Fondos para este trabajo fue proporcionado por la Procter & Gamble Co. y American Chemical sociedad investigación fondo petrolero (54462-DNI7). Se hace reconocimiento a los donantes de americano químico sociedad investigación fondo petrolero para soporte parcial de esta investigación. Los autores desean reconocer el Dr. Marco Caggioni discusiones útiles.

1. fabricación del dispositivo de microfluidos
<ol><li>Fabricación de sello de microfluidos. Nota: Este paso requiere el uso de materiales volátiles y debe realizarse en una campana de humos químicos.<ol>
<li>Utilice un diseño impreso negativa con las mismas dimensiones que el portaobjetos de cristal (75 × 50 m m), el color blanco de canales, y el fondo de color negro (ver figura 1). Imprimir este diseño en una hoja transparente de acetato (transparencia) con una resolución de 1200 dpi.</li>
		<li>Si la sección oscura de la transparencia permite a través de la luz, varios negativos de capa y se adhieren con cinta de doble cara.</li>
		<li>Encienda la fuente luminosa de alta intensidad ultravioleta (UV) y deje que se caliente a una salida constante (aproximadamente 30 min). Nota: Se deben usar gafas protectoras UV cuando se utiliza la fuente de luz UV de alta intensidad.</li>
		<li>Relleno tres platos de Petri de 150 mL con agua destilada, etanol y acetona.</li>
		<li>Coloque una transparencia en blanco sobre una superficie plana cerca de la fuente de UV de alto rendimiento, pero no directamente debajo de la UV luz. Esto proporcionará una base para fabricar el sello de microfluidos.</li>
		<li>Esquema de las esquinas de un 75 × 50 mm portaobjetos de cristal en el centro de la transparencia en blanco usando un permanente marcador y lugar cuatro de cristal los espaciadores (aproximadamente 30 × 30 × 1 mm) en las esquinas del rectángulo delineado.</li>
		<li>Vierta aproximadamente 5 mL de resina de tiol: ene curables UV en el centro de los espaciadores, luego coloque cuidadosamente un 75 x 50 x 1 diapositiva de cristal de mm en los espaciadores de vidrio, para que la cola está totalmente cubierta por el portaobjetos de vidrio con sin burbujas de aire.</li>
		<li>Coloque la transparencia negativo impresa sobre el portaobjetos de cristal y mover todos los componentes anteriores (de abajo hacia arriba: en blanco transparencia, espaciadores para vidrio y pegamento UV, portaobjetos de vidrio y negativo transparencia impresa) arrastrando la transparencia en blanco cuidadosamente bajo la fuente de luz UV.</li>
		<li>Permitir que la luz UV a través de la negativa a la resina y la curación. El tiempo de curación se puede ajustar para cambiar la altura del canal. 45 s cura tiempo resultado de una altura de canal de 1 mm, usando nuestra fuente de luz.</li>
		<li>Aleje de los componentes de la fuente de UV y quitar la transparencia impresa negativo y diapositiva de cristal. El portaobjetos de cristal con los canales fabricado en pegamento Ultravioleta ahora se mencionará como el sello de microfluidos.</li>
		<li>Deseche a los espaciadores de vidrio y transparencia.</li>
		<li>Sumerja el sello de microfluidos en el baño de acetona, seguido por el baño de etanol. Repita este paso dos veces. Acetona degradará el pegamento Ultravioleta, así que no deje la acetona en el sello durante más de 10 s.</li>
		<li>Manteniendo el sello, sumerja el sello en el agua y use un hisopo de algodón para quitar el resto de la resina sin reaccionar. Lo limpie directamente las porciones curadas, ya que hará que los canales áspera.
</li>
		<li>Coloque el sello en una toalla de papel y volver a la fuente de UV para por lo menos 30 minutos asegurar un curado completo.</li>
	</ol></li>
	<li>Moldeado de polidimetilsiloxano (PDMS)
	<ol>
<li>Verter 70 g de base PDMS en una taza transparente y añadir el agente reticulante a base en una proporción de 1:10 crosslinker a la base. Estas son el fabricante recomendado relaciones. No utilice un envase de cristal.
</li>
		<li>Mezclar al vinculante y base completamente con un agitador de metal; la mezcla debe ser turbia debido a las burbujas de aire atrapado, una vez bien mezclado.</li>
		<li>Poner el PDMS en un vacío vacío horno y tire en el PDMS mixto. Desconecte el vacío si la solución comienza a desbordarse de la Copa, luego reanudar vacío después de que el desbordamiento se desploma. La presión total en el horno vacío no importa, ya el vacío sólo acelera el proceso de desgasificación. Dejar en la cámara hasta que todas las burbujas han sido evacuadas de la mezcla (aproximadamente 60 minutos).</li>
		<li>Lugar el sello de microfluidos en una vacía de 150 mm de diámetro de plástico plato de Petri, luego Vierta lentamente el PDMS en la caja Petri, cubriendo por completo el sello de microfluidos. Vierta cerca de la superficie de la placa de Petri para minimizar las burbujas de reformar en el PDMS.</li>
		<li>Cubrir la placa Petri y colocar en un horno de 55 ° C durante la noche para curar. Una vez completamente curado, corte el modelado PDMS con un cuchillo y retire el sello. Conservar exceso PDMS para la construcción de la cuenca del solvente (paso de protocolo 1.6.3) y tapones de PDMS (paso de protocolo 2.2.1.1).</li>
		<li>Usando un punzón de biopsia de 0,5 mm, cortar agujeros en las siguientes ubicaciones: uno en cada esquina, uno en la cámara de succión cerca del borde del canal, seis en la cámara de muestra colocado simétricamente 60° aparte y uno en el centro de la cámara de muestra. Para asegurar los agujeros simétricamente colocados impresión un patrón en una hoja de papel y lugar en la cámara de muestras. Puesto que el PDMS es claro, puede ver fácilmente dónde deben colocarse los agujeros.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación de solución sol-gel para crear paredes de cristal en dispositivo de microfluidos
	<ol>
<li>En un tarro de 100 mL, agregar 25 mL de etanol al 90%, 25 mL de pH 4 (0,0001 M) solución de ácido clorhídrico, 25 mL de tetraethoxysilane 98% y 25 mL de methyltriethoxysilane de 98%. Coloque la solución de 100 mL, ahora conocida como el líquido preconverted, en el microondas sin cubrir durante 10 segundos, luego introduzca en un 80 ° C durante la noche.</li>
	</ol></li>
	<li>Montaje del dispositivo
	<ol>
<li>Coloque ambos el modelado PDMS y un 75 × 50 × 0,10 mm limpiador de cristal corredera en el plasma y ajustar la válvula de 3 vías a la posición de apagado.</li>
		<li>Encienda la bomba de vacío y espere un minuto evacuar la sala.</li>
		<li>Poner la válvula de 3 vías para posición del regulador de flujo y dejar que la cámara se equilibre durante 5 segundos. La posición del regulador de caudal permite un pequeño caudal de aire entre el plasma más limpio, lo suficiente para mantener la cámara a bajas presiones. Encienda el interruptor de radio frecuencia (RF) al medio durante 40 segundos, luego apagar el interruptor de RF y la bomba de vacío.</li>
		<li>Coloque la válvula de 3 vías a la posición abierta para devolver la cámara a las condiciones atmosféricas. Quitar la corredera PDMS y vidrio estampada.</li>
		<li>Siga cuidadosamente el modelado PDMS para el portaobjetos de cristal poniendo las dos superficies en contacto entre sí.</li>
		<li>Aplicar Imprimación UV a las costuras alrededor del modelado PDMS y curación durante 5 minutos bajo luz ultravioleta de baja intensidad.</li>
	</ol></li>
	<li>Fabricación de paredes de cristal en los canales de microfluidos. Nota: Este paso debe completarse dentro de 30 minutos de tratamiento del plasma, como se basa en los cambios de superficie de PDMS que ocurren durante el tratamiento de plasma. El espesor de la capa será aproximadamente 5-10 μm. Este paso requiere el uso de materiales volátiles y debe realizarse en una campana de humos químicos.<ol>
<li>Fijar una placa a 100 ° C y preparar cuatro jeringas (tres de 30 mL y 3 mL) con agujas de calibre 18 y longitud de aproximadamente 30 cm de la tubería termoplástica transparente.</li>
		<li>Llene tres jeringas de 30 mL con etanol, cloroformo y aire, respectivamente. Llene una jeringa de 3 mL con preconverted líquido (del paso de protocolo 1.3.1.)</li>
		<li>Inserte el tubo termoplástico transparente con conectores de acero inoxidable en cada uno de los orificios en el modelado PDMS, a excepción del agujero de una de las esquinas. Este agujero se utilizará como entrada, mientras que todos los demás puntos de venta.</li>
		<li>Llene el dispositivo microfluídico con preconverted líquido de la jeringa, luego coloque el dispositivo de microfluidos en el plato caliente de 100 ° C para que el vidrio inferior toca la superficie de la placa.</li>
		<li>Flujo 3 mL de líquido preconverted a través del dispositivo de microfluidos durante 10 segundos. El espesor de las paredes de cristal se ajusta cambiando la velocidad de flujo del líquido preconverted.</li>
		<li>Retire el dispositivo de microfluidos de la placa. Vuelva a colocar la jeringa de la solución preconverted con la jeringa de aire y expulsar cualquier exceso de líquido preconverted.</li>
		<li>Vuelva a colocar la jeringa de aire con la jeringa de cloroformo y flujo lentamente 15 mL de cloroformo a través del dispositivo de microfluidos. Vuelva a colocar la jeringa de cloroformo con la jeringuilla del etanol y flujo lentamente 30 mL de etanol a través del dispositivo de microfluidos. Estos pasos deben tomar aproximadamente 1 minuto.</li>
		<li>Vuelva a colocar la jeringa de etanol con el aire de la jeringa y el flujo de aire a través del dispositivo de microfluidos hasta que se seque.</li>
	</ol></li>
	<li>Aplicación de soportes para vidrio y cuenca del solvente
	<ol>
<li>75 × 10 × 1 mm de corte tiras de vidrio de 75 x 25 x 1 mm vidrio portaobjetos.</li>
		<li>Aplicar Imprimación UV a las tiras de vidrio. Coloque el dispositivo de microfluidos en las tiras, con la cara PDMS hacia arriba. Mueva bajo fuente de luz de UV de baja intensidad durante 5 minutos.</li>
		<li>Corte un 30 × 30 mm cuadrado de PDMS. Con un punch de biopsia, corte un agujero lo suficientemente grande como para cubrir la cámara de muestra de 10 mm.</li>
		<li>Colóquela la PDMS cuadrados y dispositivo de microfluidos en el plasma, luego poner la válvula de 3 vías a la posición de apagado y encender la bomba de vacío.</li>
		<li>Espere un minuto evacuar la cámara. La válvula de 3 vías a la posición del regulador de flujo y la cámara de equilibrar durante 5 segundos.</li>
		<li>Encender interruptor de RF a medio durante 40 segundos y luego apague el interruptor de RF y la bomba de vacío.</li>
		<li>Coloque la válvula de 3 vías a la posición abierta para devolver la cámara a las condiciones atmosféricas.</li>
		<li>Retire el dispositivo de Cuenca y microfluídicos solventes de la cámara plasma y siga poniéndose en contacto con las superficies. Asegúrese de colocar el cuenca solventes sobre el compartimiento de muestra.</li>
	</ol></li>
</ol>2. μ2reología procedimiento
<ol><li>
Preparación de muestras de materia blanda
	<ol>
<li>Partículas de la sonda de lavado<ol>
<li>Pipetear agua y 0,5 μm sondas en un tubo de microcentrífuga en una proporción de agua a las sondas de 10:1. Mezclar bien utilizando pipeta mezcla, luego coloque el tubo de microcentrífuga en la microcentrífuga y vuelta a 4600 x g durante 10 minutos. Nota: La solución de sonda utilizada en este trabajo se recibió suspendidos en el agua con una concentración inicial de sólidos/volumen de 2.6%, y la concentración final de sondas de la muestra es 0.1% sólidos/volumen.</li>
			<li>Retire el tubo de microcentrífuga y pipeta hacia fuera el sobrenadante. Vuelva a colocar el sobrenadante con agua desionizada. Repetir la centrifugación por un total de tres veces.</li>
			<li>Coloque el tubo de microcentrífuga en sonicador y someter a ultrasonidos en baja durante 15 minutos para eliminar cualquier agregados.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Combinación de sondas y materia blanda. Nota: Para este procedimiento, se utilizó un gel coloidal como la muestra de materia blanda.<ol>
<li>En un 75 × 50 mm portaobjetos de vidrio, medir 1 mL de muestra del material. Pipetear 40 μl de la solución de la sonda en el centro de la muestra.</li>
			<li>Doblar suavemente la muestra con una espátula de metal hasta que totalmente combinado. Sirva la muestra en un tubo de microcentrífuga y centrifugar a 2340 x g durante 15 s para remover el aire atrapado.</li>
			<li>Llene una jeringa de 1 mL provista de una aguja de calibre 18 y tubo transparente termoplástico con la mezcla de sonda/HCO.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Transiciones de la fase consecutiva inducidas por intercambio de fluidos
	<ol>
<li>El dispositivo de microfluidos de relleno<ol>
<li>Para crear tapones de PDMS, con PDMS exceso de paso de protocolo 1.2.5, corte una sección cuadrada de 5 mm de PDMS. Usando un punzón de biopsia 0,5 mm de diámetro, orificio a medio camino en el tope PDMS. Inserte un conector de acero inoxidable en el agujero de 0,5 mm de diámetro.</li>
			<li>Conecte la tubería termoplástica a tres de los canales de entrada de la esquina y el canal de salida de la cámara de aspiración. Llene completamente el aparato con agua utilizando una jeringa conectada al dispositivo. Asegurarse de que no queden burbujas en la cámara de muestras o en los canales de microfluidos. Bloquear el orificio de la esquina restante con tapones de PDMS.</li>
			<li>El cuenca solventes debe llenarse parcialmente de paso 2.2.1.2; Si no se llena, llenar la bañera solvente con agua.</li>
			<li>La jeringa de paso protocolo 2.1.2.3, inyectar 10 μl de la mezcla de la sonda de muestreo a través del canal del centro de la cámara de la muestra a aproximadamente 2 μl/s, entonces use un tapón PDMS para bloquear el canal central de la cámara de muestras.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Recogida de datos de microrheological<ol>
<li>Gire los ajustes de la cámara a los optimizados para minimizar partículas estáticas y dinámicas, seguimiento de errores, y cambiar el objetivo de inmersión de agua × 63 pipeta una gota de agua sobre la lente.</li>
			<li>Coloque el dispositivo de microfluidos en la platina del microscopio y eleve el objetivo hasta que se centra en la muestra.</li>
			<li>Tienen videos del movimiento browniano de las sondas sobre intervalos de tiempo apropiados para la longitud total de un cambio de fase. Para la gelificación, seguir tomando videos hasta que el movimiento de la sonda se ha detenido completamente. Nota: Recopilamos datos cada 10 minutos. Si empezamos con un experimento de degradación, se recogen datos hasta que las puntas de prueba están difundiendo completamente.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Intercambio de fluidos en la cámara de la muestra (flujo por gravedad, cambio de líquidos de densidad inferiores con fluidos de densidad mayor)<ol>
<li>Retire el dispositivo de microfluidos de la platina del microscopio.</li>
			<li>El agua de la cuenca del solvente mediante una pipeta de succión, luego pipetear 4 mL de líquido de densidad más alta en la cuenca del solvente.</li>
			<li>Devuelva el dispositivo de microfluidos para la platina del microscopio y repita paso 2.2.2.3</li>
		</ol>
</li>
		<li>Intercambio de fluidos en la cámara de la muestra (flujo de succión, intercambio de fluidos de densidad más alta con fluidos de densidad baja)<ol>
<li>Retire el dispositivo de microfluidos de la platina del microscopio y quite el tapón PDMS de la cámara de succión.</li>
			<li>Inserte una jeringa con aguja calibre 18 y tubo transparente termoplástico, el canal de la cámara de aspiración y conectar la jeringa hasta una bomba de jeringa. Ajustar la bomba de jeringa para tirar de a 1 mL/min.</li>
			<li>Quitar a exceso agente gelificante en el cuenca solventes y enjuagar tres veces con agua llenando el cuenca solventes y luego aspirar hacia fuera el líquido de enjuague.</li>
			<li>Comience la succión con la bomba de jeringa añadiendo agua a la cuenca del solvente durante un minuto. No deje el cuenca solventes vacíela totalmente, ya que esto le tire aire en la cámara de muestra.
</li>
			<li>Retire la jeringa del dispositivo de microfluidos y reemplace el tapón PDMS en la cámara de succión.</li>
			<li>Devuelva el dispositivo de microfluidos para la platina del microscopio y seguir tomando las muestras</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Continúe tomando muestras a intervalos regulares durante la degradación/congelación hasta que se complete el número de ciclos o hay suficientes sondas para la medición de los ciclos.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mitchell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics-downsizing+large-scale+biology.">Microfluidics-downsizing large-scale biology.</a> Nat. Biotech. 19, 717-721 (2001).</li><li>Haber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+in+commercial+applications;+an+industry+perspective.">Microfluidics in commercial applications; an industry perspective.</a> Lab Chip. 6, 1118-1121 (2006).</li><li>Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origins+and+the+future+of+microfluidics.">The origins and the future of microfluidics.</a> Nature. 442, 368-373 (2006).</li><li>Huang, X., Raghavan, S. R., Terech, P., Weiss, R. 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Colloid Interface Sci. 179 (1), 298-310 (1996).</li><li>Mason, T. G., Weitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+measurements+of+frequency-dependent+linear+viscoelastic+moduli+of+complex+fluids.">Optical measurements of frequency-dependent linear viscoelastic moduli of complex fluids.</a> Phys. Rev. Lett. 74 (7), 1250 (1995).</li><li>Schultz, K. M., Furst, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+rheology+in+a+microfluidic+device.">High-throughput rheology in a microfluidic device.</a> Lab on a chip. 11, 3802-3809 (2011).</li><li>Abate, A. R., Lee, D., Do, T., Holtze, C., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glass+coating+for+PDMS+microfluidic+channels+by+sol-gel+methods.">Glass coating for PDMS microfluidic channels by sol-gel methods.</a> Lab Chip. 8, 516-518 (2008).</li><li>Happel, J., Brenner, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Low Reynolds Number Hydrodynamics: with special applications to particulate media. , (1965).</li></ol>

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El dispositivo de microfluidos dos capas (figura 1) se puede hacer fácilmente por siguientes microfluídicos documentado fabricación técnicas29. Soportes para vidrio se agregan a la parte inferior del dispositivo para disminuir los efectos vibracionales en el movimiento de la sonda. El portaobjetos de cristal es muy fino (0,10 mm) para acomodar la distancia del objetivo de microscopio. Esto hace que el dispositivo sensible a pequeñas vibraciones en el edificio y e...

Transiciones de fase en materia blanda pueden cambiar la estructura del andamio, que tiene implicaciones en la estabilidad final y procesamiento de los materiales1,2,3. La caracterización de los materiales blandos durante las transiciones de la fase dinámica proporciona información esencial acerca de la relación entre la estructura de equilibrio y evolución estructural y propiedades reológicas. Por ejemplo, muchos productos de cuidado del hogar requieren un cambio de fase durante el uso del consumidor. También, durante la fabricación, pasos de procesamiento, incluyendo la dilución y mezcla, puede impartir la cizalla que afectan las propiedades reológicas y la microestructura final del producto. Comprensión de las propiedades reológicas a través de un cambio de fase asegura que el producto funciona como diseñado. Además, si las fuerzas de modificar la reología a partir del material durante la fabricación, las transiciones de fase pueden producir resultados inesperados y no deseados, cambiar la función y la eficacia. En el punto de gelificación crítico, definido como el punto donde el material de las transiciones de una solución de coloides asociados o polímeros a una red de gel que atraviesan la muestra, las propiedades del material cambian drásticamente con ligeros cambios a la asociación. Cualquier modificación de la estructura en el punto crítico del gel puede afectar el producto final4. Durante estas transiciones dinámicas, materiales blandos tienen débiles propiedades mecánicas y medidas que utilizan técnicas experimentales clásicas pueden ser dentro de la medición ruido límite5,6,7. Para tener en cuenta esto, técnicas como la microrheology, que es sensible en la gama de módulos bajos (10-3 - 4 Pa), se utilizan para caracterizar el gel incipiente débil durante la evolución dinámica. Algunos materiales son susceptibles a cambios en la microestructura debido a fuerzas externas, que presenta un desafío durante la caracterización, ya que cualquier cambio de material o líquido puede afectar la estructura y, en definitiva, las propiedades del material finales. Para evitar alterar la microestructura del material, hemos desarrollado un dispositivo de microfluidos que puede intercambiar el fluido ambiental en una muestra reduciendo al esquileo. Intercambiando el ambiente líquido, cambios en las propiedades reológicas y microestructura se miden durante las transiciones de fase con aportes mínimos de corte. El dispositivo se combina con múltiples partículas microrheology (MPT) de seguimiento de una técnica llamada μ2reología. Esta técnica se utiliza para cuantificar las propiedades del material durante los cambios de fase consecutiva de un gel en respuesta a una fuerza impulsora externa. La técnica se ilustrará mediante un gel coloidal fibroso, aceite de ricino hidrogenado (HCO)9,10,11.
Andamios de gel pueden experimentar cambios en la asociación y disociación debido a su muestra medio ambiente12,13,14,15. La fuerza de gelificación y degradación son material específico y debe ser adaptado para cada material de interés. μ2reología puede utilizarse para caracterizar sistemas de gel que responden a estímulos externos, incluidas las redes coloidales y poliméricas. Alteración de pH, presión osmótica o la concentración de la sal es ejemplos de fuerzas que pueden inducir cambios en la microestructura del material de la conducción. Por ejemplo, HCO sufre transiciones de fase controlada mediante la creación de un gradiente de presión osmótica. Cuando una muestra de gel concentrada de HCO (4% en HCO) es sumergida en agua, debilitaran las fuerzas atractivas entre las partículas coloidales, causando degradación. Por otra parte, cuando una solución diluida de HCO (% en peso de 0,125 HCO) se pone en contacto con un material hidrofílico (conocido como el agente gelificante y conformada en su mayoría glicerina y surfactante), el atractivo fuerzas de retorno, provocando gelificación. Este sistema de gel se utilizará para mostrar el funcionamiento del aparato como una herramienta para medir las transiciones de fase consecutivos en una sola muestra9,10. Para caracterizar estos andamios de gel durante las transiciones dinámicas y la estructura del delicado gel incipiente en la transición de fase crítica, utilizamos MPT para caracterizar estos materiales con alta resolución espacio-temporal.
Microrheology se utiliza para determinar propiedades de gel y la estructura, especialmente en la transición crítica, de una gran variedad de materiales blandos, como los geles coloidales y poliméricos5,6,9,16. MPT es una técnica de microrheological pasiva que utiliza la microscopia video para grabar el movimiento browniano de las partículas de la sonda fluorescente incrustado dentro de una muestra. Las posiciones de la partícula a lo largo de los videos se determinan precisamente para dentro de 1/10th de un píxel utilizando clásico seguimiento algoritmos17,18. El conjunto un promedio de desplazamiento de media-squared (MSD, (Δi2(t))) se calcula a partir de estas trayectorias de la partícula. MSD se relaciona con propiedades de los materiales, tales como el cumplimiento de la fluencia, usando la relación de Stokes-Einstein generalizó17,19,20,21,22, 23. El estado del material se determina mediante el cálculo de la pendiente logarítmica de la curva MSD en función del tiempo de retraso, α,
<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/57429/57429eq1.jpg">
donde t es el tiempo de retraso y comparándolo con el exponente crítico de relajación, n. n se determina mediante la superposición de tiempo de curación, una técnica bien documentada que fue modificada para analizar datos MPT por Larsen y Furst6. Por la comparación de n α el estado del material se determina cuantitativamente. Cuando α > n el material es un sol y cuando α < n el material es un gel. Trabajo previo ha caracterizado el sistema HCO microrheology determinar el exponente crítico relajación9. Con esta información, determinamos precisamente cuando el material de las transiciones de un gel a un sol durante un experimento. Además, se puede calcular el parámetro no-gausiano, αNG, para determinar el grado de heterogeneidad estructural de un sistema de
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/57429/57429eq2.jpg">
donde Δx(t) es el movimiento de la partícula unidimensional en la dirección x . Con el MPT, podemos caracterizar una transición de fase única, pero por la caracterización de materiales con MPT en un dispositivo de microfluidos, somos capaces de manipular el entorno fluido y recopilar datos de varias transiciones de fase en una muestra de gel solo.
Este dispositivo de microfluidos está diseñado para investigar las transiciones críticas de una muestra de gel solo que sufre cambios de fase en respuesta a cambios en el entorno fluido. El dispositivo de intercambios de líquido que rodea la muestra cuando es en el estado de gel o de sol por la muestra en su lugar para inducir una transición de fase minimizando el corte de cierre. Una cuenca de solvente se encuentra directamente encima de la cámara de muestras, que están conectados por seis canales de entrada simétricamente espaciados. Esta simetría permite el intercambio del líquido de la cuenca del solvente a la cámara muestra al crear igual presión alrededor de la muestra, trabándolo en el lugar. Ha habido varios estudios que utilizan esta técnica para sola partícula y captura de ADN, pero este trabajo escala hasta el volumen de las moléculas individuales para las muestras que son aproximadamente 10 μl24,25,26. Este diseño único permite también caracterización de la microrheological en tiempo real durante las transiciones de fase.
μ2reología es una técnica robusta que es aplicable a muchos sistemas de materia blanda. La técnica descrita en este documento fue diseñada para los geles coloidales, pero puede ser adaptado fácilmente a otros materiales tales como polímeros o soluciones micelares. Con esta técnica, determinan no sólo cómo las transiciones de fase afectan las propiedades del equilibrio material, pero pasos de tratamiento también diferentes pueden tener efectos sobre la evolución reológica del material y la estructura de andamio final duraderos y propiedades.

<table><tbody><tr><td>150 x 15 mm Petri Dish</td><td>Corning, Inc.</td><td>351058</td><td></td></tr><tr><td>75 x 50 x 0.15 mm glass slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>Custom</td><td></td></tr><tr><td>75 x 50 x 1.0 mm glass slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-C</td><td></td></tr><tr><td>75 x 25 x 1.0 mm glass Slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-A3</td><td></td></tr><tr><td>22 x 22 Glass cover slips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-542-B</td><td></td></tr><tr><td>Acetone, 99.5%</td><td>VWR Analytical</td><td>67-64-1</td><td></td></tr><tr><td>Low intensity UV source</td><td>UVP</td><td>UVL-56</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform, 99.9%</td><td>Fisher Chemical</td><td>C298-500</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Swabs</td><td>Q-tips</td><td>83289205</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, 90%</td><td>Fisher Chemical</td><td>A962-4</td><td></td></tr><tr><td>Fluoresbrite&amp;reg; YG Carboxylate Microspheres 0.50&amp;micro;m</td><td>Polysciences, Inc.&amp;nbsp;</td><td>15700-10</td><td></td></tr><tr><td>High-Intensity UV Lamp</td><td>Spectroline Corp.</td><td>SB-100P</td><td></td></tr><tr><td>Hot plate</td><td>Corning, Inc.</td><td>PC-420</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric Acid, 6N</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>3750-32</td><td></td></tr><tr><td>Methyltriethyoxysilane, 98%</td><td>Acros Organics</td><td>174622500</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5424</td><td></td></tr><tr><td>Plasma cleaner</td><td>Harrick Plasma, Inc.</td><td>PDC-32G</td><td></td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS)</td><td>Robert McKwown Company</td><td>2065622</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator</td><td>Branson, Emerson Electric</td><td>1800</td><td></td></tr><tr><td>Steel connectors, ID 0.023 inch</td><td>New England Small Tube Corp.</td><td>Custom</td><td></td></tr><tr><td>Tetraethoxysilane, 98%</td><td>Alfa Aesar</td><td>A14965</td><td></td></tr><tr><td>Thiol-ene Resin (UV curable)</td><td>Norland Products, Inc.&amp;nbsp;</td><td>NOA81</td><td></td></tr><tr><td>Transparency</td><td>Staples Inc.&amp;nbsp;</td><td>21828</td><td></td></tr><tr><td>Tygon tubing, ID 1/32 inch</td><td>McMaster-Carr</td><td>E-3603</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum oven</td><td>Fisher Scientific</td><td>282A</td><td></td></tr><tr><td>Biopsy punch 8 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>504535</td><td></td></tr><tr><td>Bioposy punch 0.5 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>504528</td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 30 mL</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 3 mL</td><td>BD</td><td>309651</td><td></td></tr><tr><td>Needle, 18 gauge</td><td>BD</td><td>305195</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifuge tube, 1.5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>22-36-320-4</td><td></td></tr><tr><td>High-speed Camera</td><td>Vision Research</td><td>Miro M120&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>Zeiss Observer, Z1</td><td></td></tr><tr><td>Syringe pump</td><td>New Era Pump Systems</td><td>NE-300</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogenated castor oil</td><td>Procter &amp;amp; Gamble</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Af&amp;iacute;cio MP 6002 Printer</td><td>Ricoh Company, Ltd.</td><td>415877</td><td></td></tr></tbody></table>

combining microfluidics and microrheology to determine rheological properties of soft matter during repeated phase transitions

La microestructura de la materia blanda directamente afecta las propiedades reológicas macroscópicas puede modificarse por factores como el cambio coloidal durante los cambios de la fase anterior y aplicado corte. Para determinar la magnitud de estos cambios, hemos desarrollado un dispositivo de microfluidos que permite repetir las transiciones de fase inducidas por el cambio de la caracterización de fluidos y microrheological circundante limitando esquileo en la muestra. Esta técnica es μ2reología, la combinación de la microfluídica y microrheology. El dispositivo de microfluidos es un diseño de dos capas con streams de entrada simétrica que entra en una cámara de muestra que atrapa a la muestra de gel en su lugar durante el intercambio de fluidos. Succión puede aplicarse lejos de la cámara de muestra para extraer fluidos en la cámara de muestras. Propiedades reológicas de los materiales se caracterizan mediante rastreo microrheology (MPT) de múltiples partículas. En el MPT, las partículas de la sonda fluorescente están incrustadas en el material y el movimiento browniano de las sondas se registra usando microscopia video. Se realiza un seguimiento del movimiento de las partículas y se calcula el desplazamiento de media-squared (MSD). MSD se relaciona con propiedades reológicas macroscópicas, utilizando a la relación de Stokes-Einstein generalizada. La fase del material se identifica por la comparación al exponente crítico relajación, determinó la superposición del tiempo de curación. Las mediciones de un gel coloidal fibroso ilustran la utilidad de la técnica. Este gel tiene una estructura delicada que puede ser irreversiblemente cuando se aplica el corte. μ2reología datos muestran que el material se equilibra repetidamente a las mismas propiedades reológicas después de cada transición de fase, lo que indica que las transiciones de fase no desempeñar un papel en los cambios microestructurales. Para determinar el papel de la corte, las muestras pueden ser esquiladas antes de la inyección en nuestro dispositivo de microfluidos. μ2reología es una técnica extensamente aplicable para la caracterización de materia blanda lo que permite la determinación de las propiedades reológicas de microestructuras delicados en una sola muestra durante las transiciones de fase en respuesta a cambios repetidos en la las condiciones ambientales circundantes.

Se construye un dispositivo microfluídico dos capas con PDMS (figura 1a, b), que está estampado en un sello de microfluidos. El diseño del sello se muestra en la figura 1c. Disposición experimental incorrecta puede resultar en errores en los flujos microrheology y microfluídicos pasivos durante alrededor de intercambio fluido (figura 2). Ejemplos de incorrecta d...

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Combining Microfluidics and Microrheology to Determine Rheological Properties of Soft Matter during Repeated Phase Transitions

Demostramos la fabricación y el uso de un dispositivo de microfluidos que permite múltiples partículas seguimiento medidas de microrheology para estudiar los efectos reológicos de transiciones de fase repetidos sobre materia blanda.

La combinación de la microfluídica y Microrheology para determinar las propiedades reológicas de materia blanda durante las transiciones de fase repetido

The microstructure of soft matter directly impacts macroscopic rheological properties and can be changed by factors including colloidal rearrangement ...

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Video: Combining Microfluidics and Microrheology to Determine Rheological Properties of Soft Matter during Repeated Phase Transitions

Measuring Material Microstructure Under Flow Using 1-2 Plane Flow-Small Angle Neutron Scattering

A new small-angle neutron scattering (SANS) sample environment optimized for studying the microstructure of complex fluids under simple shear flow is presented. The SANS shear cell consists of a concentric cylinder Couette geometry that is sealed and rotating about a horizontal axis so that the vorticity direction of the flow field is aligned with the neutron beam enabling scattering from the 1-2 plane of shear (velocity-velocity gradient, respectively). This approach is an advance over previous shear cell sample environments as there is a strong coupling between the bulk rheology and microstructural features in the 1-2 plane of shear. Flow-instabilities, such as shear banding, can also be studied by spatially resolved measurements. This is accomplished in this sample environment by using a narrow aperture for the neutron beam and scanning along the velocity gradient direction. Time resolved experiments, such as flow start-ups and large amplitude oscillatory shear flow are also possible by synchronization of the shear motion and time-resolved detection of scattered neutrons. Representative results using the methods outlined here demonstrate the useful nature of spatial resolution for measuring the microstructure of a wormlike micelle solution that exhibits shear banding, a phenomenon that can only be investigated by resolving the structure along the velocity gradient direction. Finally, potential improvements to the current design are discussed along with suggestions for supplementary experiments as motivation for future experiments on a broad range of complex fluids in a variety of shear motions.

A shear cell is developed for small-angle neutron scattering measurements in the velocity-velocity gradient plane of shear and is used to characterize complex fluids. Spatially resolved measurements in the velocity gradient direction are possible for studying shear-banding materials. Applications include investigations of colloidal dispersions, polymer solutions, and self-assembled structures.

Medición material Microestructura Bajo Flujo de 1-2 Plano de Flujo de ángulo pequeño dispersión de neutrones

A new small-angle neutron scattering (SANS) sample environment optimized for studying the microstructure of complex fluids under simple shear flow is ...

Investigación

Ingeniería

Synthesis of Poly(N-isopropylacrylamide) Janus Microhydrogels for Anisotropic Thermo-responsiveness and Organophilic/Hydrophilic Loading Capability

Janus microparticles are compartmentalized particles with differing molecular structures and/or functionality on each of their two sides. Because of this unique property, Janus microparticles have been recognized as a new class of materials, thereby attracting a great deal of attention from various research fields. The versatility of these microparticles has been exemplified through their uses as building blocks for self-assembly, electrically responsive actuators, emulsifiers for painting and cosmetics, and carriers for drug delivery. This study introduces a detailed protocol that explicitly describes a synthetic method for designing novel Janus microhydrogels composed of a single base material, poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAAm). Janus microdroplets are firstly generated via a hydrodynamic focusing microfluidic device (HFMD) based on the separation of a supersaturated aqueous NIPAAm monomer solution and subsequently polymerized through exposure to UV irradiation. The resulting Janus microhydrogels were found to be entirely composed of the same base material, featured an easily identifiable compartmentalized morphology, and exhibited anisotropic thermo-responsiveness and organophilic/hydrophilic loading capability. We believe that the proposed method introduces a novel hydrogel platform with the potential for advanced synthesis of multi-functional Janus microhydrogels.

Synthesis of PolyN-isopropylacrylamide Janus Microhydrogels for Anisotropic Thermo-responsiveness and Organophilic/Hydrophilic Loading Capability

We present a protocol to synthesize Janus microhydrogels composed entirely of the same base material, poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAAm), with a clearly compartmentalized structure base on the phase separation of a supersaturated NIPAAm monomer solution. The synthesized Janus microhydrogels show unique properties such as anisotropic thermo-responsiveness and organophilic/hydrophilic loading capability.

Síntesis de Poli (<em&gt; N</em&gt; -isopropylacrylamide) Janus Microhydrogels para anisotrópico Thermo-respuesta y la organófila / hidrofílico La capacidad de carga

Janus microparticles are compartmentalized particles with differing molecular structures and/or functionality on each of their two sides. Because of this ...

Química

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Mezcladores de microfluidos para el estudio plegamiento de proteínas

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Bioingeniería

Phase Diagram Characterization Using Magnetic Beads as Liquid Carriers

Magnetic beads with ~1.9 &#181;m average diameter were used to transport microliter volumes of liquids between contiguous liquid segments with a tube for the purpose of investigating phase change of those liquid segments. The magnetic beads were externally controlled using a magnet, allowing for the beads to bridge the air valve between the adjacent liquid segments. A hydrophobic coating was applied to the inner surface of the tube to enhance the separation between two liquid segments. The applied magnetic field formed an aggregate cluster of magnetic beads, capturing a certain liquid amount within the cluster that is referred to as carry-over volume. A fluorescent dye was added to one liquid segment, followed by a series of liquid transfers, which then changed the fluorescence intensity in the neighboring liquid segment. Based on the numerical analysis of the measured fluorescence intensity change, the carry-over volume per mass of magnetic beads has been found to be ~2 to 3 &#181;l/mg. This small amount of liquid allowed for the use of comparatively small liquid segments of a couple hundred microliters, enhancing the feasibility of the device for a lab-in-tube approach. This technique of applying small compositional variation in a liquid volume was applied to analyzing the binary phase diagram between water and the surfactant C12E5 (pentaethylene glycol monododecyl ether), leading to quicker analysis with smaller sample volumes than conventional methods.

Here, we present a protocol to investigate multi-component phase diagrams using externally controlled magnetic beads as liquid carriers in a lab-in-tube approach. This approach can aid in applications that seek to gather further information on phase change in complex liquid systems.

Fase Diagrama Caracterización utilizando perlas magnéticas como vehículos líquidos

Magnetic beads with ~1.9 &#181;m average diameter were used to transport microliter volumes of liquids between contiguous liquid segments with a tube for ...

Dielectric RheoSANS &#8212; Simultaneous Interrogation of Impedance, Rheology and Small Angle Neutron Scattering of Complex Fluids

A procedure for the operation of a new dielectric RheoSANS instrument capable of simultaneous interrogation of the electrical, mechanical and microstructural properties of complex fluids is presented. The instrument consists of a Couette geometry contained within a modified forced convection oven mounted on a commercial rheometer. This instrument is available for use on the small angle neutron scattering (SANS) beamlines at the National Institute of Standards and Technology (NIST) Center for Neutron Research (NCNR). The Couette geometry is machined to be transparent to neutrons and provides for measurement of the electrical properties and microstructural properties of a sample confined between titanium cylinders while the sample undergoes arbitrary deformation. Synchronization of these measurements is enabled through the use of a customizable program that monitors and controls the execution of predetermined experimental protocols. Described here is a protocol to perform a flow sweep experiment where the shear rate is logarithmically stepped from a maximum value to a minimum value holding at each step for a specified period of time while frequency dependent dielectric measurements are made. Representative results are shown from a sample consisting of a gel composed of carbon black aggregates dispersed in propylene carbonate. As the gel undergoes steady shear, the carbon black network is mechanically deformed, which causes an initial decrease in conductivity associated with the breaking of bonds comprising the carbon black network. However, at higher shear rates, the conductivity recovers associated with the onset of shear thickening. Overall, these results demonstrate the utility of the simultaneous measurement of the rheo-electro-microstructural properties of these suspensions using the dielectric RheoSANS geometry.

Here, we present a procedure for the measurement of simultaneous impedance, rheology and neutron scattering from soft matter materials under shear flow.

RheoSANS dieléctricas - La interrogación simultánea de impedancia, reología y ángulo pequeño dispersión de neutrones de Fluidos Complejos

A procedure for the operation of a new dielectric RheoSANS instrument capable of simultaneous interrogation of the electrical, mechanical and ...

Fabricating High-viscosity Droplets using Microfluidic Capillary Device with Phase-inversion Co-flow Structure

The generation of monodisperse droplets with high viscosity has always been a challenge in droplet microfluidics. Here, we demonstrate a phase-inversion co-flow device to generate uniform high-viscosity droplets in a low-viscosity fluid. The microfluidic capillary device has a common co-flow structure with its exit connecting to a wider tube. Elongated droplets of the low-viscosity fluid are first encapsulated by the high-viscosity fluid in the co-flow structure. As the elongated low-viscosity droplets flow through the exit, which is treated to be wetted by the low-viscosity fluid, phase inversion is then induced by the adhesion of the low viscosity droplets to the tip of the exit, which results in the subsequent inverse encapsulation of the high-viscosity fluid. The size of the resultant high-viscosity droplets can be adjusted by changing the flow rate ratio of the low-viscosity fluid to the high-viscosity fluid. We demonstrate several typical examples of the generation of high-viscosity droplets with a viscosity up to 11.9 Pas, such as glycerol, honey, starch, and polymer solution. The method provides a simple and straightforward approach to generate monodisperse high-viscosity droplets, which may be used in a variety of droplet-based applications, such as materials synthesis, drug delivery, cell assay, bioengineering, and food engineering.

A phase-inversion co-flow device is demonstrated to generate monodisperse high-viscosity droplets above 1 Pas, which is difficult to realize in droplet microfluidics.

Fabricación de gotas de alta viscosidad usando dispositivos capilares microfluídicos con estructura de flujo de co inversión de fase

The generation of monodisperse droplets with high viscosity has always been a challenge in droplet microfluidics. Here, we demonstrate a phase-inversion ...

Controlled Microfluidic Environment for Dynamic Investigation of Red Blood Cell Aggregation

Blood, as a non-Newtonian biofluid, represents the focus of numerous studies in the hemorheology field. Blood constituents include red blood cells, white blood cells and platelets that are suspended in blood plasma. Due to the abundance of the RBCs (40% to 45% of the blood volume), their behavior dictates the rheological behavior of blood especially in the microcirculation. At very low shear rates, RBCs are seen to assemble and form entities called aggregates, which causes the non-Newtonian behavior of blood. It is important to understand the conditions of the aggregates formation to comprehend the blood rheology in microcirculation. The protocol described here details the experimental procedure to determine quantitatively the RBC aggregates in microcirculation under constant shear rate, based on image processing. For this purpose, RBC-suspensions are tested and analyzed in 120 x 60 &#181;m poly-dimethyl-siloxane (PDMS) microchannels. The RBC-suspensions are entrained using a second fluid in order to obtain a linear velocity profile within the blood layer and thus achieve a wide range of constant shear rates. The shear rate is determined using a micro Particle Image Velocimetry (&#181;PIV) system, while RBC aggregates are visualized using a high speed camera. The videos captured of the RBC aggregates are analyzed using image processing techniques in order to determine the aggregate sizes based on the images intensities.

The protocol described details an experimental procedure to quantify Red Blood Cell (RBC) aggregates under a controlled and constant shear rate, based on image processing techniques. The goal of this protocol is to relate RBC aggregate sizes to the corresponding shear rate in a controlled microfluidic environment.

Medio Ambiente Microfluidic controlada de Investigación Dinámica de agregación de glóbulos rojos

Blood, as a non-Newtonian biofluid, represents the focus of numerous studies in the hemorheology field. Blood constituents include red blood cells, white ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analizando Mezcla falta de homogeneidad en un dispositivo de microfluidos por Microscale Schlieren Técnica

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances (EPS). The EPS serves as a physical and protective scaffold that houses the bacterial cells and consists of a variety of materials that includes proteins, exopolysaccharides and DNA. The composition of the EPS may change, which remodels the mechanic properties of the biofilm to further develop or support alternative biofilm structures, such as streamers, as a response to environmental cues. Despite this, there are little quantitative descriptions on how EPS components contribute to the mechanical properties and function of biofilms. Rheology, the study of the flow of matter, is of particular relevance to biofilms as many biofilms grow in flow conditions and are constantly exposed to shear stress. It also provides measurement and insight on the spreading of the biofilm on a surface. Here, particle-tracking microrheology is used to examine the viscoelasticity and effective crosslinking roles of different matrix components in various parts of the biofilm during development. This approach allows researchers to measure mechanic properties of biofilms at the micro-scale, which might provide useful information for controlling and engineering biofilms.

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Particle-tracking microrheology investigates the viscoelasticity of materials. Here, the technique is used to determine the viscoelasticity, creep compliance and effective crosslinking roles of different matrix components of a bacterial biofilm. The matrix consists of polymeric substances secreted by the bacteria and its components determine biofilm structure and mechanical properties.

En Mapping in situ de las propiedades mecánicas de biopelículas por partículas de seguimiento Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances ...

High-Contrast and Fast Photorheological Switching of a Twist-Bend Nematic Liquid Crystal

Smart viscoelastic materials that respond to specific stimuli are one of the most attractive classes of materials important to future technologies, such as on-demand switchable adhesion technologies, actuators, molecular clutches, and nano-/microscopic mass transporters. Recently it was found that through a special solid-liquid transition, rheological properties can exhibit significant changes, thus providing suitable smart viscoelastic materials. However, designing materials with such a property is complex, and forward and backward switching times are usually long. Therefore, it is important to explore new working mechanisms to realize solid-liquid transitions, shorten the switching time, and enhance the contrast of rheological properties during switching. Here, a light-induced crystal-liquid phase transition is observed, which is characterized by means of polarizing light microscopy (POM), photorheometry, photo-differential scanning calorimetry (photo-DSC), and X-ray diffraction (XRD). The light-induced crystal-liquid phase transition presents key features such as (1) fast switching of crystal-liquid phases for both forward and backward reactions and (2) a high contrast ratio of viscoelasticity. In the characterization, POM is advantageous in offering information on the spatial distribution of LC molecule orientations, determining the type of liquid crystalline phases appearing in the material, and studying the orientation of LCs. Photorheometry allows measurement of a material&#8217;s rheological properties under light stimuli and can reveal the photorheological switching properties of materials. Photo-DSC is a technique to investigate thermodynamic information of materials in darkness and under light irradiation. Lastly, XRD allows studying of microscopic structures of materials. The goal of this article is to clearly present how to prepare and measure the discussed properties of a photorheological material.

This protocol demonstrates the preparation of a photorheological material that exhibits a solid phase, various liquid crystalline phases, and an isotropic liquid phase by increasing temperature. Presented here are methods for measuring the structure-viscoelasticity relationship of the material.

Cambio fotorreológico rápido y de alto contraste de un cristal líquido nemático Twist-Bend

Smart viscoelastic materials that respond to specific stimuli are one of the most attractive classes of materials important to future technologies, such ...