Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Messung des intrakraniellen Drucks, des mittleren arteriellen Drucks und des zerebralen Perfusionsdrucks nach nicht-traumatischen intraventrikulären Blutungen bei Nagetieren. Intrakranielle und mittlere arterielle Drücke können genau und zuverlässig mit einem faseroptischen Sensor gemessen werden, der in den Kortex bzw. die Oberschenkelarterie der Ratte eingeführt wird. Die hier beschriebenen Techniken werden in das klinische Umfeld übertragen, wenn Patienten mit intraventrikulären Blutungen eine invasive intrakranielle Drucküberwachung benötigen.
Ziel dieser Studie war es, ein IVH-Tiermodell mit objektiver Überwachung von ICPs, MAPs und CCPs nach intraventrikulärer IVH zu etablieren, damit die Autoren dies in zukünftigen Experimenten weiter anwenden können, die sich auf die Auswirkungen von ICPs konzentrieren, die durch IVH induziert werden, auf nachfolgende Gedächtnisstörungen. Große Kämpfe können Präzision beinhalten, da faseroptische Sensoren klein sind. Die Sektion der Oberschenkelarterie könnte auch für einige eine Herausforderung darstellen, insbesondere für diejenigen, die nicht in mikrochirurgischen Fähigkeiten verwendet werden.
Führen Sie nach der Betäubung der Ratte ein Rektalthermometer ein, um die Temperatur kontinuierlich zu überwachen. Schneiden Sie die Haare auf dem Kopf und der Oberschenkelregion ab und bereiten Sie die Haut vor der Operation mit drei abwechselnden Peelings Betadine und 70% Alkohol vor. Saugen Sie alle angesammelten Atemwegssekrete ab, indem Sie die Ratte vorübergehend vom Beatmungsgerät entfernen und die Sekrete mit PE-50-Schläuchen absaugen, die an eine 10-Milliliter-Spritze angeschlossen sind.
Schützen Sie die Augen mit sterilen künstlichen Tränen Augensalbe. Vor dem Kopfhautschnitt lokales Bupivacain in die Haut und das Unterhautgewebe injizieren. Stellen Sie die Ratte in Bauchlage auf einen stereotaktischen Rahmen und halten Sie sie fest.
Machen Sie einen 1,5 Zentimeter großen Kopfhautschnitt entlang der Mittellinie mit einem 15-Klingen-Skalpell. Wenden Sie leichten Druck mit Gaze zur Hämostase an. Trennen Sie das Periost mit einem sterilen Baumwollspitzenapplikator vom Schädel, bis das Bregma-Wahrzeichen sichtbar ist.
Lokalisieren und markieren Sie Bregma mit Stereotaxis und markieren Sie die Position von zwei bilateralen Gratlöchern 1,4 Millimeter seitlich und negativ 0,9 Millimeter hinter dem Bregma. Mit einem Handbohrer erzeugen Sie diese beiden kleinen Schädelbohrlöcher in der rechten und linken Hemisphäre. Bewässern Sie überschüssige Knochenchips mit steriler laktierter Ringer-Lösung.
Positionieren Sie in der rechten Hemisphäre eine 22-Gauge-Führungskanüle auf Höhe des Gratlochs, um die 28-Gauge-Nadel durch die Kanüle in die Tiefe des rechten Seitenventrikels einzuführen, um intraventrikuläre Blutungen zu erzeugen. Schließen Sie den faseroptischen Drucksensor an die Ausleseeinheit an. Schalten Sie die Anzeigeeinheit ein, und stellen Sie sicher, dass die ausgewählten Geräte in Millimeter Quecksilbersäule angegeben sind.
Bereiten Sie dann den Sensor vor, indem Sie seine Spitze in ein kleines Becherglas mit laktierter Ringerlösung tauchen, bis die Ausleseeinheit Null auszeigt und einsatzbereit ist. In der linken Hemisphäre führen Sie den Drucksensor vorsichtig bis zwei bis drei Millimeter Tiefe in den Kortex ein, um ICP in Echtzeit zu überwachen. Drehen Sie nach dem Einführen des ICP-Monitors den unteren Rumpf der Ratte, um den linken Oberschenkel und die Leistengegend leicht zu erreichen.
Nach steriler Zubereitung und lokaler Bupivacain-Verabreichung mit einem 15-Klingen-Skalpell einen 1,5 Zentimeter großen Hautschnitt über den Hinterbeinen machen. Sezieren Sie die linke Oberschenkelarterie oberflächlich mit einem Hämostat und dann tiefere Schichten mit einer Pinzette mit feinen Spitzen unter einem Mikroskop. Identifizieren Sie die tiefblaue Oberschenkelvene, um die angrenzende Arterie zu lokalisieren.
Binden Sie die Arteria femoraldistal mit einer 3-0-Seidennaht ab und legen Sie einen temporären Metallclip auf den proximalen Teil der Oberschenkelarterie. Lassen Sie einen zweiten faseroptischen Drucksensor an die bereits grundierte Ausleseeinheit anschließen. Stecken Sie den Drucksensor in den PE-50-Schlauch, der in einen Tuohy Borst eingeführt wird, der dann geschlossen wird.
Verbinden Sie den Tuohy Borst mit einem Drei-Wege-Absperrhahn, der an einem Ende mit einer Ein-Millimeter-Spritze und am anderen Ende mit einer 22-Gauge-Nadel mit PE-50-Schläuchen verbunden ist. Machen Sie unter dem Mikroskop eine zwei Millimeter große Oberschenkelarteriotomie mit einer Mikroschere und kanülieren Sie sie mit PE-50-Schläuchen, die mit dem Rest des Setups verbunden sind. Saugen Sie 500 Mikroliter Blut mit einer Ein-Millimeter-Spritze ab und drehen Sie den Drei-Wege-Absperrhahn, damit der Drucksensor MAP liest.
Prime die 28-Gauge intraventrikuläre Nadel, die mit PE-50-Schläuchen verbunden ist, mit dem abgesaugten Blut für IVH-Tiere und laktierten Ringern für die Fahrzeugkontrolltiere. Führen Sie dann diese Nadel in die Führungskanüle bis zur Tiefe des rechten Seitenventrikels ein. Injizieren Sie mit einer Rate von 100 Mikrolitern pro Minute das Blut oder 200 Mikroliter sterile laktierte Ringer-Lösung in den rechten lateralen Ventrikel, indem Sie die Ein-Millimeter-Spritze mit dem Daumen pumpen.
Überwachen und zeichnen Sie ICP, arteriellen Blutdruck und rektale Temperatur auf. Überwachen und notieren Sie die ICP- und MAP-Werte nach der Injektion. Ziehen Sie nach Abschluss der intraventrikulären Injektion den PE-50-Schlauch mit dem in die Oberschenkelarterie eingeführten Drucksensor heraus und bringen Sie den temporären Clip auf die Oberschenkelarterie an, um Blutungen zu verhindern.
Binden Sie den proximalen Teil der Oberschenkelarterie mit der 3-0-Seidennaht ab und schließen Sie den Oberschenkelschnitt unterbrochen mit 3-0-Seide. Entfernen Sie die Führungskanüle mit der intraventrikulären Nadel im ICP-Monitor. Verschließen Sie die Gratlöcher mit Knochenwachs.
Und schließen Sie den Schädelschnitt mit 3-0 Seidennaht unterbrochen. Tragen Sie topisches Bupivacain auf den Schnitt auf und injizieren Sie 0,5 Milligramm pro Kilogramm Carprofen. Lassen Sie die Tiere nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder ein ausreichendes Bewusstsein erlangt haben, um die sternale Liege aufrechtzuerhalten.
Lassen Sie Ratten nach der Operation unter Aufsicht vollständig genesen und bringen Sie sie nach der Genesung mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser in ihre heimischen Käfige zurück. Mit Ausnahme der Scheingruppe stiegen die ICPs während der intraventrikulären Injektion in IVH- und Vehikelkontrollgruppen signifikant an. ICPs waren in der IVH-Gruppe höher als in der Fahrzeugkontrolle.
Die ICPs nahmen dann schnell ab und normalisierten sich innerhalb von fünf Minuten nach der intraventrikulären Injektion in diesen Tiergruppen. Es wurde beobachtet, dass MAPs während des gesamten Verfahrens ähnlich blieben, während die CPPs während der intraventrikulären Injektion von Blut oder laktierter Ringer-Lösung abnahmen. Wichtige Schritte der Operation umfassen die korrekte Lokalisierung und das Bohren von Gratlöchern und die Oberschenkelarteriotomie.
Die oben genannten Schritte sollten genau befolgt werden, um sicherzustellen, dass Sensoren ihre Aufgabe beim genauen Ablesen der Druckänderungen erfüllen.
