספונטני חיות בצורה לא פולשנית. DCP יכול לשמש כדי לנטר את תפקוד מערכת הנשימה מרובים בעלי חיים במקביל, כמו גם באשר לזהות שינויים המושרה על ידי חומרים aerosolized על פני תקופת זמן שבחרת באופן חוזר ונשנה. ניסויים על שליטה ועכברים אלרגית משמשים בזאת כדי להדגים את התועלת של הטכניקה, להסביר את הפרמטרים הקשורים לתוצאה, כמו גם דיון את היתרונות הקשורים ואת חסרונותיו. בסך הכל, DCP מספק המפרט חוקי וסאונד תיאורטית זה יכול להיות מהימן להעריך את הפונקציה הנשימה של חיות קטנות בהכרה בנקודת ההתחלה והן לאחר אתגרים עם חומרים שידורה.

Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography at JoVE.com

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

מטרת המאמר הנוכחי היא לספק תיאור מפורט של נהלים מומלצים כדי להעריך את תפקוד מערכת הנשימה בעכברים בהכרה מאת כפול-תא plethysmography.

הערכה של תפקוד מערכת הנשימה בעכברים בהכרה על ידי כפול-תא Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

42.8K Views.  Université Laval. מטרת המאמר הנוכחי היא לספק תיאור מפורט של נהלים מומלצים כדי להעריך את תפקוד מערכת הנשימה בעכברים בהכרה מאת כפול-תא plethysmography.

Video: Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps ב, עכברים מודעת בלתי מרוסנת

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

הערכה של הפעלת שרירים נשימה בעזרת נשימה בקרת מנוע הערכה (RMCA) אצל אנשים עם פגיעה בחוט השדרה כרונית

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Method to Obtain Pattern of Breathing in Senescent Mice through Unrestrained Barometric Plethysmography

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and minute ventilation are routinely reported. Moreover, information can be collected regarding the neural output of breathing, including the existence of central apneas and augmented breaths. An important consideration for UBP is obtaining a breathing segment with a minimal impact of anxious or active behaviors, to elucidate the response to breathing challenges. Here, we present a protocol that allows for short, quiet baselines to be obtained in aged mice, comparable to waiting for longer bouts of quiet breathing. The use of shorter time segments is valuable, as some strains of mice may be increasingly excitable or anxious, and longer periods of quiet breathing may not be achieved within a reasonable timeframe. We placed 22 month-old mice in a UBP chamber and compared four 15 s quiet breathing segments between minutes 60&#8211;120 to a longer 10 min quiet breathing period that took&#160;2&#8211;3 h to acquire. We also obtained counts of central apneas and augmented breaths prior to the quiet breathing segments, following a 30 min familiarization period. We show that 10 min of quiet breathing is comparable to using a much shorter 15 s duration. Additionally, the time leading up to these 15 s quiet breathing segments can be used to gather data regarding apneas of central origin. This protocol allows investigators to collect pattern-of-breathing data in a set amount of time and makes quiet baseline measures feasible for mice that may exhibit increased amounts of excitable behavior. The UBP methodology itself provides a useful and noninvasive way to collect pattern-of-breathing data and allows for mice to be tested over several time points.

Unrestrained barometric plethysmography is used to quantify the pattern of breathing in awake mice. We show that 15 s segments under a standardized protocol display similar values to an extended duration of quiet breathing. This methodology also allows for the quantification of apnea and augmented breaths during the first hour in the chamber.

שיטה להשגת תבנית הנשימה בעכברים מרחבי הדרך

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and ...

Behavior

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

הערכה של מבנה הנכון חדרית ותפקוד בעכבר הדגם של תעוקת עורק ריאה על ידי Transthoracic אקו

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

אולטראסאונד הדמיה לאבחון של תפקוד העכבר דיאפרגמה

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

מדידה אוטומטית של הריאות נפחתו וקטן Airway Remodeling בעכברים שנחשפו לעשן סיגריות

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

מדידה חוזרת של פעילות שרירי הנשימה ואת אוורור בעכברי מודל של המחלה שרירית

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

הערכה של מכניקת מערכת נשימה בעכברים באמצעות טכניקת תנודה בכפייה

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biology

Simplified Whole Body Plethysmography to Characterize Lung Function During Respiratory Melioidosis

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ensure that both animal welfare and scientific insights advance with the availability of new technologies. This article demonstrates the use of Simplified Whole Body Plethysmography (sWBP) to non-invasively study respiratory failure in a model of lethal respiratory melioidosis. sWBP has the sensitivity to detect breathing in mice through the entirety of the course of the disease, allowing for the moribund-associated symptoms (bradypnea and hypopnea) to be measured and potentially used to develop humane endpoint criteria.
Some of the benefits of sWBP in the context of respiratory disease are that host breath monitoring comes the closest of any physiologic measurement at assessing dysfunction of the primary infected tissue, namely, the lung. In addition to biological significance, the use of sWBP is rapid and non-invasive, minimizing stress in research animals. This work demonstrates the use of in-house sWBP apparatus to monitor disease throughout the course of respiratory failure in the murine model of respiratory melioidosis.

This protocol presents the construction and use of a Simplified Whole Body Plethysmography apparatus to monitor bacterial respiratory disease progression non-invasively.

פלתיסמוגרפיה פשוטה של כל הגוף כדי לאפיין את תפקוד הריאות במהלך מליואידוזיס נשימתי

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ...

Immunology and Infection

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative assessment of lung function in rodent models is an important tool in the development of future therapies. Commonly used techniques for assessing respiratory function including invasive plethysmography and forced oscillation. While these techniques provide valuable information, data collection can be fraught with artefacts and experimental variability due to the need for anesthesia and/or invasive instrumentation of the animal. In contrast, unrestrained whole-body plethysmography (UWBP) offers a precise, non-invasive, quantitative way by which to analyze respiratory parameters. This technique avoids the use of anesthesia and restraints, which is common to traditional plethysmography techniques. This video will demonstrate the UWBP procedure including the equipment set up, calibration and lung function recording. It will explain how to analyze the collected data, as well as identify experimental outliers and artefacts that results from animal movement. The respiratory parameters obtained using this technique include tidal volume, minute volume, inspiratory duty cycle, inspiratory flow rate and the ratio of inspiration time to expiration time. UWBP does not rely on specialized skills and is inexpensive to perform. A key feature of UWBP, and most appealing to potential users, is the ability to perform repeated measures of lung function on the same animal.

The assessment of respiratory physiology has traditionally relied upon techniques, which require restraint or sedation of the animal. Unrestrained whole-body plethysmography, however, provides precise, non-invasive, quantitative analysis of respiratory physiology in animal models. In addition, the technique allows repeated respiratory assessment of mice allowing for longitudinal studies.

מדידת תפקודי נשימה בעכברים באמצעות Plethysmography של כל הגוף ללא ריסון

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...