The authors are very thankful to the Federal Ministry of Education and Research (BMBF) of Germany for the funding of their work. Also, the authors thank Ines Lemser, Sylke Stahlberg, Ingolf R&#252;cknagel and all the other colleagues working in the team of the animal house (FLI, Germany) for their technical assistance with the bronchoscopies. They are very thankful to Maria-Christina Haase (FLI, Germany) for her help in providing literature. Furthermore, the authors wish to express their gratitude to Dr. Angela Berndt (FLI, Germany) and Nicolette Bestul (University of Wisconsin-River Falls) for critical reading of the manuscript.

הצהרת אתיקה מחקר זה בוצע בהתאם קפדן עם חוק אירופאי והלאומי לטיפול ושימוש בבעלי חיים. הפרוטוקול אושר על ידי ועדת האתיקה של ניסויים בבעלי חיים וההגנה על בעלי חיים במדינת תורינגיה, גרמניה (מספר אישור: 04-004/11). כל הניסויים בוצעו תחת פיקוח של הסוכן המוסדי המורשים להגנה על בעלי החיים. ברונכוסקופיה בוצעה אך ורק תחת הרדמה כללית. במהלך המחקר, נעשה כל מאמץ על מנת למזער אי נוחות או סבל. הערות כלליות הטכניקות המתוארות פותחו עבור השוקיים של כ 6-8 שבועות של גיל, במשקל של כ 60-80 קילוגרם. לשימוש במינים אחרים של בעלי חיים גדולים או השוקיים שונים בגיל ובמשקל גוף, הטכניקות צריכה להיות מותאמות כך שיתאימו לגודל ומשקל ולקחת בחשבון את האנטומיה הריאות של מיני בעלי חיים המסוים. כלציוד המשמש חייב להיות סטרילי. psittaci כלמידיה הוא חיידק zoonotic אשר עלול לגרום למחלות בדרכי הנשימה ובכלל בבני אדם. ג שאינו העופות זן psittaci DC15 שימוש בפרוטוקול הנוכחי יש לטפל בם במסגרת בטיחות ביולוגית ברמה 2. כל העבודה עם הפתוגן ועם בעלי חיים נגועים חייבת להתבצע לובשת ציוד מגן אישי, כגון מכונת נשמה, סרבל הוכחת מים סנסציה, מגפי גומי וכפפות. לובש הנשמה מתאימה הוא בעלת חשיבות רבה, שכן התוואי הטבעי של זיהום לג psittaci הוא aerogen. אריזה וסימון של דגימות חייבת להיות הוכחת חיטוי מאז יש להתייחס אל כל הדברים בחומר חיטוי יעיל נגד chlamydiae על פי הוראות היצרן לפני שעזב את יחידת הדיור של בעלי החיים. 1. הכנת בעלי החיים לרונכוסקופיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את משקליו של העגל למינון של חומרי הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח (IV) גישה לורידn וריד הצוואר השמאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית, להזריק לאט xylazine (0.2 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף) על פני כ 30 שניות, ולאחר מכן, לאחר הרגעה מתרחשת, להזריק קטמין (2.0 מ&quot;ג / קילוגרם משקל גוף). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם את בעלי החיים על השולחן ומניח אותו בכיבה לרוחב נכון. לאחר החיה ממוקמת כראוי על השולחן, לבדוק אם גישת IV היא עדיין במקום ולתקן אותו במידת צורך. במהלך הרדמה, לבדוק באופן קבוע את רפלקס העפעף כדי לקבוע את עומק ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שבעל החיים הוא נושמים בקצב קבוע, שיש מישהו למשוך את הלשון החוצה ולמתוח את הצוואר. מניחים ספקולום צינור מתכת בפיו של בעל החיים, תוך שימוש בתנועות סיבוב קלות. דחוף את ספקולום קדימה תחת שליטת ראייה, תוך שימוש בפנס, עד שהגרון הוא גלוי לעין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על הרדמה לאורך כל הליך אנדוסקופי על ידי הזרקת בולוס של 7 xylazine מ&quot;ג ו70 קטמין מ&quot;ג לפי צורך. </li></ol> . 2 חיסון (חיסון אתרים: איור 1) </p&gt; <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 3 מזרקים עם הבידוד, המכילים 1, 2, ו 5 מיליליטר של הבידוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס צינור טפלון לערוץ החוזר של אנדוסקופ. הצינור לא צריך לבלוט מהקצה של אנדוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את אנדוסקופ דרך ספקולום המתכת. readjustments הקל של ספקולום עשוי להיות נחוץ כדי לאפשר לפטירתו של הגרון. Trachealis הסמפונות, שמתפצל לצד ימין, עוזר ליישר את התמונה על המסך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את המזרק עם הבידוד 5 מיליליטר לקצה צינורית הטפלון. נווט בצינור לסניפים שבי הבידוד יופקד ולהחיל את הכמות הרצויה (ריאה ימנית: medius Lobus: 0.5 מיליליטר, accessorius Lobus: 0.5 מיליליטר, Lobus caudalis: 0.5 מיליליטר ו1.0 מיליליטר; שמאל ריאות: cranialis Lobus, Pars cranialis : 0.5 מיליליטר, Pars caudalis: 0.5 מיליליטר, Lobus caudalis: 1.5 מיליליטר). צרף את המזרק עם 1 &amp;# 160; מיליליטר הבידוד לצינור, ואז לנווט לtrachealis הסמפונות ולהפקיד את הבידוד (cranialis Lobus, Pars caudalis: 1.0 מיליליטר). זה מועיל תמיד להתקרב מגויר באותו סדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את אנדוסקופ וספקולום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספריי 1 מיליליטר של הבידוד לכל נחיר עם מפעיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא את בעלי החיים בחזרה לאורווה ולמקם אותו בעמדה נוטה להתעוררות. אל תשאיר את בעלי החיים ללא השגחה או בחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על עינת חזה. יציב ההתאוששות צריך להיות ממוזג, שכן יכולתו של בעל החיים לויסות חום היא ירד בהרדמה כללית. הערה: סימנים קליניים ראשונים אמורים להתרחש על 24-36 שעות לאחר חיסון, בהתאם לפתוגן בשימוש. </li></ol> . 3 נהלי דגימה (Sampling אתרים: איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את בעלי החיים כפי שמתואר ב1.1-1.6 צעדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברונכואלוואולרית שטיפה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 5 מזרקים בכל המכילים 20 מיליליטר של תמיסת מלח איזוטונית סטרילית, במי אמבטיה ולאפשר להם לחמם עד כ 38 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר שטיפה לערוץ החוזר של אנדוסקופ, ולאחר מכן להכניס את אנדוסקופ לתוך ספקולום המתכת ולנווט קדימה לתוך הסמפונות העיקרית של הריאה השמאלית עד שתגיע &quot;עמדת הטריז&quot; שבו אנדוסקופ לא יכול להיות דחף כל עוד לפנינו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזה אחר זה, לצרף את המזרקים עם פתרון NaCl החם לשטיפת קטטר, להחדיר את הנוזל ולשאוב אותו ישירות. נוזל שטיפת רונכואלוואולרית חייב להיות מאוחסן בבקבוקי זכוכית siliconized ולשים על קרח מייד לאחר התאוששות כדי למנוע מקרופאגים מכתשיים מהצמדה למשטח הזכוכית. שים לב גם את הכמות של תמיסת מלח והחדיר את כמות הנוזלים התאוששו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את צנתר שטיפה מהערוץ עובד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צחצוח הסימפונות<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נווט באנדוסקופ למיקום הדגימה הרצוי, בפרוטוקול המתואר זה tracheae Bifurcatio. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כסה את המברשת עם הצינור לפני הכנסתו לערוץ החוזר של אנדוסקופ עד הקצה של המברשת מופיע על הצג. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדחוף את המברשת עם צינור הפלסטיק קדימה כ -5 ס&quot;מ ולחשוף אותו מצינור הפלסטיק על ידי לחיצה על הידית, ואז לנווט אותו למיקום שהוא להיות מוברש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תדבק שיחות אפיתל בעדינות על ידי דוחף ומושך את המברשת קדימה ואחורה בזמן ניווט אנדוסקופ כדי להבטיח מגע בין המברשת והקיר של הסמפונות. תפסיק לשפשף כאשר מתרחש דימום. כסה את המברשת עם הצינור לפני תלישה של הערוץ עובד בו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן עד חמישה כתמים על שקופיות מיקרוסקופ על ידי בעדינות מגלגל את המברשת על השקופית. לקבע את המריחות במתנול הקר עבור 10 דקות, אוויר יבש ולאחסן ב -20 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המברשת ניתן לשטוף באמצעי תקשורת שונים, בהתאם לצורך של תאי שנדגמו. אם לוקח brushings מרובה עם אותה המברשת, הקפד לשטוף אותו רק בתקשורת שאינו מגרה את הרירית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביופסיה הריאה Transbronchial <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נווט באנדוסקופ למיקום הדגימה הרצוי, בפרוטוקול המתואר זה caudalis Pars של cranialis Lobus. לפני החדרת המלקחיים הביופסיה לתוך תעלת העבודה פתוחה ולסגור אותו כמה פעמים כדי לוודא שהוא עובד בצורה חלקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחוף את המלקחיים ביופסיה לסניף הזנב של הסמפונות trachealis עד התנגדות קלה מתרחשת. משוך לאחור 2-3 סנטימטר, פתח את המלקחיים, לדחוף קדימה על 2 סנטימטר, לסגור את המלקחיים, למשוך בחזרה והסר את המלקחיים מהערוץ עובד. זה דורש קצת תרגול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציא בזהירות את הרקמה מביופסית המלקחיים, תוך שימוש במחט או מלקחיים קטנים. בהתאם לשימוש נוסף של הרקמות, לאחסן אותו בnitr הנוזליעוגן או בינוני קיבוע מתאים. זה צריך לקרות מייד אחרי ההסרה כדי למנוע תהליכי autolytic. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טיפול שלאחר פרוצדורליים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא את בעלי החיים בחזרה לאורווה ולמקם אותו בעמדה נוטה להתעוררות. אל תשאיר את בעלי החיים ללא השגחה או בחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על עינת חזה. יציב ההתאוששות צריך להיות ממוזג, שכן יכולתו של בעל החיים לויסות חום היא ירד בהרדמה כללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על בעלי החיים מקרוב אחר סימנים של חזה אוויר לשעה 24 הבאה. לספק מזון ומים טריים, כאשר בעל החיים חזרו להכרה מלאה. </li></ol></li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

שיטת bronchoscopic של חיסון שפותחה ושיטות דגימת bronchoscopic שונות הותאמו לשימוש בבעלי חיים גדולים בתנאי ניסוי. הטכניקות המתוארות הן קלים ללימוד, אפילו עבור בוחנים עם ניסיון מועט באנדוסקופיה. התהליך של ברונכוסקופיה הוא פולשנית וללא תופעות לוואי הקשורות בשיטות של החיסון, כמו גם את שיטות הדגימה תיארו (BAL, ביופסיה של הריאה transbronchial, צחצוח הסימפונות), שראו אי פעם בכל אחד מבעלי החיים. הסיבוכים הקשורים בביופסיות ריאה transbronchial בבני האדם מדממים וחזה האוויר 48, כל אלה לא נראו בשוק שעברו הליך זה. הביופסיה הריאה transbronchial היא זמן רב יותר ודורשת יותר ציוד מאשר בשיטת transcutaneous, אבל זה פחות פולשני ואינו נושא בסיכון לזיהום פצע. , השיטה אנדוסקופית חזותי המבוקר של inoculatיון מאפשר התצהיר של כמות מוגדרת של הפתוגן באתרים ספציפיים של הריאות. לפיכך, תוצאה הוא ממצאים קליניים ופתולוגי מאוד עקביים בכל בעלי החיים מחוסן 32-34. עם זאת, זה לא דומה לכל התכונות של זיהום טבעי בשוק. במודל של ג נשימה זיהום psittaci, הטכניקה המתוארת של חיסון הוביל לנגעי ריאות הקשורים לאתרים של מיקום הפתוגן 34, ואילו, בעגלי זיהומים שנרכשו באופן טבעי בדרך כלל לפתח דלקת ריאות של אונות הפסגה. עובדה זו צריכה להילקח בחשבון כאשר לפרש את הרלוונטיות של ממצאי ניסוי בהקשר של דלקות ריאות נרכשות טבעיות בראשי בקר. Videoendoscopic BAL מאפשר דגימת אזור מוגדר של הריאות. לצורך ניסויים, זה יתרון בהשוואה לשימוש בקטטר באף בתנאים עיוורים. בשל האנטומיה של ריאות שור, שהצנתר בצורה עיוורת יהיה דחיפהאד לאונה סרעפתית הנכונה ברוב המקרים 53,54 והבוחן אין לו השפעה על האזור של הריאות כי הוא lavaged. יתרון נוסף של BAL אנדוסקופית בשוק הרדים שכיבו לרוחב הוא שיעור ההחלמה הממוצע הגבוה של נוזל החדיר של יותר מ 80%. השוואה עם מחקרים אחרים מגלה כי, בעמידה, עגלים מסוממים, התאוששות של 133.3 ± 1.6 מיליליטר 46 ו127.13 ± 3.53 מיליליטר 45 לאחר החדרה של 240 מיליליטר נוזל לתוך האונה הזנב הוא מדווחת. בעגלים מסוממים בעינת חזה 51% מהנוזל החדיר יכולים להיות התאוששו מהאונה הגולגולת ו62% מהאונה הזנב 43. משמעות דבר היא כי כמחצית מהנוזל החדיר יכולה להיות התאוששה בתנוחה זקופה של העגל. בהתאם לכמות של בלף הדרוש להכנת מדגם נוספת, זה לא יכול להשאיר מספיק חומר כדי לבצע את כל הניסויים הרצויים. BAL בבקר כבר בשימוש על ידי קבוצות מחקר רבות ורביםפרמטרים שונים שנבדקו בתנאים שונים. רוב המחברים ביצעו שטיפה של אונות בסיס 43,45,46, אבל את כמות הנוזלים המשמשים לשטיפה שונה בין קבוצות המחקר. זה מוביל לחוסר עקביות בדילול של התאים התאוששו, חלבונים וחומרים אחרים, ולכן קשה להשוות את הממצאים מפרסומים שונים. לכן, לשימוש בבקר מומלץ שטיפה עם חמישה שברים של 20 מיליליטר (כלומר 100 מיליליטר בסך הכל) מי מלח חם, איזוטוני גוף, שהם התאוששו מייד לאחר החדרה. בעת שימוש בקטטר שטיפה עם קוטר גדול (כלומר&gt; 2 מ&quot;מ), הנפח של כל חלק צריך להיות גדל במעט, תלוי בכמות הנוזלים שתישאר בקטטר. האנטומיה מפולחות מאוד של ריאות השור מובילה להגבלה שיטתית; תוצאות שהתקבלו מחלק אחד של הריאה לא יכולות להיות נכונות גם לגבי שאר הריאות. מאחר ואיןשליטת מראה של אזור הריאה כולה נחקר על ידי ביופסיה ושטיפה transbronchial, הבוחן לא יכול לדעת אם האזורים שנדגמו היו בריאים או חולים. לכן, זה מאוד חשוב למקומות בהם הפתוגן היה מחוסן לפני על מנת שיהיה קצב התאוששות גבוה יותר של הפתוגן ויש אפשרות גבוהה יותר של דגימת אזורי ריאה פגועות לטעום. מגבלה נוספת היא הסיכון המוגבר הרדמה בבעלי חיים של מצב קליני ירוד. יש להשתמש בשיטות שתוארו רק בדגמים של קל עד בינוניים למחלה לשמור את הנטל לבעלי החיים נמוכים ככל האפשר. הרדמה כללית במעלי גירה תמיד צריכה להיות כל הזמן קצר ככל האפשר, כמו פיתוח הגז בכרס הפנימי מגדיל את הסיכון בהרדמת מינים אלה. בעלי חיים חייבים להיות ממוקמים בעמדה נוטה מייד לאחר ברונכוסקופיה, כדי לאפשר הזרימה של הגז שפותח וחייבים להיות במעקב צמוד עד שהתאוששו לגמרי מהרדמה. כמו כן, הטכניקות המתוארות אינן suitable לדגימה במרווחים של פחות מ 24 שעות. הפרוטוקול המתואר יכול להיות מותאם לחומרים מזהמים אחרים. חיסון אנדוסקופי של פתוגנים שונים תואר, כגון ג psittaci 32-34, haemolytica Pasteurella 38-40,42, somni Haemophilus 55, ווירוס שלשולים נגיפי שור 44. כמו כן, האתרים של הפקדת פתוגן בריאה יכולים להיות מותאמים למודל הרצוי. כשאתה בוחר את אתרי דגימה, כמה עובדות חשובות צריכים להילקח בחשבון: יש לבחור באתרים (i) דגימה המבוססים על מיקומם של חיסון ועל הממצאים פתולוגיים הצפויים. (Ii) כאשר נתיחה לאחר מוות הוא שיש לבצע יש להקפיד להשאיר את אזורי הריאה unsampled מספיק עבור vivo לשעבר דגימה. (Iii) יש לבחור מקומות באתר דגימה כך שניתן יהיה להגיע עם הציוד. במיוחד לביופסית ריאות transbronchial, יש מגבלות בשל אורכו של מלקחיים ביופסיה. (Iv) Tהוא בסדר גודל של דגימה הוא צחצוח חשוב, הסימפונות וביופסית ריאות transbronchial עלול להוביל לדימום קל, אשר היו לזהם את בלף. לכן, חייב להיות תמיד מתקבל בלף ראשון. בעת השימוש בפרוטוקול במינים אחרים, האנטומיה ריאות המינים ספציפיים חייבת להילקח בחשבון.

הערכים של מודלים בבעלי חיים גדולים במחקר ביו במחקר ביו תחומי מודרני, מודלים של בעלי החיים הם עדיין הכרחיים כדי להבהיר אינטראקציות מורכבות - הקשורים לבריאות או מצב מחלה - בתוך אורגניזמים יונקים. למרות 17 פרסי הנובל שהוענק למדענים שחקרו בקר, סוסים, כבשים, או עופות כמודלים למחקר ביו 1, כיום רובם המכריע של ניסויים בבעלי החיים מתבצעים עם מכרסמים, בעוד שפחות מ 1% מהמחקרים עובדים עם חיות בית או בעלי חיים. בעלי חיים קטנים מציעים הרבה יתרונות מעשיים (כלומר בעלות נמוכה, גמישות גנטית, תפוקה גבוהה, זמינות של מספר רב של גנטי, וכלים וערכות חיסוניים), ומודלים עכבריים מהונדסים גנטי הם מקובלים לבצע מחקרים מכניסטית לגלות מסלולים מולקולריים מסוימים. במחקר ביו של מערכות, לא מורכביםהוא רלוונטי ביולוגי ותועלת קלינית של מודלים בעכברים הופכים יותר ויותר בספק. הם יכולים להיות מטעים ולשאת בסיכון של פשטנות של מורכבות ביולוגיות 2-9. בשל ייחוד בין מינים, לא בעלי חיים יחיד יהיו במראה לחלוטין את המצב האנושי, ונראה את השימוש במודל אחד או יותר כדי להיות מועיל בגישת מחקר ביו בינתחומי. בהקשר של רפואת translational, בעלי חיים גדולים מציעים את ההזדמנות לשרת את המודלים השוואתיים כלספק תוצאות עם שייכות ביולוגית גבוהה של שימוש כפול עבור שני בני אדם וחיות בריאות 1. למרבה הפלא, את הגנום האנושי הוא דומה באופן הדוק יותר על ידי הגנום השור מאשר על ידי הגנום של מכרסמים מעבדה. כמו כן, אושר לאחרונה כי, בהשוואה למינים אחרים, הגנום של עכברים הוא הרבה יותר מחדש 10-12. במערך מחקר מורכב, שימוש בבעלי החיים מציעים uniqהזדמנות UE של מחקרים על ידי איסוף חוזר ונשנה של מגוון רחב של דגימות in vivo מהאחד ו- אותו individuum מבלי להקריב בעלי החיים התוך בודדים, לטווח ארוך. לכן, ניתן לנטר שינויים פונקציונליים, דלקתיים ומורפולוגיים באותו הנושא על פני תקופה מסוימת של זמן 13. ריאות שור כמודל נשימה מתאים בשל המספר הגבוה של הבדלים משמעותיים באנטומיה ריאות, פיזיולוגיה נשימה, ואימונולוגיה ריאות, עכברים לא מתרבים היבטים רבים pathophysiological חשובות של מחלת ריאות אנושית. זה חייב להילקח בחשבון בעת שימוש בהם כמודלים של בעלי חיים למחלות בדרכי הנשימה 2,9,14-16. למרות מוזרויות של האנטומיה ומבנה קיימות עבור כל ריאות של יונקים, מאפיינים פונקציונליים (כרכי ריאות כלומר, זרמי אוויר ומכניקת נשימה) הם טובים יותר להשוואה בין בני אדם בוגרים ועגלים בשל משקלי גוף דומים(50-100 קילוגרם). מאפייני המינים ספציפיים של הריאה השור הם כדלהלן: הריאה השמאלית מורכבת משתי אונות (cranialis lobus, אשר מחולקת לשני חלקים, וcaudalis lobus), בעוד שהריאה הימנית מורכבת מארבע אונות (lobus cranialis, lobus medius, caudalis lobus, וaccessorius lobus). בניגוד לאנטומיה הריאות של רוב יונקים אחרים, הסמפונות של הסניפים תקין גולגולת אונה ישירות מהצד לרוחב ימין של קנה הנשימה. עם כל כבוד לsubgross אנטומיה, ריאות השור מציגה רמה גבוהה של lobulation ואחוז גבוה של רקמת ביניים 17,18 המוביל לעמידת ריאות ספציפית נמוכה יחסית והתנגדות רקמות pulmonic גבוהה 19. לכן, פעילות הנשימה הנדרשת היא גבוהה למדי בהשוואה למינים אחרים 20,21. הרמה הגבוהה של lobulation מובילה לעצמאות חזקה מהמגזרים. לפיכך, infתהליכי lammatory הם מוגבלים על ידי septa רקמת חיבור, ומגזרים חולים ובריאים לעתים קרובות נמצאים בתוך אותה האונה. בשל המחסור בדרכי נשימה בטחונות, ריאות שור הוא מתאים במיוחד למראה תפקוד ריאות חסימתית 13. באשר לכלי הדם של ריאת השור, עורקי ריאה הקטנים מראים שכבות שריר חלק בולטות מאוד. לכן, השוקיים עשויים גם לשמש כמודל בבעלי חיים מבוסס של יתר לחץ דם או בכלי דם הריאתיים שיפוץ 22-24. עם כל כבוד לזיהומים בדרכי הנשימה, מחלות באופן טבעי קיימות בבעלי חיים שחולקות קווי דמיון רבים עם המחלה הדומה באדם. דוגמאות אופייניות הן שחפת שור 25, וירוס סינסיציאלי נשימה זיהומים (RSV) בשוק 26-28, או זיהומי כלמידיה שנרכשו באופן טבעי 29. לפיכך, מודלים של בעלי חיים גדולים שמקרוב דומים למצב במארח הטבעי. לכן, הם רוב useful לחקר אינטראקציות בין המאכסן לפתוגן והפתופיזיולוגיה המורכבת של המחלה המקבילה בבני אדם 30,31. כמודל רלוונטי מבחינה ביולוגית של זיהום psittaci כלמידיה בדרכי הנשימה, שוקיים נבחרו מאז ראשי בקר מייצגים פונדקאים טבעיים לפתוגן זה 32-35. מידע המתקבל ממודל זה, ביחס לפתוגנזה של המחלה או נתיבי הולכה אפשריים בין בעלי חיים ובני האדם, יסייע להרחיב את הידע שלנו עם השפעה לשתי בהמות ואדם. המודל גם יכול לעזור כדי לוודא אפשרויות טיפוליות חלופיות מקובלות ולחיסולה של ג ריאתי זיהומי psittaci, שהוא, שוב, עניין בשתי רפואת הווטרינרית ואנושית. טכניקות יישומים ולדוגמאות אפשר להשיג ממערכת הנשימה שור מאמר זה מתאר וממחיש את הטכניקות ושיטות אבחון applicablדואר לריאות שור והשתמש במודל שלנו להערכה גם את ההשפעות של הפתוגן על הריאות של יונקים ואת היעילות של התערבות טיפולית. ברונכוסקופיה שבוצעה ברפואה אנושית מאז 1960s, והוא נחשב הליך בטוח 36. בשוק, ברונכוסקופיה הניסיונית תוארה ב -1968 בפעם הראשונה 37. יישום intrabronchial של פתוגנים הוצע על ידי Potgieter et al. כשיטת אמינה כדי לייצר מחלה בדרכי נשימה תחתונה בשוק 38 וכיום היא שיטה נפוצה במחקר שור 34,39,40. חיסון Intrabronchial של כמות מוגדרת של הפתוגן תחת שליטת videoendoscopic מאפשר להשמה סלקטיבית של הגורם המזהם בריאות. זה מוביל לממצאים קליניים ופתולוגיים עקביים בכל בעלי החיים 34 ומאפשר דגימה ממוקדת של אזורי ריאה אשר צפויים להשתנות כתוצאה מחשיפת הפתוגן. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית (בלף) הוא אינדיקטור שתואר היטב לנוכחות והחומרה של דלקת ריאות. שטיפה ברונכואלוואולרית (BAL) היא הליך סטנדרטי ברפואה אנושית לאבחון של מגוון רחב של מחלות בדרכי הנשימה 41. בבקר חי, BAL הוצג על ידי ווילקי ומרקם בסוף שנות השבעים של המאה שעברה 42. זה נחשב טכניקה בטוחה ודיר כדי ללמוד את דרכי נשימה התחתונות של הבקר. בשל היעדר נתונים מספקים על הפרמטרים בלף בבעלי חיים בריאים, בשינה 1988 BAL ביצע פרינגל et al. על עגלים בריאים עם bronchoscope סיב אופטי גמיש. המחברים גם הצביעו על הצורך לתקנן פרוטוקולי BAL תחת תנאי ניסויים לרכוש תוצאות דומות 43. BAL עדיין משמש כשיטת דגימת in vivo בשוק 44-46. צחצוח הסימפונות משמש ברפואה אנושית בכינויוכלי אבחון כדי לדגום נגעי neoplastic או לניתוח מיקרוביולוגית 36. למטרות מחקר, ניתן להשיג בתרביות תאים ראשוניות של תאי האפיתל שנקטפו על ידי צחצוח ציטולוגית 47. בבקר, השימוש בbrushings הסימפונות לניתוח מיקרוביולוגית תואר לאפיין את סביבת החיידקים של הריאות 43. ביופסיה הריאה Transbronchial מספקת דגימות רקמת ריאה והוא כלי אבחון בעל ערך עבור מפוזר מחלות ריאה בבני אדם. pneumothorax אבחנה רפואי ודימום הקשורים בהליך הם סיבוכים הקשורים לטכניקה זו. השכיחות שלהם היא דיווחה להיות פחות מאחוז אחד בחולים אנושיים 48. הביופסיה הריאה Transbronchial היא לא שיטה נפוצה לשימוש בבקר, בשל העלות הגבוהה של הציוד הנדרש והזמן הדרוש כדי להשיג ביופסיות. במקום זאת, ביופסיות הריאה transcutaneous יותר נוחים בתנאי שדה 49-51.

<table><tbody><tr><td>Veterinary Video Endoscope</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td>PV-SG 22&amp;ndash;140</td><td>diameter: 9 mm, working channel: 2.2 mm, working length 140 cm</td></tr><tr><td>Lavage catheter</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td></td><td>diameter: 2 mm; length: 180 cm, Luer-lock-adapter</td></tr><tr><td>Actuator</td><td>WEPA Apothekenbedarf GmbH &amp;amp; Co KG, Hillscheid, Germany</td><td>32660</td><td>length: 60 mm</td></tr><tr><td>Biopsy forceps</td><td>Karl Storz GmbH &amp;amp; Co. KG, Tuttlingen, Germany</td><td>REF 60180LT</td><td>1.8 mm, serrated, oval</td></tr><tr><td>Omnifix 20 ml, Luer-Lock</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4617207V</td><td></td></tr><tr><td>Cytology brush</td><td>mtp GmbH, Neuhausen ob Eck, Germany</td><td>110240-10</td><td>working length 180 cm, brush length: 15 mm, diameter 1.8 mm</td></tr><tr><td>iv acess</td><td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td><td>370-211</td><td>diameter: 1.2 mm; length: 43 mm</td></tr><tr><td>Rompun 2% (xylazin)</td><td>Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany</td><td></td><td>0.2 mg/kg bodyweight</td></tr><tr><td>Ketamin 10% (ketamine)</td><td>bela-pharm GmbH &amp;amp; Co. KG, Vechta, Germany</td><td></td><td>2.0 mg/kg bodyweight</td></tr><tr><td>Isotonic saline solution</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>3200950</td><td></td></tr><tr><td>SUB 6 waterbath</td><td>CLF analytische Laborger&amp;auml;te GmbH, Emersacker, Germany</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Metal tube speculum</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>diameter: 3.5 cm; length: 35 cm</td></tr><tr><td>Flashlight</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Siliconized glass bottles</td><td>n/a</td><td>n/a</td><td>siliconize with Sigmacote (Sigma-Aldrich Co. LLC)</td></tr><tr><td>Omnifix Luer 3 ml</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4616025V</td><td></td></tr><tr><td>Omnifix Luer 5 ml</td><td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td><td>4616057V</td><td></td></tr><tr><td>Sealing plugs</td><td>Henry Schein Vet GmbH, Hamburg, Germany</td><td>900-3057</td><td></td></tr><tr><td>Inoculum</td><td></td><td>n/a</td><td>dilute pathogen in 8 ml buffer</td></tr></tbody></table>

the bovine lung in biomedical research: visually guided bronchoscopy, intrabronchial inoculation and in vivo sampling techniques

יש חיפוש מתמשך למודלים של בעלי חיים אלטרנטיביים במחקר של רפואה בדרכי הנשימה. בהתאם למטרה של המחקר, בעלי חיים גדולים כמודלים של מחלת ריאות לעתים קרובות דומים למצב של אדם הריאות הרבה יותר טוב מאשר עכברים לעשות. עבודה עם בעלי חיים גדולים גם מציעה את ההזדמנות לטעום אותו בבעלי החיים שוב ושוב על קורס מסוים של זמן, המאפשר מחקרים ארוך טווח, מבלי להקריב את בעלי החיים. המטרה הייתה להקים בvivo שיטות דגימה לשימוש במודל שור של זיהום psittaci כלמידיה בדרכי הנשימה. דגימה צריכה להתבצע בנקודות זמן שונות בכל בעל חיים במהלך תקופת המחקר, והדגימות צריכה להיות מתאימות כדי ללמוד את התגובה המארחת, כמו גם את הפתוגן בתנאי ניסוי. ברונכוסקופיה היא כלי אבחון חשוב ברפואת אדם ולשימוש וטרינרים. זהו הליך בטוח ופולשנית. ארטיק זהle מתאר את חיסון intrabronchial של עגלים, כמו גם שיטות דגימה לדרך הנשימה התחתונה. Videoendoscopic, חיסון intrabronchial מוביל לממצאים קליניים ופתולוגי מאוד עקביים בכל בעלי החיים מחוסן, והוא, אם כן, מתאים היטב לשימוש במודלים של מחלת ריאות זיהומית. שיטות הדגימה המתוארות הן שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות וביופסית ריאות transbronchial. כל אלה הם כלי אבחון חשובים ברפואה אנושית ויכול להיות מותאם למטרות ניסיוניות לעגלים בגילי 6-8 שבועות. הדגימות שהתקבלו היו מתאימות גם לזיהוי הפתוגן ואפיון של החומרה של דלקת ריאות במארח.

מהלך המחלה ההשפעה של הפתוגן על בריאותם של בעלי החיים ניתן להעריך על ידי בדיקה קלינית. במודלים של הזיהום בדרכי הנשימה שלנו, בעלי חיים נבדקו פעמיים ביום ותצפיות קליניות נרשמו באמצעות שיטת ניקוד. מידע נוסף נכבש על ידי ביצוע in vivo שיטות אחרות דגימה, למשל, אוסף של דם ומטליות או מדידת תפקוד ריאות. בדיקות פתולוגיות בוצעו בנקודות זמן שונות לאחר חיסון כדי לתאר את ההתקדמות של הזיהום 32-34. בלף שיעור ההחלמה קצב ההתאוששות של הנוזל החדיר היה 83.05 ± 4.58% (ממוצע ± סטיית תקן). איתור פתוגן Recultivation של הפתוגן יכול להתבצע מbrushings הסימפונות. כמו כן, הקרנת PCR של דגימות שונות אפשר לזהות את הפתוגן, למשל tiביופסיה ssue, מדגם מברשת ציטולוגיה, בלף-תאים 52 או ספוגית בלוע. ויזואליזציה של פתוגן אפשרית על ידי ביצוע אימונוהיסטוכימיה סעיפים קפוא של ביופסיות הריאה והכנות שקיעה של בלף-התאים (איור 3). בניסויים קודמים, ה-PCR של דגימות דם ודגימות (הלחמית, צואה, אף) בוצעה כדי לאפיין את ההתפשטות ושפיכה של הפתוגן 32. סמנים של דלקת המקומית של רקמת הריאה בבלף, פרמטרים שונים של דלקת ריאות ניתן ללמוד. ספירת התאים בסך הכל, ואת חלקם של הנויטרופילים בדרך כלל להגדיל כאשר דלקת ריאות היא הווה. להתמיינות תאים, יכולות להיות מוכתמות הכנות שקיעה של בלף-תאים פי Giemsa ומובחן באמצעות טבילת שמן (איור 4). פרופורציות נייד ונוזליות של בלף מופרדות על ידי צנטריפוגה (XG 300; 20 דקות). בלף-Supernatant מכיל סמנים שונים המשתנים במהלך תהליכים דלקתיים בריאה וניתן ללמוד תחת תנאי ניסוי. דוגמאות לכך הן חלבון וeicosanoids 29,34 סך הכל. סקירה סכמטית של שימוש נוסף האפשרי של הדגימות תיארו מוצגת באיור 5. <img alt="איור 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig1highres.jpg" width="500" /> איור 1. תכנית של הריאה השור עם אתרי חיסון (צהוב). המספרים מציינים את הסדר שבו הבידוד מנוהל לתוך הסמפונות שונה. R: ימין; L: עזב. ריאה ימנית: medius Lobus 1: 0.5 מיליליטר, 2 accessorius Lobus: 0.5 מיליליטר, 3 caudalis Lobus: 0.5 מיליליטר ו -4 1.0 מיליליטר; ריאה שמאלית: cranialis Lobus, <strong&gt; 5 Pars cranialis: 0.5 מיליליטר, caudalis 6 Pars: 0.5 מיליליטר, 7 caudalis Lobus: 1.5 מיליליטר, 8 cranialis Lobus, Pars caudalis: 1.0 מיליליטר. <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig2highres.jpg" width="500" /> . איור 2 תכנית של הריאה השור עם אתרי חיסון (צהוב) ואתרי דגימה:. שטיפה ברונכואלוואולרית (כחולה), צחצוח הסימפונות (ירוקה), וביופסית ריאה (כתום) שים לב כי כל הדגימות שהתקבלו מאזורים שבם הפתוגן הופקד לפני. R: ימין, L: עזב. <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig3highres.jpg" width="500" /> איור 3.) ביופסיה ריאות מעגל מחוסן עם Chl<html> psittaci amydia 4 ימים לאחר החיסון (dpi), ב) משקעים סלולריים של בלף מעגל מחוסן עם ג dpi psittaci 9. תיוג immunohistochemical לchlamydiae. תכלילים כלמידיה (חיצים) נמצאים הריאה (א) ובמקרופאגים מכתשיים (ב). counterstain hematoxylin. <img alt="איור 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51557/51557fig4highres.jpg" width="500" /> איור 4. משקעים נייד של בלף מעגל מחוסן עם ג מקרופאגים psittaci 9 dpi. מכתשיים (#) הם סוג התא הדומיננטי בבלף. הסכום של גרנולוציטים נויטרופילים (*) עולה כאשר תהליכים דלקתיים הם הווה. מכתים פפנהיים השתנה. &quot;Width =&quot; es.jpg 600 &quot;/&gt; איור 5. שיטות אפשריות להכנת מדגם. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/51557/51557fig5highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques at JoVE.com

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

מאמר זה מתאר טכניקות bronchoscopic בריאת השור תחת תנאי ניסוי, כלומר חיסון מודרך bronchoscopically, שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות, וביופסית ריאות transbronchial.

ברונכוסקופיה מודרכת מבחינה ויזואלית, Intrabronchial הרכבת חיסון ו: ריאות שור במחקר ביו<em&gt; בVivo</em&gt; טכניקות דגימה

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

the-bovine-lung-biomedical-research-visually-guided-bronchoscopy

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

23.1K Views.  Friedrich-Loeffler-Institut.  מאמר זה מתאר טכניקות bronchoscopic בריאת השור תחת תנאי ניסוי, כלומר חיסון מודרך bronchoscopically, שטיפה ברונכואלוואולרית, צחצוח הסימפונות, וביופסית ריאות transbronchial. 

Video: The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

Bronchoalveolar Lavage (BAL) for Research; Obtaining Adequate Sample Yield

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy with bronchoalveolar lavage (BAL) using manual hand held suction in order to remove nonadherent cells and lung lining fluid from the mucosal surface. In research environments, BAL allows sampling of innate (lung macrophage), cellular (B- and T- cells), and humoral (immunoglobulin) responses within the lung.
BAL is internationally accepted for research purposes and since 1999 the technique has been performed in &#62; 1,000 subjects in the UK and Malawi by our group.
Our technique uses gentle hand-held suction of instilled fluid; this is designed to maximize BAL volume returned and apply minimum shear force on ciliated epithelia in order to preserve the structure and function of cells within the BAL fluid and to preserve viability to facilitate the growth of cells in ex vivo culture. The research technique therefore uses a larger volume instillate (typically in the order of 200 ml) and employs manual suction to reduce cell damage.
Patients are given local anesthetic, offered conscious sedation (midazolam), and tolerate the procedure well with minimal side effects. Verbal and written subject information improves tolerance and written informed consent is mandatory. Safety of the subject is paramount. Subjects are carefully selected using clear inclusion and exclusion criteria.
This protocol includes a description of the potential risks, and the steps taken to mitigate them, a list of contraindications, pre- and post-procedure checks, as well as precise bronchoscopy and laboratory techniques.

Bronchoalveolar Lavage BAL for Research; Obtaining Adequate Sample Yield

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy and bronchoalveolar lavage using low pressure suction. The technique is used to harvest immune cells from the lung bronchoalveolar surfaces. Local anesthetic and mild conscious sedation (midazolam) is used. Subjects tolerate the procedure well and experience minimal side effects.

שטיפה ברונכואלוואולרית (BAL) למחקר; קבלת תשואה הולמת לדוגמא

We describe a research technique for fiberoptic bronchoscopy with bronchoalveolar lavage (BAL) using manual hand held suction in order to remove ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of the host depends on the involvement of an adapted immune response against the pathogen1. Immune response is complex and results from interaction of the pathogens and several immune or non-immune cellular types2. In vitro studies cannot characterise these interactions and focus on cell-pathogen interactions. Moreover, in the airway3, particularly in patients with suppurative chronic lung disease or in mechanically ventilated patients, polymicrobial communities are present and complicate host-pathogen interaction. Pseudomonas aeruginosa and Candida albicans are both problem pathogens4, frequently isolated from tracheobronchial samples, and associated to severe infections, especially in intensive care unit5. Microbial interactions have been reported between these pathogens in vitro but the clinical impact of these interactions remains unclear6. To study the interactions between C. albicans and P. aeruginosa, a murine model of C. albicans airways colonization, followed by a P. aeruginosa-mediated acute lung infection was performed.

Studying Microbial Communities In Vivo: A Model of Host-mediated Interaction Between Candida Albicans and Pseudomonas Aeruginosa in the Airways

While in vitro study of host-pathogen interactions allow the characterization of specific immune responses, in vivo models are required to observe the effects of complex responses. Using Candida albicans exposure followed by Pseudomonas aeruginosa-mediated lung infection, we established a murine model of microbial interactions involved in ventilator-associated pneumonia pathogenicity.

לומד קהילות חיידקים<em&gt; In vivo</em&gt;: דגם של אינטראקציה בתיווך בין מארח<em&gt; קנדידה אלביקנס</em&gt; ו<em&gt; Pseudomonas aeruginosa</em&gt; באיירווייס

Studying host-pathogen interaction enables us to understand the underlying mechanisms of the pathogenicity during microbial infection. The prognosis of ...

Immunology and Infection

Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration

Bronchoalveolar Lavage (BAL) is an experimental procedure that is used to examine the cellular and acellular content of the lung lumen ex vivo to gain insight into an ongoing disease state.
Here, a simple and efficient method is described to perform BAL on murine lungs without the need of special tools or equipment. BAL fluid is isolated by inserting a catheter in the trachea of terminally anesthetized mice, through which a saline solution is instilled into the bronchioles. The instilled fluid is gently retracted to maximize BAL fluid retrieval and to minimize shearing forces. This technique allows the viability, function, and structure of cells within the airways and BAL fluid to be preserved.
Numerous techniques may be applied to gain further understanding of the disease state of the lung. Here, a commonly used technique for the identification and enumeration of different types of immune cells is described, where&#160;flow cytometry is combined with a select panel of fluorescently labeled cell surface-specific markers. The BAL procedure presented here can also be used to analyze infectious agents, fluid constituents, or inhaled particles within murine lungs.

The health status of the lung is reflected by the type and number of immune cells that are present in the bronchioles of the lung. We describe a bronchoalveolar lavage technique that allows the isolation and study of nonadherent cells and soluble factors from the lower respiratory tract of mice.

ברונכאלווולאר של ריאות Murine כדי לנתח דלקת תאים דלקתית

Bronchoalveolar Lavage (BAL) is an experimental procedure that is used to examine the cellular and acellular content of the lung lumen ex vivo to gain ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

מינהל הארגון הישיר כדי לשפר את הסוכן הסלקטיבי התצהיר בתוך הריאה של העכבר

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Isolating Bronchial Epithelial Cells from Resected Lung Tissue for Biobanking and Establishing Well-Differentiated Air-Liquid Interface Cultures

The airway epithelial cell layer forms the first barrier between lung tissue and the outside environment and is thereby constantly exposed to inhaled substances, including infectious agents and air pollutants. The airway epithelial layer plays a central role in a large variety of acute and chronic lung diseases, and various treatments targeting this epithelium are administered by inhalation. Understanding the role of epithelium in pathogenesis and how it can be targeted for therapy requires robust and representative models. In vitro epithelial culture models are increasingly being used and offer the advantage of performing experiments in a controlled environment, exposing the cells to different kinds of stimuli, toxicants, or infectious agents. The use of primary cells instead of immortalized or tumor cell lines has the advantage that these cells differentiate in culture to a pseudostratified polarized epithelial cell layer with a better representation of the epithelium compared to cell lines.
Presented here is a robust protocol, that has been optimized over the past decades, for the isolation and culture of airway epithelial cells from lung tissue. This procedure allows successful isolation, expansion, culture, and mucociliary differentiation of primary bronchial epithelial cells (PBECs) by culturing at the air-liquid interface (ALI) and includes a protocol for biobanking. Furthermore, the characterization of these cultures using cell-specific marker genes is described. These ALI-PBEC cultures can be used for a range of applications, including exposure to whole cigarette smoke or inflammatory mediators, and co-culture/infection with viruses or bacteria. 
The protocol provided in this manuscript, illustrating the procedure in a step-by-step manner, is expected to provide a basis and/or reference for those interested in implementing or adapting such culture systems in their laboratory.

Presented here is a reproducible, affordable, and robust method for the isolation and expansion of primary bronchial epithelial cells for long-term biobanking and the generation of differentiated epithelial cells by culture at the air-liquid interface.

בידוד תאי אפיתל של הסימפונות מרקמת ריאה שנכרתה לצורך ביו-בנקאות והקמת תרביות ממשק אוויר-נוזל ממוינות היטב

The airway epithelial cell layer forms the first barrier between lung tissue and the outside environment and is thereby constantly exposed to inhaled ...

Intrabronchial Delivery: A Technique to Administer an Experimental Agent Selectively Into a Mouse Lung

Source: Liao, S. et. al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/59450/direct-intrabronchial-administration-to-improve-selective-agent">Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes an intrabronchial approach to administer an experimental agent selectively into distal right and left lung. In the featured protocol, we will administer bleomycin intrabronchially into a mouse to obtain a better model for pulmonary fibrosis.

משלוח תוך סימפונות: טכניקה לניהול סוכן ניסיוני באופן סלקטיבי לתוך ריאה עכבר

Source: Liao, S. et. al. Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung. J. Vis. Exp. (2019).
This ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Cancer Research

Lung Cancer

In vivo study

Pig Bronchiolar Tissue Extraction: A Procedure to Dissect Bronchiolar Tissue Sections From Porcine Lungs

Source: Harrington, N. E. et al. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/62187">Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the Cystic Fibrosis Lung.</a> J. Vis. Exp. (2021)
In this video, we describe a surgical procedure to extract bronchiolar tissues from harvested pig lung. The ex vivo bronchiolar tissue could be used to develop infection models for studying chronic lung infections.

מיצוי רקמת ברונכיולרי חזיר: הליך לניתוח חלקי רקמת ברונכיולר מריאות חזיריות

Source: Harrington, N. E. et al. Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the ...

Biology

Large Animal Models

Porcine

Ex vivo Pig Lung Model of Biofilm: A Technique to Develop Lung Model to Study Bacterial Biofilms on Pig Bronchiolar Tissue

Source: Harrington, N.E. et al., <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/62187">Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the Cystic Fibrosis Lung.</a> J. Vis. Exp. (2021).&#160;
This video describes the protocol for developing an ex vivo pig lung model of bacterial biofilm on infected bronchiolar tissue. Biofilms are bacterial aggregates embedded in a matrix adherent to a surface. This model is used to study the antibiotic susceptibility of bacteria at different stages of biofilm formation.

מודל ריאות חזיר Ex vivo של ביופילם: טכניקה לפיתוח מודל ריאות לחקר ביופילמים חיידקיים על רקמת ברונכיולר חזיר

Source: Harrington, N.E. et al., Antibiotic Efficacy Testing in an Ex vivo Model of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Biofilms in the ...

Intrabronchial Instillation of Streptococcus pneumoniae in Immunocompetent Rodent Models

Source: Hoover, J. L., et al., <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/55068">A Robust Pneumonia Model in Immunocompetent Rodents to Evaluate Antibacterial Efficacy against S. pneumoniae, H. influenzae, K. pneumoniae, P. aeruginosa or A. baumannii.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the establishment of lung infection in an immunocompetent rodent model via intubation and installation of bacterial suspensions into lung lobes. This model enables antibacterial efficacy studies in immunocompetent animals.

החדרה תוך סימפונית של דלקת ריאות סטרפטוקוקוס במודלים של מכרסמים חיסוניים

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

ברונכוסקופיה מודרכת מבחינה ויזואלית, Intrabronchial הרכבת חיסון ו: ריאות שור במחקר ביו

Summary

Explore More Videos