Name: cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice at JoVE.com

Este trabajo es apoyado por la American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) y NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Preparativos conductancia catéter y calibración de presión <ol><li> Conecte el catéter de conductancia al módulo catéter hemodinámica. Calibrar electrónicamente mediciones de la presión y el volumen mediante el registro de la presión preestablecida y el volumen establecido en el módulo de sonda. Grabar un rastreo de 0 mm Hg y 25 mm Hg (Figura 1A) y asignar las tensiones a ambos trazados de presión (Figura 1B y 1C). Del mismo modo, grabar un trazado volumen de 5 RVU y 25 RVU (Figura 1D) y asignar las tensiones a ambos trazados volumen (1E y 1F). </li><li> Confirme la calibración de presión electrónico con una calibración de presión manual, utilizando un esfigmomanómetro de columna de mercurio. Coloque el puerto manguito del esfigmomanómetro con una llave de paso de 3 vías. Llene un sistema de válvula hemostática de 3 puertos, a menudo utilizado para la angioplastia coronaria, con agua RT utilizando el puerto de lado. <ol><li> Coloque la punta de un catéter de conductancia en la válvula hemostática lleno de fluido y seguro suavemente ingenioHout retorcimiento del catéter. Conecte la válvula hemostática para el esfigmomanómetro e inflar hasta 200 mmHg y el bloqueo de 3 vías llave de paso. Examinar si la presión medida se corresponde con la presión de inflado del esfigmomanómetro. </li></ol></li><li> Place catéter en solución salina calentada a 37 ° C que está en el nivel de la presión campo de operación y medir. Ajuste el control de presión hasta que las presiones registradas está en cero. </li></ol> 2. Anestesia / intubación <ol><li> Administrar ketamina / xilazina (80-100 / 10 kg mg -1) como una inyección intraperitoneal. Nota: agentes anestésicos alternativos pueden ser utilizados. Una extensa lista de anestésicos se proporcionan en las revisiones anteriores de esta técnica 11,12. Anestesia adecuada puede ser confirmado por pizca de cola suave. </li><li> Una vez anestesiado, afeitarse el cuello y el pecho con cortar el pelo y el lugar en una almohadilla caliente. Mantener la temperatura rectal del ratón en 36,5 a 37,5 ºC. Las bajas temperaturas del cuerpodará lugar a ritmos cardíacos deprimidos. Aplique ungüento para los ojos para evitar la sequedad </li><li> Haga una incisión en la línea media en el cuello y diseccionar los músculos traqueales para exponer la tráquea. Coloque un tubo endotraqueal a través de la boca, mientras que la visualización de la tráquea para asegurar la intubación, y conectar con el respirador. </li><li> Mantener ratón en el ventilador durante el procedimiento. Configuración del conjunto de ventilador basan en el peso de los animales a lo descrito previamente 11. Volumen corriente (ml) = 6,2 x (peso de los animales en kilogramos) 1.01 y la frecuencia respiratoria = 53,5 x (peso de los animales en kilogramos) -0.26. </li></ol> 3. Colocación de la conductancia catéter en la cámara LV <ol><li> Enfoque de la carótida <ol><li> Para asegurar la esterilidad, dos conjuntos de instrumentos quirúrgicos estériles son uno Used- para la incisión inicial en la piel y uno para operar en la toracotomía. Los instrumentos deben ser descontaminados utilizando un esterilizador seco entre los animales durante una sesión quirúrgica individuo unand autoclave al final de cada día quirúrgico. </li><li> Después de que la piel ha sido descontaminado con tres ciclos de un exfoliante de la piel Clorhexidina + alcohol (solución de alcohol / 70% de clorhexidina al 0,5%), realizar una incisión sobre la carótida derecha desde la mandíbula al esternón. Diseccionar el tejido circundante para exponer la carótida derecha, y cortar el nervio vago, que corre junto a la carótida. </li><li> Coloque una sutura de seda 6-0 estéril alrededor del extremo distal (lejos del pecho) de la arteria carótida, la corbata y seguro. Coloque dos suturas adicionales debajo de la arteria carótida proximal (más cerca en el pecho) a la primera sutura, sin apretar atar la sutura media. Tire suavemente la sutura proximal y asegurar sujetando a la piel. Asegúrese de que la arteria carótida se ha sujetado tanto proximal y distal antes de proceder. </li><li> Hacer una pequeña incisión en la arteria carótida R., proximal a la primera sutura, y se extienden longitudinalmente hacia el pecho. </li><li> Inserte la punta del catéter de conductancia,empapado previamente en solución salina caliente durante 30 min, en el recipiente a través de la incisión y asegurar el catéter usando la sutura media. </li><li> Avanzar suavemente el catéter en el ventrículo izquierdo a través de la carótida, mientras ve el bucle presión-volumen de rastreo para asegurar la colocación correcta. Nota: La ubicación óptima del catéter debe producir bucles de presión-volumen que aparecen rectangular (Ver Figura 2). Si se encuentra cualquier resistencia al paso del catéter, tire suavemente hacia adelante y avanzar de nuevo con una suave presión. Rotación suave del catéter puede ayudar con la colocación en el ventrículo izquierdo. Forzar el catéter de conductancia puede llevar a complicaciones cardiovasculares graves o daños al catéter. </li><li> Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario (Figura 2). </li></ol></li><li> Enfoque Apical <ol><li> En un ratón anestesiado y ventilado, hacer una incisión from el proceso xifoides y cortar a través de la pared torácica lateralmente hasta que el diafragma es visible. </li><li> Cortar aunque el diafragma y visualizar el vértice del corazón. </li><li> Insertar el catéter de conductancia en el ápex del ventrículo izquierdo a través de una herida de arma blanca aguja (usando una aguja G 25-30), hasta que el electrodo proximal está justo en el interior del ventrículo. </li><li> Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario. </li></ol></li></ol> 4. Varying poscarga Usando transitoria oclusión aórtica <ol><li> Para realizar la oclusión aórtica transitoria, hacer una pequeña incisión horizontal en la parte superior del pecho y diseccionar el tejido circundante para exponer la aorta transversal. </li><li> Colocar una ligadura de seda 6-0 por debajo de la aorta transversal. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja, suave y lentamente elevar la sutura durante 1-2 seg, y liberar lentamente la tensión. </li&gt; <li> Repita este procedimiento, hasta tres grabaciones óptimas separados están hechos del mismo animal. Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y un aumento constante de la presión sistólica finales durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 3A y 3C). </li></ol> 5. Variación de precarga Usando transitoria vena cava inferior Oclusión (IVC) <ol><li> Para llevar a cabo la oclusión transitoria vena cava inferior, hacer una incisión horizontal debajo de la apófisis xifoides, debajo del diafragma para exponer la IVC. </li><li> Coloque una ligadura de seda 6-0 por debajo de la IVC. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja; suave y lentamente aumentar la sutura durante 1.2 segundos, y suelte lentamente la tensión. IVC oclusión también se puede realizar por la aplicación suave de presión usando un hisopo de algodón con punta. </li><li> Repita este procedimiento hasta tres grabaciones óptimas separados son made del mismo animal. Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y una caída constante de la presión diastólica final del ventrículo izquierdo durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 4A y 4B). </li></ol> 6. Saline Calibración <ol><li> En la conclusión del estudio, una conductancia en paralelo (V p) valor puede ser obtener mediante la inyección de un bolo de 10 l de solución salina hipertónica (15%) en el animal a través de la vena yugular (Figura 5A y 5B). Nota: Esta bolo causará un aumento aparente en volumen con ningún cambio en la presión. Esta aparente cambio de volumen es el resultado de un cambio en la conductancia de la acumulación de sangre en lugar de debido a un aumento real en volumen. Una disminución transitoria de la dP / dt max puede ser observado, como solución salina hipertónica tiene un efecto inotrópico negativo 13. El V p calculada se puede introducir en el volumen de la presión software de análisis de bucle a lo largocon los parámetros de calibración y cubeta para convertir de RVU en microlitros. </li></ol> 7. Cubeta de calibración <ol><li> Para realizar una calibración de cubeta, coloque una cubeta con pozos de diámetros conocidos proporcionadas por el fabricante en una almohadilla eléctrica o un baño de agua se calienta a 37 ºC. Rellene los primeros 4-5 agujeros con sangre heparinizada caliente fresca de los ratones sometidos a evaluaciones hemodinámicas. Nota: Una calibración cubeta permite una evaluación precisa del ventrículo izquierdo charco de sangre utilizando la sangre de ratón y permite la conversión de los datos de volumen de RVU a microlitros. </li><li> Insertar el catéter de conductancia en el primer pocillo, hasta que se sumergen todos los electrodos. Mueva suavemente el catéter en el pozo, lo que generará la variación UVR. </li><li> Registrar los cambios de conductancia en el canal de volumen en UVR. Seleccionar la más alta RVU para la calibración. Nota: El volumen de los pocillos o bien se puede calcular mediante 1) utilizando la ecuación para el volume de un cilindro, donde el radio es el de la bien cubeta y la longitud se basa en la longitud entre los dos electrodos de detección de interiores o 2) el control en las instrucciones del fabricante. La salida de la conductancia se puede correlacionar con los volúmenes conocidos para desarrollar una ecuación de calibración que convierte los datos de RVU en 11 microlitros. </li></ol> 8. Eutanasia <ol><li> A la conclusión del protocolo, los ratones se sacrificaron por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia. </li><li> Con el fin de asegurar la muerte, los ratones que tienen dislocación cervical sufrido deben someterse a un método secundario de la eutanasia. Utilizamos desangrado bajo anestesia, con la recolección de tejido cardíaco para la experimentación, o toracotomía bilateral bajo anestesia. </li></ol> 9. Análisis de datos usando Volumen Presión Loop Software de Análisis <ol><li> Calcular V p de Saline calibración <ol><li> Seleccione la presión y el volume bucles obtenidos durante la expulsión de la solución salina hipertónica (Figura 5A y 5B) </li><li> Exportación bucles de software de análisis de volumen de presión. Elija la opción para la calibración Saline (Figura 5C) </li><li> Registre el valor V p calculado (Figura 5D). Nota: El valor de p V se calcula mediante la identificación de la intersección del volumen 1) End-diastólica vs. volumen sistólico final de la calibración de solución salina y 2) línea de volumen volumen = final sistólica diastólica final. La intersección de estas líneas proporciona la V p, que se calcula por el volumen de presión software de análisis de bucle. </li></ol></li><li> Introduzca la conductancia de volumen (RVU) en relación con opciones de canales de volumen (Figura 1F) </li><li> Mida relación bucle presión-volumen de línea de base <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen, una vez se ha alcanzado el estado de equilibrio (Figura 2A) y la exportación a análisis suaveWare. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 2B) </li><li> Utilice el valor p V para corregir la conductancia en paralelo. Elija la opción &quot;Estado Estacionario&quot; y generar una tabla resumen hemodinámica (Figura 2C) </li></ol></li><li> Medida bucle relación presión-volumen durante la constricción de la aorta <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a la constricción de la aorta antes del aumento de las presiones telediastólica (Figura 3A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 3C) </li><li> Seleccione el análisis &quot;contractilidad&quot; (Figura 3B), que calculará el volumen de presión Relación de fin sistólica (ESPVR) </li></ol></li><li> Medida bucle relación presión-volumen durante IVC Constricción <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a IVC constricción (Figure 4A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 4B) </li><li> Seleccione el análisis &quot;contractilidad&quot; (Figura 3B), que calculará precarga reclutable Trabajo Carrera (PRSW) (Figura 4C), Máximo dP / dt vs EDV (Figura 4D), así como la ESPVR y la relación volumen de la presión diastólica final (Figura 4E) </li></ol></li></ol>

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Los autores no tienen nada que revelar.

Se describe un método para el análisis perfoming bucle presión-volumen con un catéter de conductancia en ratones, para derivar el análisis exhaustivo de tanto la contractilidad cardíaca y la relajación. Suga, Sagawa y sus colegas utilizaron presión-volumen bucles para definir medidas de la contractilidad cardíaca, específicamente la pendiente de la ESPVR, o la elastancia telesistólico (s E), y E máx. Elastancia, definido por la relación de la presión a volumen (P / V), varía a lo largo de la duración de la sístole. Durante cada sístole, la elastancia instantánea es dependiente de la frecuencia cardíaca y la contractilidad cardíaca, pero es en gran medida independiente de la precarga o la poscarga 3,17. Por lo tanto, la elastancia de pico o E max se utiliza para definir la contractilidad cardíaca que es mayormente independiente de las condiciones de carga de ciclos cardiacos individuales 18. Un término contractilidad estrechamente relacionados, E es está definida por la pendiente de la ESPVR sobre una serie de ciclos cardíacos en una estafa establecondición. Mientras que E es Aparece lineal en un rango limitado de cargas, es E puede ser curvilínea y curvilinearity se correlaciona con el estado contráctil 19. Un aumento en es E o E max indica un aumento de la contractilidad y una disminución denota la contractilidad disminuida. Además de E es o Emax, los datos del bucle presión-volumen se pueden utilizar para derivar índices de contractilidad alternativos como: relación dP / dtmax-EDV 20, trabajo sistólico-precarga reclutable (PRSW) 21 o máximas relaciones poder-EDV 22. Estos parámetros alternativos examinar la respuesta cardiaca a través de una gama de precargas y se pueden obtener con IVC constricción. Vale la pena señalar que, si bien es relativamente ESPVR carga-independiente, esto no es absoluto. Existen diferencias en ESPVRs derivados de constricción de la aorta o IVC 23, con constricción de la aorta que tiene un mayor impacto en la duración de la sístole y el grado de acortamiento8. Similar a la ESPVR, la relación presión-volumen telediastólico (EDPVR) proporciona una medida independiente de la carga del cumplimiento cardíaco. Esta relación se deriva mediante la identificación de las presiones diastólica final en un rango de condiciones de carga, que es entonces adaptarse a cualquiera de un modelo exponencial definida como P = α (e ß V -1) + P0 (α es un coeficiente de rigidez y escalado, ß = coeficiente de rigidez de la cámara y P 0 = presión en un volumen 0) 8 o un modelo lineal (mostrado en la Figura 4C). Análisis de bucle presión-volumen puede proporcionar información adicional sobre la función diastólica. Una medida de la relajación activa se deriva de la disminución de la presión ventricular durante la relajación isovolumétrica. El decaimiento monoexponencial de la tasa pico de relajación para el inicio de llenado del VI se expresa como la constante de tiempo t 8. La medición de la conductancia en paralelo es crítica para la evaluación de cavolumen rdiac. Aunque hemos descrito el uso de la calibración de solución salina para evaluar la conductancia en paralelo, un creciente cuerpo de literatura ha identificado métodos alternativos para evaluar la conductancia en paralelo. Calibración Saline utiliza la ecuación de Baan 9, en el que α es el factor de corrección de campo uniforme. Sin embargo, la pared del corazón en movimiento cambia el campo eléctrico elevando así la emisión de una α dinámica constante 24. Por otra parte, la contribución de la pared ventricular para la conductancia varía durante sístole y diástole, sin embargo la calibración solución salina utiliza un valor fijo para la conductancia en paralelo 24. Para solucionar esto, los conceptos de tiempo que varían de corrección de campo, denominados ecuación de Wei, y la conductancia en paralelo instantánea, denominado &quot;ingreso&quot;, se han ideado 25. Los nuevos micro-catéteres que miden la admisión se han creado y utilizado con éxito en modelos de lesión cardiaca 1. Estas tecnologías representan una significativaavance significa- en la evaluación de análisis de bucle presión-volumen. Los parámetros sistólica y diastólica obtenidos del análisis de bucle presión-volumen ofrece una evaluación integral de la función cardiaca. La exactitud y precisión de estos análisis dependen de atención al detalle experimental. Para obtener una buena calidad bucles de presión-volumen cardíaco en ratones, un operador diestro es crucial. Además, se debe tener cuidado en la selección de la anestesia, la ventilación adecuada, la temperatura corporal, y el posicionamiento del catéter en el LV. El análisis correcto de los datos obtenidos dependerá de instrumento coherente, solución salina y calibración cubeta. Estos aspectos se destacan en estos métodos escritos y el video que acompaña deben proporcionar un marco sobre el que embarcarse en estos estudios de fisiología cardíaca. Solución de problemas 1. La hipotensión o bradicardia en un estado basal: la presión arterial ratón normal y el corazón rcomieron han sido resumidos por en críticas anteriores de este tema 11. a) Asegúrese de que la temperatura del cuerpo está por encima de 36 ºC con un termómetro rectal. Si debajo de 36 ºC, una almohadilla eléctrica o lámparas de calefacción se pueden utilizar para elevar la temperatura del cuerpo del ratón. b) Evaluar para el sangrado durante el procedimiento quirúrgico. La hemostasia se puede lograr con la presión manual o con cauterio. Pérdida de volumen significativo puede ser tratada con bolos de fluidos salinos. c) Evaluar si el ratón está sobre anestesiados. Si esto se sospecha, bolos de fluidos salinos se pueden utilizar para tratar la hipotensión. Es de destacar que la ketamina / xilazina, que se utiliza para los experimentos demostrado, puede ser cardiodepressive. Alternativamente, la anestesia inhalados utilizando isoflurano (3-4% de inducción, mantenimiento 1,5% mezclado con 95% de oxígeno y 5% de CO 2) pueden ser sustituidos. Agentes anestésicos alternativos como uretano (800 mg kg -1) / etomidato (5-10mg kg -1) / morfina (2 mg kg -1) o sodio pentobarbital (de 40-80 mg kg -1) se pueden administrar por vía intraperitoneal 11. 2. El ruido en los canales de presión o de volumen: Esto puede ser el resultado de la interferencia electromagnética o un catéter de conductancia rota / sucio. Hacer una evaluación cuidadosa de los dispositivos electrónicos que pueden contribuir a la interferencia. Si el ruido persiste, examine el catéter de conductancia bajo un microscopio para evaluar el material adherente o daños en la punta del catéter. Si está disponible, trate de un catéter de conductancia fresca para ver si se soluciona el problema. 3. El registro del volumen se desplaza a través del tiempo: Esto puede ser debido a una inadecuada tiempo de calentamiento para el módulo de hemodinámica. Deje que el módulo se caliente durante 30 minutos antes de los pasos de calibración y análisis. 5. lectura de volumen es mayor de lo esperado: Esto puede ocurrir si el volumen medido no ha sido corregido por la conductancia en paralelo. Perform la calibración de solución salina se indica en el paso 6 de protocolo para obtener la conductancia en paralelo. 6. Pobre volumen de presión calidad bucles: El bucle ideales de presión-volumen tiene una apariencia cuadrada o rectangular (véase la Figura 2, por ejemplo). Si la forma del bucle es irregular, manipular o retorcer el catéter de la conductancia en la cavidad LV para ver si se cambia la forma del bucle suavemente. Nuestro enfoque preferido para el acceso a la LV es a través de la arteria carótida (Protocolo paso 3.1), ya que no es necesario abrir el pecho, lo que puede afectar la hemodinámica. Sin embargo, el enfoque de la carótida puede ser propenso a un artefacto catéter bucles irregulares. Por lo tanto, un enfoque apical (Protocolo de paso 3.2) se puede utilizar para solucionar este problema.

Análisis de bucle de volumen de la presión cardíaca proporciona información detallada de la función cardíaca y son el estándar de oro para la evaluación funcional 1. Mientras que las técnicas de imagen como la ecocardiografía o resonancia magnética cardiaca proporcionan medidas funcionales, estas medidas son altamente dependientes de las condiciones de carga. Medidas independiente de la carga de la contractilidad cardíaca y la relajación requieren mediciones dinámicas de la presión ventricular y la relación volumen en un intervalo de precarga y la poscarga. Esta comprensión de la relación presión-volumen surge del trabajo pionero de Sagawa y colegas 2,3. Demostraron en ex vivo corazones perfundidos canina que las medidas derivadas de la contractilidad del bucle presión-volumen fueron independientes de las condiciones de carga 4. En la aplicación in vivo de estos análisis se hizo posible con el desarrollo de catéteres de conductancia en los años 1980. Este avance técnico permitido Kass y sus colaboradores para llevar a cabo el análisis de bucle presión-volumen en humanos 5,6. La miniaturización de los catéteres de conductancia y mejoras en las técnicas quirúrgicas en el finales de 1990 de 7 hizo el análisis de la función cardiaca roedor viable, lo que permite estudios genéticos y farmacológicos a realizar. Este avance tiene ya lugar a la utilización generalizada de análisis de bucle presión-volumen y ha generado una gran cantidad de información sobre la fisiología cardiaca de los mamíferos. Un concepto clave en el uso de catéteres de conductancia y la interpretación de los datos obtenidos a partir de que es la relación entre el volumen y la conductancia. La conductancia es inversamente proporcional a la tensión, que se mide usando un catéter con electrodos colocados de manera proximal, por lo general colocados debajo de la válvula aórtica, y distalmente, en el ápice LV 8. Los cambios en la tensión o de la conductancia se mide por cambios en la corriente que fluye desde proximal a distal del electrodo. Aunque la piscina de sangre contribuyens de manera significativa a la conductancia, la contribución de la pared ventricular, denominado conductancia en paralelo (V p), a la conductancia medida se debe restar de obtener mediciones de volumen LV absolutos. Los métodos para llevar a cabo esta corrección, llamada una calibración de solución salina, se discuten en el protocolo a continuación. La relación matemática entre la conductancia y el volumen, descrito por Baan y sus colegas, es que el volumen = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), donde α = factor de corrección de campo uniforme, ρ = resistividad de la sangre, L = distancia entre los electrodos, G = conductancia y G p = conductancia no sangre 9. Es de destacar que el factor de corrección de campo uniforme en ratones se aproxima a 1,0 debido a los volúmenes de cámara pequeñas 10. Junto con transductores de presión, el catéter de conductancia proporciona datos de presión y volumen simultánea en tiempo real. Pressu Cardiacare-volumen de análisis presenta ventajas particulares sobre otras medidas de la función cardiaca, ya que permiten la medición de la función ventricular independiente de las condiciones de carga y de la frecuencia cardíaca. De carga independiente índices cardíacos específicos de la contractilidad incluyen: relación del volumen final de la presión sistólica (ESPVR), d P / d t max relación volumen--end diastólica, elastancia máxima (Emax) y precarga trabajo sistólico reclutable (PRSW). Una medida independiente de la carga de la función diastólica es la relación volumen de la presión diastólica final (EDPVR) 11. El siguiente protocolo describe la realización del análisis de bucle de volumen de presión cardiaca, utilizando tanto la carótida y un enfoque apical. Si bien la metodología para llevar a cabo estos estudios se han descrito en detalle previamente 8,11, vamos a revisar los pasos clave para obtener mediciones de presión-volumen precisos, incluyendo tanto la solución salina y la calibración cubeta de corrección, y proporcionar una demostración visual de thesprocedimientos e. La investigación con animales llevados a cabo para este estudio fue manejado de acuerdo a los protocolos aprobados y normas de bienestar animal de Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Duke Medical Center.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xylazine)&amp;nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA no. 139-236</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anesthesia machine</td></tr><tr><td>Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Tubing kit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-1049</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket&amp;nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Illuminator</td><td>Cole&amp;ndash;Parmer</td><td>41720</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Graefe forceps, curved&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Moria MC31 forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Mayo scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Halsey needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Olsen&amp;ndash;Hegar needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>disposable underpads</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Sterile gauze sponges, sterile&amp;nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators, sterile&amp;nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Surgical suture,&amp;nbsp; silk, 6-0&amp;nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>1 cc Insulin syringes&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Access 9 Hemostasis Valve</td><td>Merit Medical&amp;nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>1.4F conductance catheter&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamic software</td></tr><tr><td>animal clipper</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr></tbody></table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Análisis bucle presión-volumen se puede utilizar para medir la función cardiaca en ratones modificados genéticamente o ratones sometidos a 14,15 estudios fármaco 16. Bucles de volumen de presión representativos se proporcionan desde el trabajo publicado previamente 16 que investiga el efecto de ß-Arrestin sesgada ligando AT1R, TRV120023. Para probar si TRV120023 afecta a la función cardíaca in vivo, se realizó un análisis bucle presión-volumen en ratones de tipo salvaje que reciben bloqueadores del receptor de angiotensina convencionales y novedosos. La infusión intravenosa de TRV120023 aumentó significativamente la contractilidad cardiaca (Figura 6 y la Tabla 1, Figura modificado a partir de Kim et al. 2.012 AJP 16). Medidas de la contractilidad se derivaron de constricción de la aorta. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig1.jpg" /> Figura 1. La presión cardiaca y la calibración de volumen.<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> En el software de bucle volumen de presión, asignar canales para grabaciones de presión y de volumen. (A) Utilizando el módulo catéter hemodinámica, ajuste de volumen ajustado a 5 RVU y 25 RVU y seleccione los dos volúmenes, (B) la opción Abrir en el marco del canal expositoras grabaciones de volumen, (C ) Seleccionar conversión de unidades y abierto &quot;calibración del punto 2&quot;, seleccione &quot;punto 1&quot; y asignar como 5 RVU y seleccione &quot;punto 2&quot; y asignar un 25 RVU, (D) Presión de Ajuste a 0 mm Hg y 25 mm Hg, (E ) opciones abiertas bajo el canal que exhiben registros de presión, (F) Seleccione la conversión de unidades y abrir &quot;la calibración de 2 puntos&quot;, seleccione &quot;punto 1&quot; y asignar como 0 mm Hg y seleccione &quot;punto 2&quot; y culoIGN 25 mm Hg. Acepte las asignaciones al seleccionar &quot;OK&quot;. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig2.jpg" /> Figura 2. Hemodinámica basales <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> (A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos de representación en un estado basal, (B) de gama seleccionada espiratorio bucles de referencia de presión-volumen que han sido corregidos por la conductancia en paralelo para el análisis. (C) tabla resumen hemodinámica basal calculada a partir de bucles seleccionados ; Pes, presión sistólica final; Ped, End presión diastólica; Ves, el volumen sistólico final; Ved, End volumen diastólico; SV = Volumen Stroke <img alt="Figura 3" src= &quot;/ files / ftp_upload / 52942 / 52942fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3. La constricción aórtica Hemodinámica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> (A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante la constricción de la aorta, (B) la selección de menús para llevar a cabo el análisis de la contractilidad, (C) seleccionados bucles presión-volumen durante la constricción de la aorta para el análisis. (D) ESPVR mide desde bucles de constricción de la aorta . <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig4.jpg" /> Figura 4. IVC Constricción Hemodinámica <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </a&gt; (A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante IVC constricción, (B) seleccionadas bucles presión-volumen durante IVC constricción para el análisis. Utilizando el PV bucles de constricción IVC, precarga trabajo sistólico reclutable (C), Maximal dP / dt vs EDV (D), así como ESPVR y EDPVR se puede medir. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig5.jpg" /> Figura 5. Saline Calibración <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig5highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> (A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante la inyección de solución salina hipertónica (B) Seleccionado inyección de solución salina presión-volumen bucles f<html> o análisis. Tenga en cuenta que la presión se mantendrá constante, mientras que el volumen se incrementará significativamente, (C) la selección de menú para realizar la calibración de solución salina, (D) líneas generadas de medida de fin de sístole vs volumen diastólico final durante la inyección de solución salina y el volumen sistólico final = telediastólico volumen. La intersección de estas líneas ofrece la conductancia en paralelo de V p. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig6.jpg" /> Figura 6. Cambio en la contractilidad con la Administración de Drogas Cambio en la contractilidad cardíaca, medida por la elastancia sistólica final, evaluado en ratones de tipo salvaje tratados con solución salina, Losartan 5 mg / kg / hr o TRV023 100μg / kg / h durante 5 min. TRV023 ratones tratados desarrollaron un aumento significativo en la elastancia sistólica final en comparación con los ratones tratados Losartan. * p &lt;0,05 frente a losartán por 1-way ANOVA. ontenido &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Mesa 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942table1.jpg" /> Tabla 1. ratones de tipo salvaje; Perfil hemodinámico en Respuesta de β-arrestina 2 Biased AT1R Agonista Final de la presión sistólica (ESP) se redujo significativamente después TRV120023 (TRV) y la infusión losartán. La contractilidad cardiaca, es E y E máx se incrementó significativamente en TRV120023 100 mg · kg-1 · min -1 infusión grupo. (* p &lt;0,01; † p &lt;0,05; ‡ p &lt;0.001, n = 5-6 / grupo). valores de p reflejan comparaciones con la condición basal dentro del mismo grupo de tratamiento con el uso de 1-way ANOVA. Parámetros de la contractilidad cardíaca se obtuvieron utilizando un protocolo de constricción de la aorta. AT1R, tipo de ANG II 1 receptor; HR, la frecuencia cardíaca; EDP, la presión diastólica final; ESV, el volumen sistólico final; EDV, el volumen diastólico final; E es, elastancia sistólico final; EF, efracción de inyección; Emax, elastancia máxima; dP / dt max y dP / dt min, velocidad máxima y mínima de cambio de presión en el ventrículo, respectivamente; τ, la constante de relajación isovolumétrica. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942table1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.</a>

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Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

cardiac-pressure-volume-loop-analysis-using-conductance-catheters

Universidad San Sebastian

Research

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Biology

19.4K vistas.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 

Video: Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Investigación

Medicina

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

Patch clamp y técnicas de perfusión para el estudio de los canales iónicos expresados ​​en Xenopus Ovocitos

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Biología

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Hemodinámica Caracterización de roedores modelos de hipertensión arterial pulmonar

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Bioingeniería Humanos redes microvasculares en ratones inmunodeficientes

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Evaluación biventricular de la función cardíaca y de los asas presión-volumen mediante cateterismo torácico cerrado en ratones

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

Respuesta cardíaca a la estimulación β-adrenérgica determinada por análisis de asa presión-volumen

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Registros cerrados de bucle de presión-volumen biventricular torácico con catéteres de admisión en un modelo porcino

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Monitorización de la función cardíaca de ratas mediante la técnica de conductancia presión-volumen

Real-Time Detection of Ferulic Acid Effects on Rat Left Ventricle Using Pressure-Volume Conductivity Catheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid method for evaluating cardiac function. Real-time monitoring of cardiac function is important for drug evaluation. Under closed-chest conditions, the miniature transducer, which is an important component of the pressure-volume catheter, enters the left ventricle of the rat through the right carotid artery. The device visualizes the changes in cardiac function during the experiment in the form of a pressure-volume loop. The actual volume of the ventricle is calculated by altering the conductivity of the blood by injecting 50 &#181;L of a 20% sodium chloride solution into the rat's left jugular vein. The actual volume of the rat's ventricular cavity is calculated by measuring the conductivity of the blood in a known volume using a pressure-volume conductance catheter. This protocol allows for continuous observation of the effects of drugs on the heart and will promote the rationale for the use of specialty ethnic drugs in cardiovascular disease.

Autor destacado: Ventajas del método de medición de bucle de presión-volumen en la investigación cardiovascular

This protocol describes a method for measuring left ventricular pressure and volume using the pressure-volume conductance technique. This method enables continuous real-time monitoring of the effects of drugs on the heart.

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid ...

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

Resumen

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Capítulos en este video

Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

Patch clamp y técnicas de perfusión para el estudio de los canales iónicos expresados en Xenopus Ovocitos

Hemodinámica Caracterización de roedores modelos de hipertensión arterial pulmonar

Bioingeniería Humanos redes microvasculares en ratones inmunodeficientes

Evaluación biventricular de la función cardíaca y de los asas presión-volumen mediante cateterismo torácico cerrado en ratones

Respuesta cardíaca a la estimulación β-adrenérgica determinada por análisis de asa presión-volumen

Registros cerrados de bucle de presión-volumen biventricular torácico con catéteres de admisión en un modelo porcino

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

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Cateterismo cardíaco en ratones para medir la relación de volumen Presión: Investigar el efecto Bowditch

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Bioingeniería Humanos redes microvasculares en ratones inmunodeficientes

Evaluación biventricular de la función cardíaca y de los asas presión-volumen mediante cateterismo torácico cerrado en ratones

Respuesta cardíaca a la estimulación β-adrenérgica determinada por análisis de asa presión-volumen

Registros cerrados de bucle de presión-volumen biventricular torácico con catéteres de admisión en un modelo porcino

La medición de volumen de bucles de presión en el ratón

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Detección en tiempo real de los efectos del ácido ferúlico en el ventrículo izquierdo de rata mediante catéter de conductividad presión-volumen

Patch clamp y técnicas de perfusión para el estudio de los canales iónicos expresados en Xenopus Ovocitos