This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

כל הליכי כירורגיים המבוצעים על בעלי חיים צריכים להתבצע בהתאם מדריך לטיפול ושימוש בחי מעבדת 13 או קווים מנחים אתיים מתאימים אחרים. פרוטוקולים צריכים להיות מאושרים על ידי ועדת רווחת בעלי החיים במוסד המתאים לפני שתמשיך. 1. הכנות לקראת א.ק.ג. הערה: לפני תחילת, דון ציוד אישי מגן כולל כפפות, משקפי שמש ומעיל מעבדה נקי או שמלת הפנויה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את משטח א.ק.ג. באמצעות פתרון טיהור שאינה מבוסס אלכוהול ולא אקונומיקה. בעדינות להשתמש משימה עדינה לנגב למחוק את הפתרון עודף על מנת להבטיח כי כרית אלקטרודה לא להינזק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם משטח א.ק.ג. יש תכונת חימום, להשתמש בו. בעכברים מורדמים נוטים לאבד חום גוף במהירות. מחמם את הכרית ל- C 40-42 מעלות כדי לשמור על טמפרטורת גוף normothermic של 37 מעלות צלזיוס לאורך כל הניתוח 14. צג קור הגוףature באמצעות מדחום רקטלי. ניתן לשנות את טמפרטורת משטח ככל שיידרש כדי לשמור על טמפרטורת הגוף ~ 37 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו רוב thoracotomies מבוצעות עם העכבר שוכב על גבו (שכיבה), להבטיח כי Toggle הוא התהפך להגדרה &quot;פרקדן&quot;. יש רפידות א.ק.ג. רבות פונקציה כדי לעבור בין עמדות מועדים שכיבה. אי כדי לבחור את הכיוון הנכון יכול לגרום עיוות של אירועים באק&quot;ג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים העכבר באמצעות isoflurane 5% שנשאף 1 L / min חמצן. לאחר העכבר הוא הרדים, עכבר העברת לרפד א.ק.ג. מצויד הרדמה האף-קונוס ולהפחית isoflurane עד 2% לבין 1 L / min חמצן. אשר הרדמה תקין על ידי הבטחת עכבר לא מגיב כשכף רגלו של העכבר הוא צבט עם מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למרוח שכבה דקה של משחת סיכת עין על העיניים של העכבר כדי למנוע יובש ניזק קרני ואילו בהרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הכפות של העכבר עם מגבון להסיר את כל המצעים הגלוייםשעשוי להיות תקוע על הכפות או עלולים להפריע העברת דחפים חשמליים מן הכפות לרפד ECG. כפות יבש עם לנגב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למרוח כמות קטנה (מעט קטן יותר אגורה USD) של ג&#39;ל אלקטרוליט מוליך מאוד לכל אחת מארבע אלקטרודות מתכת על כרית אק&quot;ג. הערה: הקפד להחיל רק כמות קטנה של ג&#39;ל כמו יותר מדי ג&#39;ל מקשה לרסן את הכפות לרפד באמצעות קלטת. בנוסף, הכפות צפוי לחמוק האיפוק במהלך ניתוח אם הם היו רטובים לפני יישום קלטת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם העכבר במצב שכיבה, השתמש קלטת רפואית ברורה לרסן כל כפת האלקטרודה המתאימה לו (איור 1). לחיצה ראשונה כל כפת חתיכת הסרט שלה ולאחר מכן לדבוק את הקלטת לרפד ECG. ודא שכל כפה מאופקת נמצאת בקשר עם הג&#39;ל אלקטרוליט האלקטרודה. </li></ol> 2. רכישת א.ק.ג. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לציוד המשמש לרכישת א.ק.ג., configure המכונה כך צורת גל א.ק.ג. ניתן מדמיין בזמן אמת. עבור קלטות א.ק.ג. באמצעות הגדרות ניטור הפיזיולוגיות על מכונת אקוקרדיוגרפיה, תמונה B-במצב חי תהיה צורת הגל א.ק.ג. רץ לאורך החלק התחתון של המסך. הערה: ראה מדריכים למשתמש מכונית שונים כדי לקבוע מהי הדרך הטובה ביותר להגדיר ציוד זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר ויזואליזציה בזמן אמת של צורת גל א.ק.ג. ידי לחיצה על מקש B-mode על מכונת אקוקרדיוגרפיה או שווה ערך על מכשירי הקלטה א.ק.ג. אחרים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתאים את הרזולוציה כדי להסביר את ההבדלים משרעת. אם הפסגה של גל R או השוקת (העמק) של Q-הגל נמצאת מחוץ למסגרת החזותית, להתאים את הרזולוציה עד למלוא גובהה של צורת הגל ניתן לצפות. הערה: ניתן לעשות זאת תחת לשונית הגדרות הפיזיולוגיות על מכונת אקו. לחץ על להגדיל או להקטין חצים עד הגל כולו גלוי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בכל פעם שתמונה היא להיות OBTained, נקה את המשטח של כלי ECG. לגעת בעכבר במהלך ההקלטה א.ק.ג. עם מלקחיים או אצבעות יפריע צורת הגל. ודא כי העכבר הוא עדיין זכה וטהורה על כרית א.ק.ג. לפני ההקלטה כל ECGs. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתכונת &quot;שיא&quot; או &quot;חנות&quot; של המכשיר לפני ביצוע כל חתכים כירורגיים על העכבר. תמונה זו תשמש כבסיס להשוואה מאוחר יותר. </li></ol> 3. הליך כירורגי א.ק.ג. הקלטה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק עכבר הרדים עם משכך כאבים (עצירות, 1.5 מיקרוגרם, intraperitoneal) לפני תחילת. הפרטים של איסכמיה / reperfusion הליך כירורגי ניתן למצוא גם במקומות אחרים 5. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסרת שיער סביב האתר כירורגית כימית או מכנית ולחטא את האזור עם פתרון בבטאדין. השתמש אזמל לעשות במקביל חתך אנכי אל הוושט ואת קנה הנשימה. בעדינות להזיז את הבלוטות הלימפה לכל צד של החתך עד הרקמה הדקה המכסה את קנה הנשימה היאחָשׂוּף. בעזרת מלקחיים, להפריד את הרקמה בעדינות עד טבעות הסחוס הלבנות של קנה הנשימה גלויות. הערה: אנו משתמשים בדרך כלל קרם להסרת שיער תאייר. הקרם מוחל באתר כירורגית דקות ~ 1. תאיר הוא אז ביסודיות לשטוף באמצעות מי מלח או מים. זוהי שיטה מועדפת, במעבדה שלנו כי אקו ברזולוציה גבוהה (אשר יכול לזהות זקיקי שיער) מתבצע לפני ואחרי הניתוח. עם זאת, יש לנקוט זהירות כדי למנוע אזורים רגישים כגון איברי מין, ולאחר מכן באופן יסודי שטיפה תאייר את כדי למנוע כוויות בעור פוטנציאליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר במהירות את האף של העכבר מן-חרטומו וכנס צינורות אוורור לתוך הפה של העכבר לכיוון הגרון. כאשר הקצה של צינור האוורור גלוי דרך אזור הצוואר החשוף, ליישר את הצינור עם תחילת קנה הנשימה. בעדינות לכשכש בצד הצינור אל הצד תוך הפעלת לחץ כלפי מעלה עד שקופיות הצינור לתוך קנה הנשימה אשר ניתן לאשר באופן חזותי tדרך עינית קנה הנשימה השקופה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא העכבר נשאר בהרדמה במהלך הליך אינטובציה. השהה מ אינטובציה ולהחזיר את העכבר אל-חרטומו אם הוא מתחיל לעורר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות לולאה של חוט, קרס השיניים הקדמיות של העכבר דרך הלולאה ואת קלטת את המחרוזת מסתיימת לרפד ECG כדי לייצב את הראש של העכבר על מנת להבטיח את צינורות אוורור לא זז במהלך הניתוח. במהירות לצרף צינורות אוורור כדי הנשמה מכרסמת ולהתאים הגדרות אוורור לפי משקל העכבר. צינורות אוורור סרט במקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את קנה הנשימה החשוף של העכבר עם גזה טבול מלח חמים כדי לשמור רקמות מהתייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך אנכי באמצעות אזמל לאורך הצד השמאלי של החזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, להפריד את שכבת fascia בעדינות משכבת ​​שרירים. בזהירות לחתוך את שכבות שריר הבסיסיות בלי לחתוך כלי דם גלויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, לתפוס את הצלע השלישית ולמשוךכלפי מעלה בעדינות. לשמור על אחיזה על צלע ביד אחת ולהשתמש מספריים כירורגיות כדי לחתוך את הרקמה צלעי בזהירות בין הצלע השלישית והרביעית. ודא כי הריאות אינן פגומות. הערה: ריאות תהיינה לסגת עמוק לתוך חלל החזה כמעט מייד לאחר חלל החזה הוא נקב ידי החתך הניתוחי עקב האובדן של הפרש לחצים. מתן עד הריאות יש חזרו בו לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים כדי לתפוס בעדינות להפריד בין שכבה דקה של קרום הלב העוטף את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס כתיבה או ידני להשתמש במלקחיים כמו כתיבת צלעות כדי להזיז את הצלעות למצב שבו הלב גלוי בין הצלעות. הערה: נהוג להעביר את הכף השמאלית התחתונה של העכבר, כך שהוא חופף את כפה הימנית התחתונה במהלך המיקום של ליגטורה. זה עוזר למקם את הלב, כך תוספת פרוזדורי השמאל, או האפרכסת, גלויה בקלות במהלך ההשמה של המייתר. עליך להיות מודע לכך בתוקף א.ק.ג. waveforms לא יושג בעוד הכפה השמאלית התחתונה כבויה של האלקטרודה. מסיבה זו רצוי להחזיר את כפת אלקטרודה שלה לאחר ליגטורה התפירה עוברת דרך רקמת שריר הלב אבל לפני פקעת מתהדקת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את LAD חזותית, מתחת אפרכסת שמאל. במהירות להכניס מחט תפירה קוני משי 7-0 לתוך שריר הלב עמוק מספיק כדי לעבור תחת LAD אבל לא כל כך עמוק כמו לחדור חלל LV. משוך את ליגטורה תפירת הדרך עד שלא יהיה כ -4 סנטימטרים של משי התפירה עזב בצד (לא מחט) חינם של ליגטורה התפירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בגין לקשור קשר תפר פשוט. לאחר הקצה החופשי של משי התפירה כבר משך דרך הלולאות כדי ליצור את הקשר, להשהות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק בשני הקצוות בחינם מחט של משי התפירה עם מלקחיים, הכנס קטע סנטימטר ~ 1 של צינורות PE-10 מתחת הקשר להרכיב על גבי משטח epicardial. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם כפיתי השמאלי של העכבר הוא חצה, להחזיר את הכפה פרו שלהלכל אלקטרודה. הדק קשר כך צינורות PE-10 הוא sutured אל הלב. שחרר את כל המגע הפיזי עם העכבר כדי לאפשר א.ק.ג. שיירשם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר waveform ECG כדי לעבור עבור ~ 10 שניות. בדוק א.ק.ג. waveform חזותית ולהקליט waveform כמו &quot;זמן של ספיגה&quot;. אם T-גל אינו מעלה משרעת בתוך דקות 1, להעריך מחדש את המיקום של ליגטורה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם משרעת T-הגל אינה מעלה, או להשליך את החיה מן המחקר או לנסות לתקן את בעית המיקום ליגטורה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראייה לבדוק את הצבע של שריר הלב כדי לאשר מחוויר איסכמי של LV. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם שינויים א.ק.ג. ושינויים בצבע שריר לב עולים איסכמיה, קשר כפול התפר סביב צינור PE-10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את חלל החזה הפתוח עם גזת מלח חמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא א.ק.ג. כל 5-10 דקות למשך תקופת איסכמי. </li></ol> 4. אישור של reperfusion באמצעות א.ק.ג. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סור מפרצון גזה מלוחהלצלצל חלל החזה לדמיין את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש סכין כדי לחתוך את משי התפירה גבי צינורות PE-10. לאחר ליגטורה נחתכה, להסיר את החלק של צינורות PE-10 ובעדינויות להסיר את ליגטורה התפירה מן שריר הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את כל המגע הפיזי עם העכבר ולאפשר צורת גל א.ק.ג. ~ 10 שניות כדי לעבור. צורת גל רשומה בשם &quot;זמן של רה-פרפוזיה.&quot; המשך להקליט גל א.ק.ג. כל 5-10 דקות עד לנקודת זמן מסוימת ניסוי הרצוי הוא הגיע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוונו את הרזולוציה עבור שינויים באמפליטודה לפי הצורך. אם T-גל לא משנה עם הסרת צינורות PE-10 ו ליגטורה, רה-פרפוזיה לא אישר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם T-הגל לא משנה עם הסרת צינורות, או להשליך את החיה מן המחקר או לנסות לתקן את בעית המיקום ליגטורה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראייה לבדוק שריר הלב בנוסף לאשר reperfusion ידי חזרה באדום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלל חזה בקרבת תפירת שטח צלע עם 5-0תפר משי תוך הפעלת לחץ עדין על החזה של העכבר לגרש אוויר עודף כי חתמה במהלך הניתוח. ואז תפר את שכבות שריר ולבסוף, עור. הערה: הפעלת לחץ על בית החזה עלולה שלא להספיק כדי לפנות את חלל החזה של אוויר בכל העכברים. לכן, השיטה מזרק ומחט של פינוי צריך להיות מועסק על מנת להבטיח כי כל האוויר כבר גורשו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את א.ק.ג. האחרון לפני שפנה הרדמה בשאיפה את והסרה הכפות של העכבר מן האלקטרודות. גדל חמצן 2 ליטר / דקה ולתחזק אוורור עד שהעכבר להכרתו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר עכבר כדי להתאושש בסביבת מבוקרת טמפרטורה קבועה, כרית חימום למשל או חממה חמה, כדי למנוע השתנות אוטמת. פנק את העכבר עם עצירות 24 שעות לאחר הניתוח ולאחר מכן לפי צורך כפי שצוין על ידי סולם עווית עכבר. הערה: נוהל reperfusion נדון גם בפירוט על ידי שו ואח &#39;5. </li></ol>

<ol>
	<li>Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths:+Final+Data+for+2011.">Deaths: Final Data for 2011.</a> Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).</li><li>Klabunde, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cardiovascular Physiology Concepts 2edn. , 243 (2012).</li><li>Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+in+young+adults-risk+factors+and+pattern+of+coronary+artery+involvement.">Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement.</a> Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).</li><li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery.">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li><li>Fern&#225;ndez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+coronary+arteries+of+the+C57BL/6+mouse+strains:+implications+for+comparison+with+mutant+models.">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).</li><li>Thaler, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Only EKG Book You'll Ever Need. , (2003).</li><li>Poirier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise,+heart+rate+variability,+and+longevity:+the+cocoon+mystery?.">Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery?.</a> Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).</li><li>Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Rate,+Life+Expectancy+and+the+Cardiovascular+System:+Therapeutic+Considerations.">Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations.</a> Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).</li><li>Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Misinterpretation+of+the+mouse+ECG:+'musing+the+waves+of+Mus+musculus.">Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus.</a> J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).</li><li>O'Gara, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ACCF/AHA+guideline+for+the+management+of+ST-elevation+myocardial+infarction:+executive+summary:+a+report+of+the+American+College+of+Cardiology+Foundation/American+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines:+developed+in+collaboration+with+the+American+College+of+Emergency+Physicians+and+Society+for+Cardiovascular+Angiography+and+Interventions.">ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiography+in+Mice.">Echocardiography in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li><li>Jong, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+acute+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+in+IL-6-deficient+mice+employing+a+closed-chest+model.">Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model.</a> Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).</li><li>Nadtochiy, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+cardioprotection+by+S-nitroso-2-mercaptopropionyl+glycine.">In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine.</a> J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).</li><li>Preda, M. B., Burlacu, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiography+as+a+tool+for+validating+myocardial+ischemia-reperfusion+procedures+in+mice.">Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice.</a> Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).</li><li>Speerschneider, T., Thomsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+and+analysis+of+the+electrocardiographic+T+wave+in+mice.">Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice.</a> Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).</li><li>Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+mimics+ischemic+preconditioning+via+activation+of+K(ATP)+channels:+reduction+of+myocardial+infarct+size+with+an+acute+memory+phase.">Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase.</a> Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).</li><li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mice+anesthesia,+analgesia,+and+care,+Part+I:+anesthetic+considerations+in+preclinical+research.">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).</li><li>Curtis, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Lambeth+Conventions+(II):+guidelines+for+the+study+of+animal+and+human+ventricular+and+supraventricular+arrhythmias.">The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias.</a> Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

בעזרת שינויי ECG כשיטה משלימה לצורך וידוא איסכמיה לבבית ו reperfusion מבטיח מיקום מדויק של ליגטורה הגורם לחסימה. דיוק של מיקום ליגטורה הוא קריטי לצמצום השתנות נתונים בקרב בעלי חיים. הנער בתוך לב עכבר הוא עורק קשה לדמיין. לכן, השלמת חיוורון ויזואלי עם שינויים באק&quot;ג יעזור להבטיח את המיקום הנכון של נזק לרקמות ליגטורה וכתוצאה מכך. מאז כרית א.ק.ג. מציעה נוף בלתי פולשני של הלב, ECGs המרובה ניתן להשיג במהלך המחקר. זה יכול לעזור לספק הבנה טובה יותר של שינויי לב המתרחשים במהלך ואחרי הניתוח. זה קריטי כדי להשיג א.ק.ג. בסיס להשתמש להשוואה לאחר ההליך הכירורגי. מאוחר יותר רקמות בשלב המוות ואפילו חדרית מפרצת ניתן לצפות על ידי סטיות של אותות אלקטרו ושינויי תצורה ECG. זה עשוי לספק תובנהלתוך התקדמות אי ספיקת לב. היתרונות של מדידת א.ק.ג. באמצעות מכונת אקו כוללים מדידת סימולטני של פרמטרים מבניים ותפקודיים של הלב לפני או אחרי ניתוח איסכמיה / reperfusion. המגבלות של המערכת ECG השיא כוללות את העלות הגבוהה לרכישת מכונת אקו. עם זאת, אם הניסויים דורשים ניטור אק&quot;ג קבוע לאורך ימים מרובים, יש מגוון של מנגנונים זמינים עבור הקלטת א.ק.ג. כולל יחידות מרחוק telemetric א.ק.ג. עם מקביל תוכנה שניתן programed להקליט ולנתח גל במרווחי זמן שונה. עם זאת, רב של יחידות טלמטריה א.ק.ג. דורש הליך השתלה או בתי גידול מיוחדים. בנוסף, אפשרויות אלקטרודה alterative רבות קיימות כולל קליפים אלקטרודה ומחטים. איסכמיה / reperfusion הניתוח באמצעות פתיחת בית החזה הוא הליך פולשני מאוד. יתרונות לשימוש כרית א.ק.ג. עם מק אקוקרדיוגרפיהHine כוללים הליך פולשני ללא חוטים המחוברים החיה במהלך הניתוח ולא מתקיים הליך כירורגי נוסף. עם זאת, החוקרים צריכים לקבוע את הציוד הטוב ביותר עבור המעבדה שלהם לצרכים ניסיוניים. כאמור, הרדמה isoflurane מקטין את קצב הלב. בנוסף, isoflurane יכול להיות הלב באמצעות הפעלה של ערוצי ATP K ולכן להקטין את גודל האוטם, כפי שכבר מצאו בכלבים 19. הרדמה כללית בעכברים יכול להיגרם באמצעות סוכנים בזריקות. הרדמת משאיפת אינה מספקת ביטחון רב יותר, במיוחד עבור הליכים ממושכים. עם זאת, הרדמת משאיפת דורשת ציוד מורכב ויקר כמו במכשירי אידוי דיוק מדידת זרימה, מערכות נשימה ספציפיות, ומערכות הדחה יעילות למניעת זיהום. החסרונות של הרדמה בזריקות כוללים קושי בבחירת מינון ראשוני, אין סיכוי במדויק ויסות עומק Ane הממושךsthesia, התאוששות ממושכת, וכו &#39;הבחירה של הרדמה צריכה להיות מותאמת על פי אורכו של ההליך ואת מטרת המחקר 20. באמצעות ECG כשיטה משלימה לצורך וידוא פציעה איסכמיה / reperfusion בעכברים יעזור לשפר עקביות שחזור של אוטם אלא גם פותח את האפשרות עבור יישומים עתידיים של הטכניקה באמצעות הקמת מגמות כמותיים. חוקרים עשויים להבחין בתצורות א.ק.ג. דומות בתוך קבוצות ניסוי מסוימות. לדוגמה, קבוצה של בעלי חיים מהונדסים גנטית עשוי להפגין באופן חריג QT-במרווחים לחוץ לאחר הניתוח בהשוואה סוג בר. נתונים אינפורמטיבי זה היה לפספס אם החוקרים להשתמש שינויי צבע שריר לב כאישור בלעדי של איסכמיה ופציעת reperfusion. עבור מחקרים השוואתיים בין סוג בר עכברים מהונדסים, שיקולי ההנחיות המוסכמות למבת יכולים להיות גם בעל ערך, במיוחד בכל קשור לגיל, מין, סנוור אקראי של חיות 21. לסיכום, אישור משלים של פגיעת reperfusion שריר לב איסכמיה / מציע יתרונות מרובים. באמצעות ECG כטכניקה משלימה יכולה לעזור להקים עקביות הניתוח. זה עשוי לעזור להפחית את מספר בעלי החיים המשמשים, תוך מתן נתונים באיכות גבוהה יותר. זה גם מאפשר לחוקרים לעקוב אחר פציעת לב, מות רקמות ו / או שיפוץ הלא פולשני לאורך זמן. לבסוף, באמצעות ECG כאישור של שריר הלב איסכמיה / reperfusion מציעה את האפשרות של הקמת מגמות אלקטרו כמותית.

שמחלות לב הן סיבת המוות המובילה בעולם 1,2. לא רק החדר השמאלי (LV) החדר שהרירי ביותר, אחראי שאיבת דם מן הלב אל הגוף כולו 3, הוא אוטם משותף לב פגיע באתר שלאחר לבבי 4. מוות חדרית רקמות שמאל לעתים קרובות תוצאות אי ספיקת לב סיסטולית. במודלים של בעלי חיים של מחלות לב הן הכרח לקידום מחקר לב וכלי דם ביו. זן C57Bl / 6 של עכברים היה בחירה פופולרית עבור במודלים של בעלי חיים עקב זמן רבייה המהיר שלהם, עלות הנמוכה וקל ב שינויים גנטיים. רוב הדגמים כירורגית בעכברים לחקר מחלות לב לערב חסימה של הסניף LAD של העורק הכלילי השמאלי. הנער הוא המכונה לעתים 5,6 השולי הקהה השמאל. הנער המספק דם הקדמי של החדר השמאלי וקירות לרוחב אנטרו. מחקרי חסימת LAD מכוונים גרימת אוטם קדמי, לפעמים הארכת into אזורי הקיר הנחותים לרוחב 7. שני מודלים המשמשים לעתים קרובות ללימודים אוטם שריר הלב כוללים אוטם שריר הלב חסימה כרונית שריר הלב איסכמיה / פציעה reperfusion. החסימה הכרונית נוצרה בניתוח ידי תפירה סביב ולצמיתות חסימת זרימת דם דרך LAD. פציעת איסכמיה / reperfusion נוצרה הרבה באותה הדרך יחידה עם חולף, בדרך כלל 30-60 דקות, תקופה איסכמי. כדי להשיג איסכמיה חולפת, קשרי תפר occluding ברחבי LAD ושפופרת PE-10 קטנה אשר ממוקם במקביל LAD על פני שטח epicardial של הלב, ואחריה תקופת reperfusion שבו צינורות תפר occluding מוסר ודם הוא מותר שוב לזרום דרך העורק אל שריר הלב. ניתוח איסכמיה / reperfusion כבר ייחשב להיות רלוונטי קליני בשל האופי של פגיעת reperfusion במקביל לטיפול אוטם אדם הכולל לנשףאנגיופלסטיקה ו סטנט כלילי pt של העורק, או מעקפים. בדרך כלל, במהלך ניתוחים אלה, איסכמיה של LV בתוך לב עכבר היא אושר על ידי חיוורון גלוי של קיר שריר הלב. עם זאת, פשוט על ידי ביצוע הניתוחים על כרית רל (א.ק.ג.) בתנאי ניטור מתמיד, שינויים נראים לעין ניתן להבחין בצורת גל א.ק.ג., ובכך המאשרים איסכמיה ו reperfusion של שריר לב העכבר. למרות הלב בעכברים דומה ללב האדם במובנים רבים, כולל מבנה ארבעה חדרים שלה, את ליבם גם יש הבדלים. הבדל ברור הראשון הוא קצב לב במנוחה הממוצע של עכברים בוגרים הוא 600 - 700 פעימות לדקה (BPM) ואילו לזו של בני אדם מבוגרים ~ 60-100 8,9 BPM. בנוסף, בעכברים הגלים repolarization, J ו- T, לעתים קרובות להתמזג עם QRS קומפלקס שלילת קוטביות ביצוע קשה במקטע ST ברור להבחין 10. כדי לסבך את התהליך של electrocardiographically המאשר איסכמיה לבבית, זה לעילוי T-גל ואת מקטע ST אשר משמשים כסמנים לאבחון איסכמיה ופציעה אוטם שריר הלב אצל בני אדם, קלינית המכונה ST דואר levation מ yocardial אני nfarction או STEMI. אחד ההבדלים העיקריים בין אדם וצורות גל בעכברים היא כי S-גל מיד אחריו להיות גל J-המעביר ישירות לתוך T-גל שלילי. במהלך איסכמיה לבבית חריפה בעכברים משרעת של ירידות S-גל והוא בעקבות ישירות על ידי J-גל נורמלי ו 11 T-גל הפוך. ה- T-גל לא נראה להוות חלק משמעותי של repolarization בעכברים 11. למרות מינוח ועכבר מול הבדלים אנושיים, אישור א.ק.ג. של איסכמיה לבבית murine ו reperfusion הוא עדיין ריאלי יחסית פשוט. למען פישוט פרשנות צורת גל, בקטע שבין SJT המכונה ST-segmeNT בזאת. הנחיות STEMI שפורסמו בשנת 2013 ממליצות זמן מדלת בלון חולה של פחות מ -90 דקות 12 .זה אומר כי מסגרת הזמן מזיהוי של החסימה של העורקים הכליליים של המטופל עד העורק נפתחת מחדש צריך להיות פחות מ 90 דקות. הלב הפועם פועל באופן מתמיד ולכן, יש מטבוליזם חמצונים גבוה ורמה גבוהה של צריכת חמצן 3. כדי לספק לכך, רשת של נימים זמינה לכל myocyte 3. זה לוקח רק לב כמה פעימות למצות החמצן שלה ואספקה ​​של חומר מזין. בחלון 90 דקות, אזור לב איסכמית אדם יהיה נחסם מלקבל בין 5,400 ל -9,000 לב פועם שווה של דם עשיר בחמצן. באותה חלון 90 דק &#39;, עכבר יצטרך 54,000 עד 63,000 פעימות הלב. נקודות זמן הניסוי בגין נזקי איסכמיה / reperfusion בעכברים הם בדרך כלל בין 30 ל -60 דקות. חשיבותה של לפתחing שיטה משלימה של מאשר איסכמיה ו reperfusion שריר לב במודל בעכברים יש השלכות מרחיקות לכת על עקביות השחזור של נתונים במחקרי איסכמיה / reperfusion שריר לב. הנוהג הקיים של ראיית התבוננות בלב לשם שינוי בצבע רקמה אינו מספיק בתור עצמאי אבחון. בנוסף, reperfusion לאחר הסרת צינורות תפר אינו מובטח. למרות שעורק כבר לא נקשר, העורק יכול להיות נזק שנגרם במהלך ההליך ושעשויים אפשר reperfuse. זה יהיה מועיל יש תיעוד של שינוי באק&quot;ג כדי לאשר reperfusion ולא להסתמך על תצפיות של חיוורון שריר הלב rubor (צבע אדום). לבבות שאינם להראות סמנים של פציעה איסכמיה / reperfusion אז יכול להיות מסומן במהירות החלטה כיצד להמשיך יכול להתבצע על ידי החוקרים. לבסוף, הקמת תיעוד של א.ק.ג. משנת מתחילת המחקר ברחבי הדואר תקופות איסכמי ו reperfusion מאפשר לחוקרים להמשיך לפקח על הלב לאחר הניתוח הראשוני. חוקר כעת לאבד את הלב ברגע הניתוח הושלם. אק&quot;ג היא דרך פשוטה כדי לקבל תובנה שינויים המתרחשים בשעות שריר הלב כדי ימים לאחר הניתוח. א.ק.ג. רשם בנקודות זמן לאחר הניתוח יכול לחשוף מאחרים להתפתח Q-גלים המצביעים על המשך או חמרה למוות של רקמות. עם זאת, כדי להעריך ביעילות סמנים באק&quot;ג חדשים או החמרה, א.ק.ג. הבסיס חייב להיות זמין להשוואה. פרוטוקול זה יהיה להדגים כיצד להכין, להשיג, ולפרש את א.ק.ג. לאשר איסכמיה ו reperfusion של הלב העכבר באמצעות 8 - 12 בשבוע עכברים C57Bl / 6 גבר בן.

<table><tbody><tr><td>Vevo 1100</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Echocardiography Machine</td></tr><tr><td>Mouse Handling Plate</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Heated ECG plate</td></tr><tr><td>Signa-Gel&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Highly Conductive Multi-</td></tr><tr><td>Electrode Gel</td><td>Parker</td><td>15-25</td><td>Purpose Electrolyte</td></tr><tr><td>Transpore Medical Tape</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>PI-Spray II</td><td>Pharmaceutical Innovations</td><td>NDC 36-2013-25</td><td>Cleaning agent for ECG plate</td></tr><tr><td>C57Bl6 Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Male, 8 - 12 wk</td></tr><tr><td>IsoThesia-Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 1169-0500-1</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment</td><td>Alcon</td><td>65050935</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>640.O32</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>K809.O32</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Bio Nuclear Diagnostics Inc</td><td>DIS-022B</td><td></td></tr><tr><td>Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex CIII&amp;nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>0-891-9756</td><td>Buprenorphine Hydrochloride Analgesic&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-08</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church and Dwight Co.</td><td>NRSL-22339-05</td><td></td></tr></tbody></table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

א.ק.ג. בעכברים נורמליים מוצג באיור 2 עם סמנים האלפביתי לאירועים חשמל P, Q, R, S, J וט P הוא שלילת קוטביות פרוזדורים הראשונית. QRS הוא גל שלילת קוטביות על החדרים. J הוא repolarization מוקדם T מייצג repolarization הטרוגנית הידוע גם בשם התאוששות 11. יצוין כי מעבדות רבות לא להשתמש המינוח J-גל ובמקום להתייחס קטע SJT כמו מקטע ST 10,15-17. התוצאות כאן וניתוחים יציגים ונוגעים מבוסס על הנחה של תצפיות במעבדה של 40 עכברים. רוב העכברים הציגו התקדמות גל דומה במהלך הניתוח. עכברים ולא הציגו גל דומה מסומנים לניתוח נוסף ונחשבו בהמות שאינן אוטמות. תוצאות waveform דומות גם דווחו על ידי יונג et al. 15. לבבות Murine suffering מ איסכמיה האזורי בשל חסימת LAD בדרך כלל להראות משרעת המוגבר של גל R וכן לשיא hyperacute של קטע JT ואחריו העלאה הסופית של קטע ST איור 3 מציג את הסימן הראשון של איסכמיה בשריר לב.; לשיא hyperacute של גל T. כפי שניתן לראות בנתון זה, גל T גדל ב משרעת מתנאה בסיס. עם זאת, זה עדיין לא גובה מקטע ST משום S-הגל עדיין מקרין עמוק שלילי כפי שהיא עושה על צורת גל הבסיס. תצורת Baseline א.ק.ג. מציגה S-גל מקרין באופן שלילי (איור 2). ככל שהזמן מתקדם, שינויים א.ק.ג. מצוינים. The-קטע ST מוגדר בקטע שבין סוף S-גל ואת תחילת גל T. ST מגזר זה הנו ברור בבני אדם. בשל קצב לב גבוה, מגזר זה התמזג בעכברים וכן ספטמבר נוסף, מוקדם repolarization &quot;J-גל&quot;arates את גלי T S- ו. לכן, הגובה של S-גל לקו איזואלקטרית ומעלה צריך להיחשב כגרסה בעכברים של תעלות במקטע ST. באיור 4 את התקדמות איסכמיה אוטם מוקדם ניתן לראות על ידי העלאת במקטע ST. כאן S-גל מציג ב משרעת גבוהות, מעל לקו איזואלקטרית. J-גל ומתעלה גם, במיוחד כשמשווים את צורת הגל הבסיס (איור 2). לכן, קטע ST מורם אשר מעיד על פגיעה / אוטם 10. איור 5 עוקב אחר ההתקדמות של עכבר אחד מנקודת ההתחלה עד סוף reperfusion. צורת הגל הראשונה מציגה קצב סינוס נורמלי שהיה הבסיס המוקלט. צורת הגל השנייה מציגה את דקות א.ק.ג. 1 לאחר ליגטורה נקשרה העורק הפכה מוסתר. העיגול האדום על שורה זו מציינת לשיא hyperacute T-גל. אם wi לעומתה &quot;Baseline,&quot; ברור כי גל T הוא מוגבה. צורת הגל השלישי מציגה את גובה מקטע ST להשלים בנקודת זמן 5 דקות. בתמונה &quot;1 דקות איסכמיה&quot;, S-גל עדיין מקרין באופן שלילי, לעבור את הקו איזואלקטרית. עם זאת, ב -5 דקות את חלק S של המתחם לא מסוגל להגיע למרחק שלילי כמו שצריך לפני ההתקדמות לתוך גלי T J- ו. זה מתואר העלאת במקטע ST כי בקטע שבין S- ו- T-גלים ומתעלה מקו איזואלקטרית. סמן אלקטרו נוספת של איסכמיה האזורי מתרחב של 16 QT-מרווח המשתרע מתחילת במתחם QRS ונמשך עד סוף-גל T. בגיל 20 דקות של איסכמיה, את מרווח QT התרחב ואת מקטע ST עדיין גבוה. אחרי 45 דקות של איסכמיה, שרידי QT-interval התרחבו ואת מקטע ST נשאר גבוה. Reperfusion של שריר הלב כי ישכבר איסכמי למשך 30 דקות או פחות אמורים לגרום א.ק.ג. חוזר חזרה לתנאי בסיס עכבר. Preda ו Burlacu הוקמו מתאם בין שינויים באק&quot;ג בעכברים, זמן איסכמי, ואת אוטם חומרה 17. היה נראה כי בתקופות איסכמי של 30 דקות לא לגרום לשינויים א.ק.ג. קבע ואילו תקופות איסכמי של 1 hr לא לגרום לשינויים א.ק.ג. קבע. בנוסף, reperfusion של העורק המוסתר לאחר 24 שעות של איסכמיה לא היה הצלת אפקט 17. בדרך כלל, Q-גלים ניתן לזהות תחזית הירידה הקלה ממש לפני שלילת הקוטביות QRS-מורכבת. מהותיים, או פתולוגיים Q-גלים יכולים לפתח זמן קצר לאחר תחילת איסכמיה לבבית כמות שרירים ניכר מתחיל לשקוע ב 10. גלי Q משמעותיים מוגדרים לפחות 1/3 גובה-גל R המתאים או על ידי הזמן המוארך שלהם, וכתוצאה מכך ש-גל רחב. תוצאות Q-גל משמעותי מאזור של electrica להסיט שריר הלב מתזרמי l מן האלקטרודה 7. אחרי 5 דקות של reperfusion, עדות עמוקה, גלי Q משמעותיים מתחילים להופיע (איור 5). בנוסף, T-גל חוזר אל קו איזואלקטרית (איור 5). לאחר 30 דקות של reperfusion, את גלי Q שלילי להישאר מראים נזק בלתי הפיך סביר. בנקודה זו בזמן, Q-גלים רחבים ועמוקים, ומציינים כי רקמת לב גוסס הוא להסיט זרמים חשמליים ברחבי האזור הפגוע (איור 5). לאחר איסכמיה רציפה, ההתקדמות בכל הנוגע לפגיעה ואוטם מוביל הקרנת T-גל שלילי משופרת (איור 5, 30 reperfusion דקות, העיגול אדום שני). הקרנת T-גל משופר עקב אוטם נכון בדרך כלל תהיה קבועה 7. העיגול האדום השני בצורת גל reperfusion 30 דקות מראה מה שנראה גל T הפוך (איור 5). אם 5 אnd 30 דקות גל T מושווה ברור כי T-הגל הוא מקרין באופן שלילי יותר. עובדה זו, יחד עם Q-גלים משמעותי מספק ראיות עבור נזק לרקמות בלתי הפיך הלב הזה. יצוין כי הרדמת isoflurane בשאיפה מפחיתה קצב לב, ולכן מגדיל-מרווחי QT. עם זאת, משרעת של T-גלי התאוששות נותר ללא שינוי 18. השינויים הנ&quot;ל ניתן לנתח באופן כמותי מבחינת מתח. איור 6 מראה כי ייצוא נתונים פיזיולוגיים כקובץ csv תספק כמות גדולה מאוד של נתונים. בנוסף מציעים ערכי א.ק.ג. (אמפליטודות) בשעה שברה-של-האלפית שני השיעורים ייתכנו אפשרויות לכלול נתונים אחרים מעמוד נשימות, בדיקות טמפרטורה, מכשירי מדידת לחץ דם וכו &#39;אם רוצה כל כך. נתונים כמותיים אלה ניתן בגרף כפי שמוצג באיור 7. Graphing סדרה של צורות גל מ P-גל-גל P מסייע לחזות א.ק.ג.מגמת תצורה. פרק הזמן של 500 ms הוא מסגרת זמן טובה לדמיין מאז בכל עת פחות לא יכולה לגרום מספיק גל וכל זמן נוסף יהפוך את הגרף מופיע אירועים מבולגנים אלקטרו עלולים לרדת לטמיון או קשה לזהות מתי נצפו על צג מחשב רגיל . <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig1.jpg" /> איור 1:. נכון המיקום של העכבר על משטח א.ק.ג. עכבר זה ממוצבת במצב שכיבה. כל אחד הכפות של העכבר מוקלט על אלקטרודות המקביל על משטח משטח א.ק.ג.. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig2.jpg" /> איור 2: רגילה Murine Baselineא.ק.ג. צורת גל. אק&quot;ג הבסיס בעכברים נורמליים מתויג עם האותיות P, Q, R, S, J ו- T אשר משמשים כדי לתאר אירועים חשמליים בלב. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig3.jpg" /> איור 3:. T-גל העלאה ידוע גם כ hyperacute T-גל או לשיא. ה- T-גל מוגבר גבוה יותר מרמת הבסיס T-גל (איור 2). <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig3large.jpg" target="_blank">נא ללחוץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig4.jpg" /> איור 4:. במקטע ST Elevation displ נתון זהays במקטע ST העלאה אשר ניתן לצפות כמו קטע ST היא גבוהה יותר מאשר נקודת isoelectric. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig5.jpg" /> איור 5:. שינויים א.ק.ג. אופייניים במהלך ניתוח איסכמיה / reperfusion נתון זה כדלקמן עכבר אחד על משך ניתוח איסכמיה / reperfusion שריר לב. צורת הגל הראשונה מציגה קצב סינוס נורמלי שהיה הבסיס האחרון (Baseline). צורת הגל השנייה (1 איסכמיה דקות) מציגה את דקות waveform 1 לאחר ליגטורה נקשרה העורק הפכה מוסתר. העיגול האדום על קו זה מראה hyperacute לשיא T-גל. העיגול האדום על צורת גל השלישית (5 דקות איסכמיה) מציג את ההעלאה במקטע ST המלאה. העיגול האדום על fou<html> RTH צורת גל (20 דקות איסכמיה) מציגה QT-interval התרחב S-הגל עדיין גבוה. העיגול האדום על צורת הגל החמישית (45 דקות איסכמיה) מציג התרחב QT-קטע מוגבה-קטע ST. צורת הגל השישי (1 reperfusion דקות) מציג שינויים משמעותיים לעומת 45 דקות עיגול אדום ischemia.The על צורת הגל השביעי (5 reperfusion דקות) מציג עמוק, טופס-גל Q משמעותי. המעגל האדום הראשון בצורת הגל השמיני (30 reperfusion דקות) מציג גלי Q משמעותיים, בעוד העיגול האדום השני מציג שיפור T-גל אפשרי. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 6" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig6.jpg" /> איור 6:. פיזיולוגיים נתונים נתון זה מראה את הנתונים הפיזיולוגיים כפי שהוא מיוצא כקובץ csv לגיליון אלקטרוני.נ&quot;צ = &quot;https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig6large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 7" src="/files/ftp_upload/54814/54814fig7.jpg" /> איור 7:. בגרף ערכי mV הגרף המוצג בנתון זה מראה ערכי mV משלושה גלים רצופים ומלאים באמצעות קובץ נתונים הפיזיולוגי (איור 6). הגרף הוא גרף קו פשוט באמצעות נקודות מקובץ הנתונים הפיזיולוגי. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54814/54814fig7large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography at JoVE.com

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

אישור של שריר לב איסכמיה ופציעת reperfusion בעכברים באמצעות אלקטרוקרדיוגרפיה Pad Surface

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K Views.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Video: Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

גירוי חשמלי מתוכנת עכברים

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in functional parameters of key clinical significance. Two-dimensional movies were acquired at high frame rate (8 kHz) and were utilized to estimate high-quality myocardial strain. Two-dimensional elastograms (strain images), as well as strain profiles, were visualized. Results were powerful in quantitatively assessing IR-induced changes in cardiac events including left-ventricular (LV) contraction, LV relaxation and isovolumetric phases of both pre-IR and post-IR beating hearts in intact mice. In addition, compromised sector-wise wall motion and anatomical deformation in the infarcted myocardium were visualized.  The elastograms were uniquely able to provide information on the following parameters in addition to standard physiological indices that are known to be affected by myocardial infarction in the mouse: internal diameters of mitral valve orifice and aorta, effective regurgitant orifice, myocardial strain (circumferential as well as radial), turbulence in blood flow pattern as revealed by the color Doppler movies and velocity profiles, asynchrony in LV sector, and changes in the length and direction of vectors demonstrating slower and asymmetrical wall movement. This work emphasizes on the visual demonstration of how such analyses are performed. 

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart 

High frequency Doppler ultrasound is a novel technology for assessing regional myocardial function. This work presents first evidence demonstrating applicability of this versatile imaging platform for the repeated measure of myocardial strain, dp/dt, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused (IR) murine heart.

בתדירות גבוהה ברזולוציה גבוהה אקו: העדות הראשונה על מדוד לא פולשני חוזרות ונשנות של הזנים Contractility שריר הלב, ו regurgitation צניפי בלב איסכמיה reperfused Murine

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in ...

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

דגם Murine סגור החזה של איסכמיה של שריר הלב reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last decades. For clarification of the underlying mechanisms and the development of new therapeutic strategies, the availability of valid animal models are mandatory. Since we need new insights into pathomechanisms of cardiovascular diseases under in vivo conditions to combat myocardial infarction, the validity of the animal model is a crucial aspect. However, protection of animals are highly relevant in this context. Therefore, we establish a minimally invasive and simple model of myocardial infarction in mice, which assures a high reproducibility and survival rate of animals. Thus, this models fulfils the requirements of the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction) for animal experiments and assure the scientific information needed for further developing of therapeutical strategies for cardiovascular diseases.

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

נוהל כירורגי זעיר פולשנית של גרימת אוטם שריר הלב בעכברים

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

מודל אוטם שריר הלב באמצעות הארכה קבועה של עורק שמאלי קדמי כלילי יורד

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

שיטה פשוטה שונה להשראת אוטם שריר הלב בעכברים

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

מודל של איסכמיה ופגיעה רפרפוזיה בארנבים

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>טכניקת חזה סגור לפגיעה באיסכמיה של שריר הלב

Remotely Triggered LAD Occlusion Using a Balloon Catheter in Spontaneously Breathing Mice

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for AMI, it frequently leads to myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI), amplifying cardiac damage. Murine models serve as vital tools for investigating both acute injury and chronic myocardial remodeling in vivo. This study presents a unique closed-chest technique for remotely inducing myocardial IRI in mice, enabling the investigation of the very early phase of occlusion and reperfusion using in-vivo imaging such as MRI or PET. The protocol utilizes a remote occlusion method, allowing precise control over ischemia initiation after chest closure. It reduces surgical trauma, enables spontaneous breathing, and enhances experimental consistency. What sets this technique apart is its potential for simultaneous noninvasive imaging, including ultrasound and magnetic resonance imaging (MRI), during occlusion and reperfusion events. It offers a unique opportunity to analyze tissue responses in almost real-time, providing critical insights into processes during ischemia and reperfusion. Extensive systematic testing of this innovative approach was conducted, measuring cardiac necrosis markers for infarction, assessing the area at risk using contrast-enhanced MRI, and staining infarcts at the scar maturation stage. Through these investigations, emphasis was placed on the value of the proposed tool in advancing research approaches to myocardial ischemia-reperfusion injury and accelerating the development of targeted interventions. Preliminary findings demonstrating the feasibility of combining the proposed innovative experimental protocol with noninvasive imaging techniques are presented herein. These initial results highlight the benefit of utilizing the purpose-built animal cradle to remotely induce myocardial ischemia while simultaneously conducting MRI scans.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר Spotlight: טכניקה סטנדרטית חדשנית להדמיה ביו-רפואית בזמן אמת של פגיעה חריפה בשריר הלב

This article presents a unique closed-chest technique for inducing myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI) in mice. The presented method allows mice to breathe spontaneously while remotely inducing myocardial ischemia. This provides access to the animal for studying the dynamic processes of ischemia and reperfusion in situ and in real-time via noninvasive imaging.

חסימת LAD מופעלת מרחוק באמצעות קטטר בלון בעכברים נושמים באופן ספונטני

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for ...