Name: simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain
Uploaded: 2015-07-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain at JoVE.com

Supported by grants from CIHR (MOP231122) and NSERC (RGPIN-2014-06503). We would like to thank Genevi&#232;ve Cyr for her help preparing experiments and supervising laboratory work. MAL received a scholarship from The Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC).

NOTA: Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con las directrices del Consejo Canadiense para la Protección de los Animales y de la junta de revisión de Ética de la Universidad de Montreal. 1. Asamblea de la pipeta de grabación por inyección <ol><li> Tire de un capilar de vidrio de aproximadamente 7 cm de largo (1 mm de diámetro exterior) con un extractor pipeta. </li><li> Romper la punta del capilar y compruebe la abertura con un microscopio óptico. Confirmar que el diámetro interior es de entre 30 micras a 40 micras. </li><li> Insertar un alambre de plata 7 cm de largo en el capilar de vidrio con aproximadamente 1 cm que sobresale del extremo no ahusada de la pipeta de vidrio. </li><li> Doble el exceso de filamento ortogonal al capilar de vidrio. </li><li> Aplicar una gota de adhesivo de plástico flexible en el eje de una aguja hipodérmica 30 G. </li><li> Inserte una aguja hipodérmica 30 G en la pipeta de vidrio de acuerdo con los esquemas presentados en la Figura 1 </strong&gt;. </li><li> Añadir un segundo recubrimiento de pegamento para asegurar un sellado adecuado de la unión entre la pipeta de vidrio y la aguja hipodérmica. </li><li> Deja la pipeta para secar con la punta hacia arriba durante aproximadamente 12 horas para asegurar un curado adecuado de la cola. El resultado final se muestra en la Figura 2. </li></ol> NOTA: Este procedimiento se realiza en experimentos agudos y esterilización de la punta de la pipeta no es necesario. 2. Preparación de los animales <ol><li> Coloque la rata en una caja de la anestesia. </li><li> Inducir la anestesia utilizando 4% isoflurano por 5 a 10 minutos. </li><li> Colocar el animal sobre una mesa estereotáxica con el cojín de calefacción y sonda rectal para mantener una temperatura corporal de 37 ° C. Use un cono de la nariz para mantener la anestesia con isoflurano 2%. Asegure la cabeza de la rata utilizando barras de oído y titular de los dientes. </li><li> Aplicar pomadas o gotas oftálmicas oculares, que incluyen 1% atropina gotas para ayudar en la dilatación de la pupila. Para evitar la sequedad, aplicar lubricante gotas aproximadamente cada 30 min. </li><li> Afeitarse la cabeza y límpielo con un 10% de povidona-yodo. </li><li> Para anestesia local, inyectar 0,5 ml de lidocaína al 2% bajo el cuero cabelludo en 2-3 ubicaciones levantando la piel y la inserción de la punta de la aguja. </li><li> Confirmar nivel adecuado de anestesia mediante la realización de una pizca dedo del pie y la observación de la falta de movimiento. Además, controlar la frecuencia cardíaca para asegurar que está dentro de los valores normales (300 a 400 latidos / min). </li><li> Incisión en el cuero cabelludo en una línea recta a lo largo de la mediana con una cuchilla de bisturí # 10 para exponer tanto las suturas coronal y sagital. </li><li> Revela los puntos Lambda y bregma por empujar a un lado el tejido que cubre el cráneo con una espátula quirúrgica. </li><li> Nivelar el cráneo de modo que las posiciones de bregma y lambda están en el mismo plano. </li><li> Para establecer el punto de referencia, utilice un dispositivo estereotáxico con un tubo de vidrio montada para configurarlo justo encima Bregma. Este será el &quot;cero&quot; para el antero-posterior y medmediciones ial-laterales coordenadas. </li><li> Establecer el lugar de interés moviendo el estereotáxica montaje a las coordenadas necesarias, tenga en cuenta las coordenadas estereotáxicas y dibujar un cuadrado alrededor de la zona objetivo que marca donde se realizará la craneotomía. </li><li> Use un taladro con una broca quirúrgica esterilizada a lo largo del marcado plaza lentamente y sin presión para eliminar lentamente el material óseo. Tenga cuidado de no perforar demasiado tiempo en la misma zona, ya que producirá calor y causar lesiones en la corteza. </li><li> Cuando el hueso que delimita la craneotomía se ha convertido en lo suficientemente delgada, retire con cuidado la sección craneal con pinzas para exponer la corteza. </li><li> Irrigar frecuentes la corteza expuesta con líquido cefalorraquídeo artificial para evitar la desecación de los tejidos. NOTA: la eliminación mater Dura es innecesario en la rata como la punta de la injectrode es lo suficientemente resistente como para penetrar. </li></ol> 3. Llenar y Montaje del Sistema de Inyección <ol><li> Llenar el5-10 l microjeringa por aspiración con aceite mineral. </li><li> Llene la aguja hipodérmica con la pipeta de vidrio fijo con una solución de 0,5% Chicago Sky Azul (CSB) y 300 M-γ aminobutírico (GABA) o una solución de lidocaína al 2% con 0,5% CSB 9. Diluir todas las soluciones con solución salina. <ol><li> En el caso de una sustancia abundante, llenar utilizando una jeringa regular y utilizar las técnicas habituales de precaución para evitar la formación de burbujas de aire. </li><li> En el caso de las sustancias más caras, utilice aceite mineral para llenar el injectrode y el agente químico puede ser introducido por aspiración. Como la diferencia de densidad entre el aceite mineral y el agua es relativamente alta, esta sustancia es un buen candidato para la inyección de soluciones acuosas. NOTA: Un colorante puede ser añadido a confirmar la separación entre ambos líquidos. </li></ol></li><li> Para llenar la pipeta de inyección, llenar una jeringa de 1 ml con la solución por aspiración y luego inyectar lentamente la soluciónen la pipeta de inyección. </li><li> Prestar especial atención para detectar fugas en las regiones indicadas en la Figura 1 en muestras de secreciones estas áreas limpias y la observación de fugas mediante la inyección aún más la solución lentamente con la jeringa. </li><li> Retire la jeringa de 1 ml. Al hacerlo, asegúrese de mantener una ligera presión sobre el émbolo para que el vacío no elimina la solución de la pipeta de inyección. </li><li> Llene el microjeringa con aceite mineral por aspiración y adjuntarlo firmemente a la pipeta de inyección lleno, a continuación, limpie cuidadosamente cualquier exceso de solución de la injectrode montado con una gasa. </li><li> Verifique que la punta no está bloqueada mediante la inyección de un volumen muy pequeño, lo suficiente para ver una pequeña formación en la punta de la pipeta de vidrio gota. </li><li> Monte el injectrode en el sistema microbomba y asegurarse de que está bien fijada. </li><li> Coloque con cuidado la punta injectrode en las coordenadas de destino y de bajar la punta a la superficie de la corteza. </li><li> Baje lentamente la injectrOda usando el aparato estereotáxico a la estructura objetivo (colículo superior en este caso) utilizando las coordenadas anatómicas apropiadas. </li><li> Cubra la corteza expuesta con agar caliente para evitar la desecación de los tejidos. </li></ol> 4. Inyección y inactivación reversible <ol><li> Ajuste la bomba de microinyección para inyectar 400 a 800 nl a 40 nl / min y pulse Ejecutar para iniciar la inyección. Tenga en cuenta que la tasa pico mostrará reducción durante la inyección. NOTA: En la configuración experimental, la actividad neuronal se recuperó dentro de una hora después del final de la entrega de GABA. Cualquier dispositivo mecánico calibrado se puede utilizar para aplicar presión en la jeringa la microinyección con el fin de llevar a cabo la inyección. </li><li> Después de la adquisición de los datos electrofisiológicos, la eutanasia utilizando un método aprobado por la Comunidad de Ética Animal local. </li></ol>

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We have nothing to disclose.

El protocolo propuesto fue diseñado para resolver los retos derivados de los actuales métodos de inactivación reversible. En concreto, este proyecto destinada a perfeccionar los métodos utilizados para microinyecciones químicas de las sustancias que modulan la actividad neuronal, particularmente en las estructuras profundas del cerebro. Un reto técnico que emerge de este tipo de configuración es la necesidad de ambas sondas a ser colocalized en el mismo espacio restringido in vivo a fin de obtener grabaciones precisas en el sitio de inyección. Este problema se puede superar mediante el uso de dispositivos, tales como el presentado aquí, que son capaces tanto de inyección y la grabación en el mismo sitio. Los métodos alternativos incluyen el uso de dispositivos basados ​​en pulsos de presión de gas. Estas herramientas han estado disponibles durante muchos años, pero el uso de un intermedio compresible reduce el control sobre los precios y volúmenes de inyección, dos parámetros que son importantes para controlar para asegurar la reversibilidad. Otros métodos tales como la inyección iontoforético sISTEMAS también están disponibles, pero la dinámica de difusión del líquido son diferentes en comparación con la inyección en bolo, reduciendo el rango potencial de inactivación. Estos métodos tienen la ventaja de tener un patrón de difusión esférica en comparación con el patrón elíptico observado para micro-inyecciones 7. Por lo tanto, la elección del método de inactivación debe planificarse de acuerdo con la región diana y el diseño experimental. A pesar de que existen alternativas comerciales, el protocolo propuesto proporciona una manera eficiente costo de seguimiento de la entrega de sustancia farmacéutica, así como permitiendo un alto grado de personalización. Tal libertad en la elaboración del dispositivo de inyección a favor de una amplia gama de flexibilidad experimental y puesta a punto para los contextos específicos de aplicación. Con respecto a la propuesta de protocolo, el paso crítico es el proceso de llenado de la pipeta de vidrio. Las burbujas de aire deben ser evitados, como la compresión de aire hará que el seguimiento de inyectadovolúmenes intratables. Una resistencia muy mínima también se debe sentir al empujar manualmente líquido a través de la pipeta, lo que confirma el flujo libre en el sistema. Una ausencia de líquido con inyección manual puede indicar una fuga en el sistema o la preparación de la pipeta incorrecta resulta en una punta obstruida. La impedancia de la pipeta debe medirse también con el fin de obtener el tipo deseado registro electrofisiológico (LFP, potenciales evocados, la actividad de unidades múltiples, etc.), como puntas de mayor tamaño se traducirá en impedancias inferiores. Si la inyección es exitosa, un volumen de 400 a 800 nl de la solución mu M GABA 300 o la solución de lidocaína 2% es suficiente para abolir la actividad de clavar. Para tener una idea de la inyección extendido en el espacio y el tiempo, agar puede ser utilizado para simular el tejido nervioso. La difusión de la inyección puede ser fácilmente observado con una solución CSB. Después de simulaciones, es esencial para caracterizar inyección difundir histológicamente mediante el uso of colorantes tales como CSB, por autorradiografía usando medicamentos radiomarcados o mediante el uso de enfoques metabólicos como la autorradiografía glucosa proxies como indirectos para medir la activación o inactivación de la actividad neuronal 1. También es importante tener en cuenta que las inyecciones rápidas (≥100 nl / min) probablemente resultará en lesiones haciendo completa reversibilidad inalcanzable. Una ventaja importante del protocolo propuesto es el potencial de integrar el sistema de inyección con un software que le-control de realimentación de la velocidad de inyección para un conjunto nivel de actividad neuronal. Tal aplicación permitiría a los investigadores se centran en la inactivación (o activación) parámetros en lugar de en los parámetros técnicos, tales como tasas de inyección o volúmenes, mientras que la entrega solamente la cantidad correcta de medicamento para la aplicación considerada. Esto minimizaría el desplazamiento de la sonda mediante la optimización del volumen de drogas es necesario, permite un mayor control sensible al tiempo de la administración de fármacos, favorecer la reproducibilidad y todoscomparación ujo directo emparejado de datos. Esta técnica combina un sistema para la entrega de sustancias y grabación de señales electrofisiológicas. Hemos demostrado su eficacia mediante el uso de la capacidad de grabación de nuestra pipeta para localizar funcionalmente el colículo superior mediante la inducción de los trenes de la actividad de varias unidades de flash utilizando estímulos 11. Durante la inactivación, la actividad de múltiples unidades disminuyó y se recuperó gradualmente después de compensar la inyección. Técnicas de inactivación reversibles, tales como el presentado aquí, proporcionan considerables ventajas sobre las técnicas de lesiones mecánicas o químicas que proporcionan la recuperación ausente o pobre 3. Técnicas de inactivación reversible refuerzan la significación estadística de los experimentos ya que las comparaciones pareadas son posibles 3, eliminando de esta manera las diferencias idiosincrásicas. Hemos desarrollado una técnica eficiente y adaptable costo que permite un control preciso sobre la duración de la entrega de sustancias y la robustasondeo de un área cerebral objetivo.

La inactivación de áreas corticales y núcleos subcorticales es importante en el estudio de las relaciones funcionales entre varias estructuras cerebrales 2-4. La literatura reciente ha empleado química de pérdida de función o técnicas criogénicas para estudiar el papel de las estructuras cerebrales 2,5. En lo que se refiere a las microinyecciones farmacológicas, pequeños volúmenes de medicamentos pueden ser administrados en una región del cerebro a una velocidad controlada y reducir al mínimo el daño colateral al tejido circundante 6,7. Esta técnica se puede utilizar para entregar agonistas específicos, agonistas inversos o antagonistas para estudiar el efecto de diferentes dianas farmacológicas sobre la actividad neuronal. Estos efectos también se pueden estudiar mediante la medición de cambios en las respuestas neuronales desde lugares distantes, lo que permite a los investigadores estudiar las relaciones entre las diferentes estructuras corticales y subcorticales. Aquí, nos demuestran el montaje de un dispositivo, el injectrode, capaz de boº grabación de señales electrofisiológicas y entregar pequeñas cantidades de drogas en el lugar de destino. Se demuestra las capacidades de este sistema mediante la inyección de GABA, un inhibidor de la actividad neuronal común, en la rata colículo superior. Esta región es sensible a la estimulación visual, que nos permitió utilizar la actividad multiunit evocado visual para confirmar la localización injectrode. La reversibilidad de la inactivación se evaluó por la recuperación de la actividad neuronal normal tras el final de la inyección GABA. La capacidad de controlar la actividad de varias unidades de la zona de la inyección permite la puesta a punto de las tasas de inyección y los volúmenes necesarios para lograr la respuesta farmacodinámica deseada. Por lo tanto, una ventaja de esta técnica es el potencial de limitar el daño tisular causado por microperfusión, ya que se inyectan los más pequeños volúmenes efectivos. El protocolo propuesto proporciona un método rentable para generar la necessar hardware desechabley para la realización de experimentos donde se desea la administración de fármacos y la grabación de la actividad neuronal local.

<table><tbody><tr><td>Injection pump (UltraMicroPump III)</td><td>WPI</td><td>#UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Injection console (Micro4 Controller)</td><td>WPI</td><td>#SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton syringe</td><td>Hamliton</td><td>(80301) 701LT 10 &amp;micro;L SYR</td><td>Syringes between 5 and 10 &amp;mu;l used</td></tr><tr><td>Flexible plastic adhesive</td><td>Lepage</td><td>393915</td><td>The gel form is easier to apply to the shaft of the 30&amp;nbsp;G hypodermic needle forming a waterproof seal when dry.</td></tr><tr><td>Glass pipettes</td><td>WPI</td><td>#TW100F-4</td><td>Thin wall, 1&amp;nbsp;mm OD, 0.75&amp;nbsp;mm ID with filament pipettes used</td></tr><tr><td>720 Needle Pipette Puller</td><td>Kopf</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Silver wire</td><td>A-M Systems, Inc.</td><td>782500</td><td>Bare 0.010&amp;rdquo;</td></tr></tbody></table>

simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain

Aquí se describe un método para la construcción de un solo uso &quot;injectrode&quot; utilizando piezas comercialmente accesibles y asequibles. Un sistema de sondeo fue desarrollado que permite la inyección de un medicamento durante la grabación de señales electrofisiológicas de la población neuronal afectada. Este método proporciona una alternativa sencilla y económica a las soluciones comerciales. Una pipeta de vidrio se modificó mediante la combinación con una aguja hipodérmica y un filamento de plata. El injectrode está unido a la bomba microjeringa comercial para la administración de fármacos. Esto resulta en una técnica que proporciona retroalimentación farmacodinámica en tiempo real a través de señales extracelulares de unidades múltiples originarios desde el sitio de administración de fármacos. Como una prueba de concepto, se registró la actividad neuronal del colículo superior provocada por destellos de luz en ratas, concomitantemente con la entrega de medicamentos a través de la injectrode. La capacidad de grabación injectrode permite la caracterización funcional de la injEl sitio de reflexión favoreciendo un control preciso sobre la localización del suministro del fármaco. La aplicación de este método también se extiende mucho más allá de lo que se ha demostrado aquí, como la elección de la sustancia química cargado en el injectrode es vasto, incluyendo rastreo de marcadores para experimentos anatómicos.

La construcción de la injectrode se ilustra en la Figura 1. Un alambre de plata (C) se alimenta a una pipeta de vidrio (D) con una porción de la alambre doblado y que sobresale hacia fuera de la abertura. Una aguja de 30 G (B) se une y se sella a la abertura de la pipeta de vidrio con pegamento. Después de la pipeta se ha llenado con la sustancia de la inyección, una jeringa micro de vidrio (A) está unido a la aguja. Es importante que haya un buen cierre hermético, donde la jeringa micro conecta con la aguja (E) y donde el alambre de plata sobresale de la pipeta de vidrio (F). La figura 2 muestra una fotografía de lo que el injectrode parece después de completar el montaje. Actividad multiunit visualmente evocado se obtuvieron en el colículo superior siguiente un flash de 300 ms para el ojo contralateral como se ilustra en la Figura 3. Tras la inyección de GABA, Rematar actividad en respuesta a un estímulo de flash fue suprimida. visualmenteactividad multiunit evocado normalmente regresó de entre 45 a 60 minutos después de la inyección ha cesado. La Figura 4 ilustra la configuración del sistema de microinyección. El controlador de la bomba de inyección permite al usuario especificar la configuración para la inyección. Un conector eléctrico conecta el resorte de alambre de plata que sobresale de la pipeta de vidrio. El conector lleva a una etapa de la cabeza con electrodos de tierra y de referencia y luego conectado a un amplificador. Un convertidor analógico / digital de interfaz (A / D) se usa para adquirir los datos electrofisiológicos, y un altavoz se utiliza para el control de audio complementaria de la actividad neuronal. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52271/52271fig1highres.jpg" /> Figura 1:. Representación esquemática del conjunto de injectrode Una jeringa micro (A) está unido a la pipeta de grabación por inyección que consisten en un 30 G hypodermic aguja (B) se adhirieron a un alambre de plata (C) dentro de una pipeta de vidrio (D). Regiones en círculos (E - F) zonas de altas luces que pueden ser susceptibles a fugas. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52271/52271fig2highres.jpg" /> Figura 2: Una foto de la pipeta construido utilizando una aguja de 30 G (B), pegamento adhesivo resistente al agua (F), un alambre de plata (C) y una pipeta de vidrio (D). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52271/52271fig3highres.jpg" width="600" /> Figura 3: Una ilustración del efecto inhibidor de la inyección de GABA (300 mM) en evocados visualmente actividad multi-unidad en el colículo superior, las flechas indican inicio flash. Eléctricoseñales de AL se filtraron usando un filtro de paso de banda establecido entre 30 y 3000 Hz. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52271/52271fig4highres.jpg" width="600" /> Figura 4: Representación esquemática del sistema de micro-inyección completa.

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Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Grabación simultánea electrofisiológico y micro-inyecciones de agentes inhibitorios en el cerebro de roedores

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

simultaneous-electrophysiological-recording-micro-injections

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.1K vistas.  Université de Montréal. Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

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Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in which functional MRI data and in vivo intracortical recording can be performed simultaneously. The combination of MRI and electrical recording is technically challenging because the electrodes used for recording distort the MRI images and the MRI acquisition induces noise in the electrical recording. To minimize the mutual interference of the two modalities, glass microelectrodes were used rather than metal and a noise removal algorithm was implemented for the electrophysiology data. In our studies, two microelectrodes were separately implanted in bilateral primary somatosensory cortices (SI) of the rat and fixed in place. One coronal slice covering the electrode tips was selected for functional MRI. Electrode shafts and fixation positions were not included in the image slice to avoid imaging artifacts. The removed scalp was replaced with toothpaste to reduce susceptibility mismatch and prevent Gibbs ringing artifacts in the images. The artifact structure induced in the electrical recordings by the rapidly-switching magnetic fields during image acquisition was characterized by averaging all cycles of scans for each run. The noise structure during imaging was then subtracted from original recordings. The denoised time courses were then used for further analysis in combination with the fMRI data. As an example, the simultaneous acquisition was used to determine the relationship between spontaneous fMRI BOLD signals and band-limited intracortical electrical activity. Simultaneous fMRI and electrophysiological recording in the rodent will provide a platform for many exciting applications in neuroscience in addition to elucidating the relationship between the fMRI BOLD signal and neuronal activity.

We have developed a method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and electrophysiological recording in the rodent brain, providing a platform for the investigation of the relationship between neural activity and the blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signal.

FMRI simultánea y electrofisiología en el cerebro de roedores

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in ...

Investigación

Neurociencias

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Although the brain represents less than 5% of the body by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body at rest1. The function of non rapid eye movement sleep (NREMS), the largest portion of sleep by time, is uncertain. However, one salient feature of NREMS is a significant reduction in the rate of cerebral glucose utilization relative to wakefulness2-4. This and other findings have led to the widely held belief that sleep serves a function related to cerebral metabolism. Yet, the mechanisms underlying the reduction in cerebral glucose metabolism during NREMS remain to be elucidated.
	One phenomenon associated with NREMS that might impact cerebral metabolic rate is the occurrence of slow waves, oscillations at frequencies less than 4 Hz, in the electroencephalogram5,6. These slow waves detected at the level of the skull or cerebral cortical surface reflect the oscillations of underlying neurons between a depolarized/up state and a hyperpolarized/down state7. During the down state, cells do not undergo action potentials for intervals of up to several hundred milliseconds. Restoration of ionic concentration gradients subsequent to action potentials represents a significant metabolic load on the cell8; absence of action potentials during down states associated with NREMS may contribute to reduced metabolism relative to wake.
	Two technical challenges had to be addressed in order for this hypothetical relationship to be tested. First, it was necessary to measure cerebral glycolytic metabolism with a temporal resolution reflective of the dynamics of the cerebral EEG (that is, over seconds rather than minutes). To do so, we measured the concentration of lactate, the product of aerobic glycolysis, and therefore a readout of the rate of glucose metabolism in the brains of mice. Lactate was measured using a lactate oxidase based real time sensor embedded in the frontal cortex. The sensing mechanism consists of a platinum-iridium electrode surrounded by a layer of lactate oxidase molecules. Metabolism of lactate by lactate oxidase produces hydrogen peroxide, which produces a current in the platinum-iridium electrode. So a ramping up of cerebral glycolysis provides an increase in the concentration of substrate for lactate oxidase, which then is reflected in increased current at the sensing electrode. It was additionally necessary to measure these variables while manipulating the excitability of the cerebral cortex, in order to isolate this variable from other facets of NREMS.
	We devised an experimental system for simultaneous measurement of neuronal activity via the elecetroencephalogram, measurement of glycolytic flux via a lactate biosensor, and manipulation of cerebral cortical neuronal activity via optogenetic activation of pyramidal neurons. We have utilized this system to document the relationship between sleep-related electroencephalographic waveforms and the moment-to-moment dynamics of lactate concentration in the cerebral cortex. The protocol may be useful for any individual interested in studying, in freely behaving rodents, the relationship between neuronal activity measured at the electroencephalographic level and cellular energetics within the brain.

A procedure is described for manipulating the activity of cerebral cortical pyramidal neurons optogenetically while the electroencephalogram, electromyogram, and cerebral lactate concentration are monitored. Experimental recordings are performed on cable-tethered mice while they undergo spontaneous sleep/wake cycles. Optogenetic equipment is assembled in our laboratory; recording equipment is commercially available.

Electroencefalografía simultánea, en tiempo real Medición de la concentración de lactato y Manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores

Although the brain represents less than 5% of the body  by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body  at rest1. The ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracelular de grabación de la actividad neuronal junto con la aplicación de sustancias Microiontophoretic neuroactivos en ratones Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Agudo<em&gt; In Vivo</em&gt; Grabaciones electrofisiológicas de potenciales de campo locales y actividad de múltiples unidades de la vía hiperdirecta en ratas anestesiadas

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the neurogenesis of EEG is still very limited. Local field potentials (LFPs) recorded via a multi-laminar microelectrode can provide a more detailed account of simultaneous neural activity across different cortical layers in the neocortex, but the technique is invasive. Combining EEG and LFP measurements in a pre-clinical model can greatly enhance understanding of the neural mechanisms involved in the generation of EEG signals, and facilitate the derivation of a more realistic and biologically accurate mathematical model of EEG. A simple procedure for acquiring concurrent and co-localized EEG and multi-laminar LFP signals in the anesthetized rodent is presented here. We also investigated whether EEG signals were significantly affected by a burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode. Our results suggest that the burr hole has a negligible impact on EEG recordings.

This protocol describes a simple method for concurrent recording of co-localized electroencephalography (EEG) and multi-laminar local field potential in an anesthetized rat. A burr hole drilled in the skull for the insertion of a microelectrode is shown to produce negligible distortion of the EEG signal.

Grabación concurrente de electroencefalografía Co localizada y potencial de campo Local en roedores

Although electroencephalography (EEG) is widely used as a non-invasive technique for recording neural activities of the brain, our understanding of the ...

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Grabación y modulación de la actividad epileptiforme en rebanadas de cerebro de roedor juntada a arreglos de microelectrodos

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes and nanosensors, optimized for repeated use in awake, behaving animals. The microinjectrode system can be configured for multiple purposes: (1) simple arrangement of the cannula for placement of an experimental probe that would otherwise be too fragile to penetrate the dura mater, (2) microfluidic infusion of a drug, either independently or coupled to a cannula containing an experimental probe (i.e., microelectrode, nanosensor). In this protocol we explain the step by step construction of the microinjectrode, its coupling to microfluidic components, and the protocol for use of the system in vivo. The microfluidic components of this system allow for delivery of volumes on the nanoliter scale, with minimal penetration damage. Drug infusion can be performed independently or simultaneously with experimental probes such as microelectrodes or nanosensors in an awake, behaving animal. Applications of this system range from measuring the effects of a drug on cortical electrical activity and behavior, to understanding the function of a specific region of cortex in the context of behavioral performance based on probe or nanosensor measurements. To demonstrate some of the capabilities of this system, we present an example of muscimol infusion for reversible inactivation of the frontal eye field (FEF) in rhesus macaque during a working memory task.

We present a microinjectrode system designed for electrophysiology and assisted delivery of experimental probes (i.e., nanosensors, microelectrodes), with optional drug infusion. Widely available microfluidic components are coupled to a cannula containing the probe. A step-by-step protocol for microinjectrode construction is included, with results during muscimol infusion in macaque cortex.

Sistema de Microinyección para Infusión Combinada de Drogas y Electrofisiología

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes ...

Drug Microinjection with Electrophysiological Recording in a Rat Brain

Source: Lai, J., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/52271">Simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain.</a> J. Vis. Exp. (2015)
This protocol outlines the assembly and use of an injectrode for precise drug delivery into targeted brain regions of an anesthetized rat, followed by monitoring of neuronal activity through recorded electrical signals.

Microinyección de fármacos con registro electrofisiológico en el cerebro de una rata

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

Registros electrofisiológicos in vivo de actividades cerebrales de múltiples sitios en ratas

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

A Micro-drive Array Method for Electrophysiological Recording from Multiple Brain Regions

Source: Shikano, Y., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56980">Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat.</a> J. Vis. Exp. (2018).
The video demonstrates simultaneous electrophysiological recording from multiple brain regions in a rat using an integrative micro-drive array. Recording electrodes are placed in the olfactory bulb, reference electrodes in the frontal cortex, and micro-drive array electrodes in the hippocampus. The rat is allowed to forage freely, and simultaneous recording from all the implanted electrodes is recorded using the array.

Grabación simultánea electrofisiológico y micro-inyecciones de agentes inhibitorios en el cerebro de roedores

Resumen

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