Name: assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography
Uploaded: 2018-07-10T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography at JoVE.com

SML stützt sich auf eine Zugehörigkeit von Canadian Institutes of Health Research, MG wird unterstützt durch ein Stipendium von der Respiratory Health Network von der FRQS (Fonds de recherche du Québec – Santé) und YB ist nach einem Forschungsjahr von FRQS.
AUTOREN-BEITRAG Alle Autoren beigetragen, die Konzeption des Manuskripts und/oder das Video. SML und LD die Daten gesammelt. SML, LD, YB, DM, DB und AR beigetragen zur Datenanalyse, die Erzeugung von Figuren und Manuskript schreiben. YB, AR, KL und MG waren beteiligt bei der Erstellung der video-Skripts. Das Spiel wurde von YB, KL und MG durchgeführt.

Die folgenden Verfahren wurden gemäß den Richtlinien des Canadian Council auf Animal Care (CCAC) von Quebec Herz und Lunge Institut Animal Care Committee genehmigt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Studie
	<ol>
<li>(Kritische) Erhalten Sie vor jedem Experiment durchführen die entsprechenden Genehmigungen (z. B. IACUC) und Trainings (z. B. tierische Handling).</li>
		<li>Machen Sie sich vertraut mit der Ausrüstung und der Betriebssoftware. Lesen der Bedienungsanleitungen und, wenn erforderlich, erstellen Sie eine Konfigurationsdatei zu definieren die Anzahl der Standorte, input Signale, Analysatoren und Parameter. Hinweis: Achten Sie darauf, wählen eine hohe Abtastrate (2 KHz).</li>
		<li>Konfigurieren Sie die Analysatoren-Einstellungen für die Parameter von Interesse.<ol>
<li>Wählen Sie Tuning aus der Tool-Leiste und dann Analysatoren.</li>
			<li>Passen Sie den Fluss-Schwellenwert auf einen Wert, der die Atemzüge richtig trennt (Maus: 0,5 mL/s) und entscheiden Sie sich für Ti + Te , die Atemfrequenz zu berechnen.</li>
			<li>Legen Sie einen Wert für den Luftdruck (760 mm Hg), und geben Sie die maximale Abweichung der inspiratorischen/exspiratorischen Volumen für einen Atemzug als gültig betrachtet werden (Maus: 20 %).</li>
			<li>Klicken Sie auf die Einstellung im Feld Parameter berechnet , um die Grenzen der Akzeptanz anzupassen. Hinweis: Die folgenden Einstellungen für die beschriebenen Maus Experimente verwendet wurden: Inspiration Zeit, 50 bis 170 ms; Ablaufzeit, 40 bis 180 ms; Frequenz der Atmung, 30 bis 450 Bpm; spezifische Atemwegswiderstand, 0 bis 15 CmH2O·s; Midexpiratory Fluss mit einer Genauigkeit von mindestens 3 Dezimalstellen.</li>
			<li>Abschließend wählen Sie übernehmen und schließen Sie das Dialogfenster zu verlassen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Menü Bar Tool zur Tuning wieder und dann Speicher eine gewünschte Datenrate Speicher festlegen. Klicken Sie auf übernehmen und schließen Sie das Fenster zu verlassen. Hinweis: Durchschnittlich alle 10 s ist in der Regel verwendet.</li>
		<li>Erstellen Sie ein Protokoll in der Betriebssoftware, eine Folge von Befehlen und den gewünschten Zeitpunkt für jeden einzelnen zu definieren. Ein Beispiel ist in Abbildung 1angezeigt.</li>
		<li>Wenn das Experiment die Verabreichung eines Stoffes durch Aerosol beinhaltet, bereiten Sie die passenden Lösungen und Verdünnungen nach Konzentrationen getestet werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Tier
	<ol>
<li>Arbeiten Sie in einer ruhigen Gegend, weit entfernt von den Gehäuse-Raum. Lassen Sie die Tiere an die Veränderung der Umwelt anpassen.</li>
		<li>Wiegen Sie die Tiere und wählen Sie die entsprechende Zurückhaltung Größe.</li>
		<li>(Kritische) Die Tiere die einschränkende und Verfahren vor dem Start des Experiments zu akklimatisieren. Abhängig von der experimentellen Design, mehrere Akklimatisierung Sitzungen von zunehmender Dauer (z. B. 5-30 min) erforderlich sein. Hinweis: Tiere, die nicht akklimatisieren sollte die Studie entnommen werden.<ol>
<li>Setzen Sie auf jeder Tagung der Akklimatisierung das Tier in die Restrainer, ausgehend von der Rückseite Öffnung; das Gerät senkrecht halten kann hilfreich sein.</li>
			<li>Sobald das Tier in der Lage ist, legen Sie den hinteren Kolben und verriegeln Sie sanft es ohne eine übermäßige Krafteinwirkung.</li>
			<li>(Kritische) Visuell zu überprüfen, dass das Tier normal atmet. Passen Sie ggf. die Position durch Verschieben des Verriegelungsmechanismus. Stellen Sie sicher, dass das Tier Nares außerhalb der Prüfkopf mit der Schnauze an den Innenwänden der die Restrainer hervorstehenden sind.</li>
			<li>Lösen Sie die hintere Abdeckung der thorakalen Kammer, legen Sie die Restrainer, enthält das Tier durch den Kautschuk in der thorakalen Kammer öffnen und Schließen der Kammers.</li>
			<li>Befestigen Sie die Kopf-Kammer und sorgen für eine Voreingenommenheit. Verwenden Sie einen Strom von 0,5 L/min für eine Maus.</li>
			<li>Lassen Sie das Tier für 5 min entspannen.</li>
			<li>Sobald das Tier ruhig ist, starten Sie die Aufnahme der nasale und thorakalen Fluss Signale. Überprüfen Sie auf dem Computerbildschirm angezeigt, dass die Spuren glatt sind und sie eine regelmäßige Atmung anzeigen; Siehe Beispiel in Abbildung 2. Hinweis: Wenn das Protokoll die Aerosol-Verabreichung eines Stoffes umfasst, kann eine Kochsalzlösung Herausforderung in der Akklimatisierung Verfahren einbezogen werden.</li>
			<li>Am Ende jeder Sitzung entfernen Sie das Tier aus der thorakalen Kammer und die Restrainer und seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurückkehren.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Ausrüstung
	<ol>
<li>Am Tag des Experiments starten Sie eine experimentelle Sitzung und laden Sie die entsprechende Konfigurationsdatei. Hinweis: Stellen Sie sicher, dass sie das gewünschte Protokoll für das Experiment enthält.</li>
		<li>Gehe, um in das Tool-Bar-Menü. Geben Sie das Experiment und Informationen des Tieres. Ist das erledigt, klicken Sie auf die Schaltfläche " Ausführen " am unteren Rand des Fensters.</li>
		<li>Fahren Sie mit der Kalibrierung des Systems. Jede Website zu kalibrieren und Eingangssignal getrennt.<ol>
<li>Schalten Sie das Bias Atemtherapiegerät, an den Kopf Kammer über ein Stück Schlauch anschließen und Einstellen der Durchflussmenge.</li>
			<li>Schließen Sie die obere Öffnung der Kopf Kammer mit einer Kappe.</li>
			<li>Lösen Sie die Rückwand des thorakalen Kammer, legen Sie fest Kalibrierungstool im Inneren des Gummis Öffnung zwischen dem Kopf und der Körper Kammer eine Hermetische Abdichtung zu erstellen. Dann schließen Sie und befestigen Sie die Rückwand der thorakalen Kammer.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass der Seitenanschluss der thorakalen Kammer verschlossen ist.</li>
			<li>Das Software-Tool-Bar-Menü wechseln Sie zu Tuning und dann Kalibrieren.</li>
			<li>An Eingang 1 (Thorax) und wählen Sie Kalibrieren , Kalibrierung-Dialogfeld für die thorakalen Flow Signal zu starten.</li>
			<li>(Kritische) Stellen Sie sicher, dass die aufgeführten Parameter im Dialogfenster Kalibrierung die entsprechenden Einstellungen, d.h. körperliche Belastungen angewendet niedrigen Wertanzeigen: 0; Körperliche Belastungen angewendet hohen Wert:-20 mL/s; Proben: integrieren. Ist das erledigt, klicken Sie auf niedrig im Fenster " Proben ".</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal über das Anzeigefenster konstant ist, und klicken Sie dann auf Schließen.</li>
			<li>Verbinden Sie eine 20 mL-Spritze durch den Seitenanschluss der thorakalen Kammer mit einer Kunststoff-Anschluss und ein Stück Schlauch.</li>
			<li>(Kritische) Wählen Sie im Fenster " Proben " hoch und sofort Spritzen Sie 20 mL Luft in die Kammer über einen Zeitraum von 2 s bei einer Durchflussrate so konstant wie möglich.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass das erzeugte Signal komplett innerhalb des Anzeigefensters angezeigt wird. Mithilfe des Pfeilsymbols um zu überprüfen, ob das Signal zentriert und symmetrisch um die Null-Linie ist. Klicken Sie auf Schließen. Entfernen Sie alle Offset von NULL durch Anklicken Entfernen AC Versatz im Fenster " Proben " Hinweis: Die hochwertige Kalibrierung kann erneuert werden, wenn nötig.</li>
			<li>Stellen Sie sicher, dass der daraus resultierende Skaliert Eingabebereich innerhalb des empfohlenen Bereichs liegt (Maus: ±280, ±420 mL/s). (Kritische) Wiederholen Sie die Kalibrierung-Schritte, wenn die Werte außerhalb des zulässigen Bereichs liegen.</li>
			<li>Kalibrieren der Kopf-Kammer in ähnlicher Weise wie die thorakalen Kammer (Schritt 1.3.3.6). Wählen Sie diesmal Input 2 (Nasal). Hinweis: (Wichtig) Der Wert für körperliche Belastungen angewendet hohen Wert festgelegt werden, um + 20 mL/s. Dies ändert sich die Polarität der Strömung in die vordere Kammer in Bezug auf die hintere Kammer. Daher, wenn das Tier atmet, werden die zwei Fluss-Signale fast in Phase, abgesehen von der Verzögerung zur Berechnung des sRaw.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Lunge Funktion Messungen
<ol><li>Wiegen Sie die Tiere und notieren Sie ihr Körpergewicht.</li>
	<li>Legen Sie das Tier in die Restrainer und legen Sie es in der thorakalen plethysmogramm Kammer (Schritte 1.2.3.1 zu 1.2.3.5).</li>
	<li>Lassen Sie das Tier mindestens 5 min lang entspannen.</li>
	<li>Im ersten Schritt wählen Sie zunächst das Protokoll der Befehle, und klicken Sie dann auf Ausführen.</li>
	<li>Überprüfen Sie auf dem Bildschirm, dass das Tier Atmung sind normal und glatt (Abbildung 2) signalisiert. Die Software zeigt automatisch die berechneten Parameter auf Basis Breath-by-Breath. Stellen Sie sicher, dass das Tier Parameter stabil sind.</li>
	<li>Aufzeichnung der Atemmuster Grundlinie Bedingungen für bis zu 10 Minuten.</li>
	<li>Protokolle, die mit der Verwaltung einer Prüfsubstanz durch Aerosol gehen Sie wie folgt vor:<ol>
<li>Den Vernebler pünktlich und Pflicht Zyklus, je nach Bedarf anpassen. Hinweis: In den Beispielen in diesem Artikel gezeigt, wurde der Vernebler betrieben bei einer Einschaltdauer von 5 % für 10 s.</li>
		<li>Durchführen einer Fahrzeug-Herausforderung (z. B. Kochsalzlösung) und notieren Sie die Antwort.</li>
		<li>Bei Bedarf setzen Sie das Tier zu steigenden Konzentrationen der Prüfsubstanz durch Veränderung der Konzentration in den Zerstäuber in eskalierende Schritte (z. B. Verdoppelung Konzentrationen). Notieren Sie die Antwort, nach jeder Verabreichung.</li>
		<li>Am Ende der experimentellen Sitzung falls nicht automatisch geschehen, die Aufzeichnung beenden und das Tier seiner Gehäuse-Käfig, Zimmer zurück.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Falls erforderlich, wählen Sie Ausführen aus dem Tool Bar Menü eine andere experimentelle Sitzung ausgeführt.<ol>
<li>Zwischen den Sitzungen reinigen Sie plethysmogramm Kammern und spülen Sie den Zerstäuber mit Wasser. Hinweis: Der Konsum von Alkohol kann die plethysmogramm irreversibel schädigen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wenn die Studie wiederholte Auswertungen im Laufe der Zeit umfasst, wiederholen der gesamte Messablauf zu jeder gewählten Timepoint. Hinweis: Empfohlen wird mit Bedacht das Studium mit einigen präzisen Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lunge Bände1,15ergänzen.</li>
</ol>(3) Datenanalyse
Hinweis: Die Software speichert die experimentelle Datei automatisch und exportiert die aufgezeichneten Parameter, wenn die experimentelle Sitzung geschlossen wird.
<ol><li>Berechnen Sie eine Grundlinie Mittelwert für die Parameter von Interesse für jedes Tier und experimentelle Gruppe. Hinweis: Tabelle 1 listet eine Reihe von typischen Parameter kategorisiert basierend auf die Art der Informationen, die sie bieten.</li>
	<li>Wenn relevant, bewerten Sie die Wirkung der Aerosol Substanz auf die Parameter des Interesses bei jeder Konzentration mit einem bestimmten Zeitpunkt (z.B. maximal- bzw. Minimalwert Wert), durchschnittlich oder Vollzeit-Kurs studiert; eine Normalisierung zu Baseline kann auch betrachtet werden.</li>
	<li>Bericht über die Gruppe Mittel und Fehler in einer Tabelle oder Grafik-Format. Die Ergebnisse statistisch analysieren. Hinweis: In der vorliegenden Studie, zwei-Wege-ANOVAs mit wiederholt Maßnahmen wurden zur Beurteilung der Wirkung von Methacholine, dem Allergen – Hausstaub Milben (HDM) – und ihre Interaktion auf verschiedenen DCP auslesen (sRaw und EF50) sowie verschiedene FOT auslesen (RN, G und (H), in beiden Stämme von Mäusen. Sidak mehrere Vergleichstests wurden dann verwendet, um die Konzentrationen von Methacholine bestimmen, an dem die allergische Mäuse unterscheiden sich von den Kontroll-Mäusen. Die gleichen Tests wurden zur Beurteilung der Wirkung von Tagen, HDM und deren Zusammenspiel zu Studienbeginn (d.h.vor Methacholine) auf Anzeigen der Atemwegsobstruktion (sRaw und EF50) und der Belüftung Muster (BF, TV, MV und EIP). Pearson Korrelation wurden verwendet, um die Zusammenhänge zwischen sRaw erhalten mit dem DCP und RN mit der BAV erhalten zu bewerten. Alle statistischen Auswertungen und Grafiken wurden mit alternativen standard Statistiksoftware (z.B.GraphPad Prism) durchgeführt. p ≤ 0,05 wurde als ausreichend, um die Nullhypothese ablehnen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique.">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> J Vis Exp. (75), e50172 (2013).</li><li>Bates, J. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CORP:+Measurement+of+lung+function+in+small+animals.">CORP: Measurement of lung function in small animals.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (5), 1039-1046 (2017).</li><li>Bates, J. H., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+lung+function+in+mice:+the+phenotyping+uncertainty+principle.">Measuring lung function in mice: the phenotyping uncertainty principle.</a> J Appl Physiol. 94 (4), 1297-1306 (2003).</li><li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography.">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> J Vis Exp. (90), e51755 (2014).</li><li>Enhorning, G., van Schaik, S., Lundgren, C., Vargas, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+plethysmography,+does+it+measure+tidal+volume+of+small+animals?.">Whole-body plethysmography, does it measure tidal volume of small animals?.</a> Can J Physiol Pharmacol. 76 (10-11), 945-951 (1998).</li><li>Vijayaraghavan, R., Schaper, M., Thompson, R., Stock, M. F., Alarie, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristic+modifications+of+the+breathing+pattern+of+mice+to+evaluate+the+effects+of+airborne+chemicals+on+the+respiratory+tract.">Characteristic modifications of the breathing pattern of mice to evaluate the effects of airborne chemicals on the respiratory tract.</a> Arch Toxicol. 67 (7), 478-490 (1993).</li><li>Willis, D. N., Liu, B., Ha, M. A., Jordt, S. E., Morris, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Menthol+attenuates+respiratory+irritation+responses+to+multiple+cigarette+smoke+irritants.">Menthol attenuates respiratory irritation responses to multiple cigarette smoke irritants.</a> FASEB J. 25 (12), 4434-4444 (2011).</li><li>Neuhaus-Steinmetz, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+development+of+airway+hyperresponsiveness+and+acute+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+allergic+inflammation.">Sequential development of airway hyperresponsiveness and acute airway obstruction in a mouse model of allergic inflammation.</a> Int Arch Allergy Immunol. 121 (1), 57-67 (2000).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tidal+midexpiratory+flow+as+a+measure+of+airway+hyperresponsiveness+in+allergic+mice.">Tidal midexpiratory flow as a measure of airway hyperresponsiveness in allergic mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 280 (3), L565-L573 (2001).</li><li>Glaab, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+measurement+of+midexpiratory+flow+indicates+bronchoconstriction+in+allergic+rats.">Noninvasive measurement of midexpiratory flow indicates bronchoconstriction in allergic rats.</a> J Appl Physiol (1985). 93 (4), 1208-1214 (2002).</li><li>Pennock, B. E., Cox, C. P., Rogers, R. M., Cain, W. A., Wells, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+technique+for+measurement+of+changes+in+specific+airway+resistance.">A noninvasive technique for measurement of changes in specific airway resistance.</a> J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (2), 399-406 (1979).</li><li>DeLorme, M. P., Moss, O. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+function+assessment+by+whole-body+plethysmography+in+restrained+versus+unrestrained+mice.">Pulmonary function assessment by whole-body plethysmography in restrained versus unrestrained mice.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 47 (1), 1-10 (2002).</li><li>Flandre, T. D., Leroy, P. L., Desmecht, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+somatic+growth,+strain,+and+sex+on+double-chamber+plethysmographic+respiratory+function+values+in+healthy+mice.">Effect of somatic growth, strain, and sex on double-chamber plethysmographic respiratory function values in healthy mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (3), 1129-1136 (2003).</li><li>Criee, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body+plethysmography--its+principles+and+clinical+use.">Body plethysmography--its principles and clinical use.</a> Respir Med. 105 (7), 959-971 (2011).</li><li>Robichaud, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+full-range+pressure-volume+curves+in+mice+and+rats.">Automated full-range pressure-volume curves in mice and rats.</a> J Appl Physiol (1985). 123 (4), 746-756 (2017).</li><li>Mizutani, N., Goshima, H., Nabe, T., Yoshino, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complement+C3a-induced+IL-17+plays+a+critical+role+in+an+IgE-mediated+late-phase+asthmatic+response+and+airway+hyperresponsiveness+via+neutrophilic+inflammation+in+mice.">Complement C3a-induced IL-17 plays a critical role in an IgE-mediated late-phase asthmatic response and airway hyperresponsiveness via neutrophilic inflammation in mice.</a> J Immunol. 188 (11), 5694-5705 (2012).</li><li>Nabe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+basophils+and+mast+cells+infiltrating+the+lung+by+multiple+antigen+challenges+in+asthmatic+responses+of+mice.">Roles of basophils and mast cells infiltrating the lung by multiple antigen challenges in asthmatic responses of mice.</a> Br J Pharmacol. 169 (2), 462-476 (2013).</li><li>Morris, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immediate+sensory+nerve-mediated+respiratory+responses+to+irritants+in+healthy+and+allergic+airway-diseased+mice.">Immediate sensory nerve-mediated respiratory responses to irritants in healthy and allergic airway-diseased mice.</a> J Appl Physiol (1985). 94 (4), 1563-1571 (2003).</li><li>Merazzi, D., Mortola, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+changes+in+ambient+temperature+on+the+Hering-Breuer+reflex+of+the+conscious+newborn+rat.">Effects of changes in ambient temperature on the Hering-Breuer reflex of the conscious newborn rat.</a> Pediatr Res. 45 (3), 370-376 (1999).</li><li>Rao, R., Nagarkatti, P. S., Nagarkatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delta(9)+Tetrahydrocannabinol+attenuates+Staphylococcal+enterotoxin+B-induced+inflammatory+lung+injury+and+prevents+mortality+in+mice+by+modulation+of+miR-17-92+cluster+and+induction+of+T-regulatory+cells.">Delta(9) Tetrahydrocannabinol attenuates Staphylococcal enterotoxin B-induced inflammatory lung injury and prevents mortality in mice by modulation of miR-17-92 cluster and induction of T-regulatory cells.</a> Br J Pharmacol. 172 (7), 1792-1806 (2015).</li><li>Agrawal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+mucin+secretion+with+MARCKS-related+peptide+improves+airway+obstruction+in+a+mouse+model+of+asthma.">Inhibition of mucin secretion with MARCKS-related peptide improves airway obstruction in a mouse model of asthma.</a> J Appl Physiol (1985). 102 (1), 399-405 (2007).</li><li>Mabalirajan, U., Aich, J., Agrawal, A., Ghosh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mepacrine+inhibits+subepithelial+fibrosis+by+reducing+the+expression+of+arginase+and+TGF-beta1+in+an+extended+subacute+mouse+model+of+allergic+asthma.">Mepacrine inhibits subepithelial fibrosis by reducing the expression of arginase and TGF-beta1 in an extended subacute mouse model of allergic asthma.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (3), L411-L419 (2009).</li><li>Desmet, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+of+experimental+asthma+by+decoy-mediated+local+inhibition+of+activator+protein-1.">Treatment of experimental asthma by decoy-mediated local inhibition of activator protein-1.</a> Am J Respir Crit Care Med. 172 (6), 671-678 (2005).</li><li>Zang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+C+Fibers+Modulate+MMP-12+Production+via+PAR2+and+Are+Involved+in+the+Long-Term+Airway+Inflammation+and+Airway+Hyperresponsiveness+Induced+by+Respiratory+Syncytial+Virus+Infection.">Pulmonary C Fibers Modulate MMP-12 Production via PAR2 and Are Involved in the Long-Term Airway Inflammation and Airway Hyperresponsiveness Induced by Respiratory Syncytial Virus Infection.</a> J Virol. 90 (5), 2536-2543 (2015).</li><li>Shukla, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carryover+of+cigarette+smoke+effects+on+hematopoietic+cytokines+to+F1+mouse+litters.">Carryover of cigarette smoke effects on hematopoietic cytokines to F1 mouse litters.</a> Mol Immunol. 48 (15-16), 1809-1817 (2011).</li><li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+function+assessment+in+safety+pharmacology.">Respiratory function assessment in safety pharmacology.</a> Curr Protoc Pharmacol. , (2003).</li><li>Lofgren, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restrained+whole+body+plethysmography+for+measure+of+strain-specific+and+allergen-induced+airway+responsiveness+in+conscious+mice.">Restrained whole body plethysmography for measure of strain-specific and allergen-induced airway responsiveness in conscious mice.</a> J Appl Physiol (1985). 101 (5), 1495-1505 (2006).</li><li>DiMaria, G. U., Wang, C. G., Bates, J. H., Guttmann, R., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+airway+responses+to+inhaled+methacholine+in+the+rat.">Partitioning of airway responses to inhaled methacholine in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 62 (3), 1317-1323 (1987).</li><li>Hoymann, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+function+measurements+in+rodents+in+safety+pharmacology+studies.">Lung function measurements in rodents in safety pharmacology studies.</a> Front Pharmacol. 3, 156 (2012).</li><li>Agrawal, A., Singh, S. K., Singh, V. P., Murphy, E., Parikh, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Partitioning+of+nasal+and+pulmonary+resistance+changes+during+noninvasive+plethysmography+in+mice.">Partitioning of nasal and pulmonary resistance changes during noninvasive plethysmography in mice.</a> J Appl Physiol (1985). 105 (6), 1975-1979 (2008).</li><li>McLeod, R. L., Young, S. S., Erickson, C. H., Parra, L. E., Hey, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+nasal+obstruction+in+the+allergic+guinea+pig+using+the+forced+oscillation+method.">Characterization of nasal obstruction in the allergic guinea pig using the forced oscillation method.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (3), 153-159 (2002).</li><li>Miyahara, S., Miyahara, N., Takeda, K., Joetham, A., Gelfand, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiologic+assessment+of+allergic+rhinitis+in+mice:+role+of+the+high-affinity+IgE+receptor+(FcepsilonRI).">Physiologic assessment of allergic rhinitis in mice: role of the high-affinity IgE receptor (FcepsilonRI).</a> J Allergy Clin Immunol. 116 (5), 1020-1027 (2005).</li></ol>

DB und AR sind durch SCIREQ wissenschaftliche Respiratory Equipment Inc, ein gewerbliches Unternehmen involviert in Themen rund um den Inhalt dieses Artikels beschäftigt. DB besitzt auch bestand. SCIREQ Inc. ist eine Firma Emka Technologien.

Die Fähigkeit zur Messung der Lungenfunktion in bewusste Tiere ist eindeutig in der respiratorischen Forschung geboten. Im Allgemeinen ist das DCP ein interessanter Ansatz, die Lüftungsfunktion des respiratorischen Systems in bewusste und spontan atmen Tiere26zu bewerten. Genauer gesagt, schlägt das DCP oder seine Kopf-draußen-Variante oft eine richtige Balance zwischen der Qualität der bereitgestellten Informationen und das gewünschte Maß an Invasivität3 (Tabelle 2). Die Technik kann auf verschiedene Arten (z. B. Maus, Ratte, Meerschweinchen) oder tierische Größen angepasst werden und kann in vielen Anwendungen in der Forschung verwendet werden. Es ist besonders nützlich, um zahlreiche Tiere auf einmal in eine parallele Studiendesign, um die Atemfunktion wiederholt zu überwachen und die Kinetik der Reaktion im Laufe der Zeit zu erfassen, zu bewerten. Darüber hinaus ist die Technik ist einfach und relativ zeitnah erlernt werden kann. In der vorliegenden Arbeit, ein Protokoll mit DCP Messungen bei Mäusen diente als Vorbild für die praktischen Aspekte beschreiben Plethysmographie Technik sowie zurückhaltend die entscheidenden Schritte zu diskutieren und Ergebnisse.
Beim Arbeiten mit bewusst Tiere ist es wichtig, die Bedingungen der Umgebung (z. B. Ruheraum mit einer begrenzten Anzahl von Personen oder Aktivität) zu kontrollieren, um reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen. Da die wachstumsbefürworter in verschiedenen Dimensionen kommen, ist es wichtig, mit der entsprechenden Größe zu starten, so dass die Atmung Bewegungen gelassen sind. Es ist auch hilfreich und oft erforderlich, um den Tieren den Versuchsaufbau und Verfahren, zu gewöhnen, wie auch bei Mäusen feststeht, dass einstweilige Verfügung die Atmung Frequenz12 betrifft. Je nach Versuchsanordnung oder Bedingungen können mehrere Sitzungen von inkrementellen Dauer erforderlich sein. Schließlich ist so dass genügend Zeit zum Jahresbeginn ein Experiment für die Tiere zur Anpassung an den Raum verändern und notwendige Handling eine einfache Überlegung, die erwies sich effektiv als, um sicherzustellen, dass die Atmung stets regelmäßig und entspannt bei Studienbeginn ist. Arbeiten unter Bedingungen, wo die Tiere komfortabel, gut angepasst und ruhig sind, werden auch vorteilhaft in Bezug auf Ergebnis Variabilität und Qualität. Sie schränkt auch Stress-induzierte Freisetzung von Katecholamin, die Atemwege Kaliber zu erhöhen und eine induzierte Bronchokonstriktion zu vermindern.
Es ist wichtig zu verstehen, dass es notwendig ist, so luftdicht wie möglich die nasale und thorakalen fließt zu trennen. Je nach System oder Arten untersucht kann der Verschluss-Mechanismus in einem Zustand wie in Wirksamkeit variieren. In das DCP, die wir hier beschrieben, wird die Dichtung zwischen Schnauze des Tieres und die Haltevorrichtung erstellt. Bei der Beurteilung der Atemfunktion durch DCP ist es auch wichtig, eine ausreichende und kontinuierliche Bias Strömung, da ein Rückgang in der Höhe von Sauerstoff zur Verfügung, um das Tier zu erheblichen Auswirkungen führt. Unter Berücksichtigung das Wohlbefinden des Tieres in die Restrainer schränkt die Neigung Luftundichtigkeiten erstellt durch Agitation und dadurch maximiert die Qualität der Daten. Kontrastreich, führt ein Bruch in der Dichtung abgelehnten Datasets oder einer Unterschätzung einiger Parameter.
Darüber hinaus um die separate Erfassung der nasalen Flow Signal zu ermöglichen, die Kopf-Kammer dient normalerweise um das Tier zu Aerosol Substanzen aussetzen. Wie in diesem Artikel dargestellt, kann dies genutzt werden, um einen Bronchoprovocation Test um unterschiedliche Grade der Reaktionsfähigkeit zu demonstrieren. In solchen Experimenten der Einstellbereich der getesteten Konzentrationen kann erforderlich sein, je nach der Spezies, die Dehnung oder die Geschlecht der Tiere untersucht. Als zuvor gezeigt8,9,10,27zeigen die vorliegenden Ergebnisse, dass die Methacholine-induzierte Veränderungen im sRaw gut mit invasive FOT Messungen des Atemwegswiderstandes korreliert. Die Ergebnisse zeigen auch, dass die DCP-Technik nicht so empfindlich wie das BAV für seine Fähigkeit, respiratorische Dysfunktion zu erkennen und zu einer veränderten Reaktion innerhalb der unteren Fächer der Lunge (Lungengewebe und/oder kleinen peripheren Atemwege) lokalisiert ist . Da das Tier Airways intakt sind, kann das Vorhandensein der oberen Atemwege, die den größten Teil der Atemwege Gesamtwiderstand Luftstrom28ausmacht, die Aerosol-Verteilung und Ablagerung in Ergänzung zu den Beitrag von Dämpfen beeinflussen die unteren Atemwege mit einer Messung. Tabelle 3 fasst weitere Unterschiede zwischen den DCP-Technik und das BAV. Zu guter Letzt zwar wäre es theoretisch möglich, das Tier total Atemwegswiderstand (einschließlich der oberen Luftwege) aus einer Messung der sRaw zu schätzen, in der Regel empfiehlt es sich, mit einer invasiven Messverfahren wie die DCP Bewertung ergänzen die BAV-29 direkte Messungen der detaillierten Atemwege Mechanik. Je nach Zielsetzung der Studie können Messungen der oberen Atemwegswiderstand30,31,32berücksichtigt werden.
Fazit  Aufgrund seiner begrenzten Grad der Invasivität ist der DCP eine Technik, die ein Bedürfnis in der respiratorischen Forschung erfüllen kann. Es ist in der Lage, genaue Ablesung der Lüftung Muster bewusst Tiere gleichzeitig mit einige unbestrittene Indizes der Luftstrom behindert. Die gewonnenen Informationen ergänzt, die auch wirklich von mehr invasive Ansätze.

Der zunehmende Einsatz von kleinen Tieren, Modell menschlicher Erkrankungen der Atemwege drängte die Entwicklung von Techniken, um die Funktionen des Atmungssystems bei diesen Tieren quantitativ zu bewerten. Derzeit ist die erzwungene Schwingung-Technik (FOT) als die genauesten Ansatz anerkannt, Atemwege Mechanik in Kleintiere1,2bewerten. Jedoch wie die Phänotypisierung Unschärferelation erklärt, wird was in Messgenauigkeit mit BAV gewonnen aus gegen einen Verlust in Noninvasiveness3gehandelt. In der Tat sind BAV Messungen unter sehr kontrollierten experimentellen Bedingungen erworben, die Anästhesie sowie Tracheotomie oder orale Intubation und Beatmung notwendig machen; ein Szenario vom wirklichen Leben.
In Situationen, wo die experimentellen Anforderungen verbieten den Einsatz von Anästhetika oder wenig oder gar keine Abweichung von der natürlichen physiologischen Zustand des Tieres fordern, kann Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) betrachtet werden. Wie der Name schon sagt, bestehend eine DCP-Setup aus zwei verbundenen starren Kammern gebaut, um den Kopf des Tieres (oder Nase), in die vordere Kammer, aus seinen Brustkorb so luftdicht wie möglich isolieren in der hinteren Kammer. Innerhalb der Einrichtung das Tier bewusst und atmet spontan während zurückgehalten wird. Weil die Wände der Kammern erweitern oder zurückziehen können, erzeugt die Bewegung der Luft-and-out des Tieres eine entsprechende aber entgegengesetzte Wellenform in der hinteren Kammer, als Folge der Kompression/Dekompression der umgebenden Luft. Die Wellenform durch nasale Strömung in die vordere Kammer und eine rund um die thorakale Bewegung in die hintere Kammer kann so getrennt und gleichzeitig erfasst. Je nach Bauart des DCP-Setups können diese Wellenformen mit Druckaufnehmer oder Pneumotachographs können Sie jeweils die Änderungen im Kammerdruck oder Luftstrom-and-out der Kammern als Funktion der Zeit aufzeichnen erworben werden. Der zweite Ansatz ist heute häufiger.
Während das Tier Atemfrequenz durch jede Art von Plethysmographie Techniken genau bestimmt werden kann, ist die Situation nicht das gleiche für die Bestimmung der Tidalvolumen und seine Verwandten beatmungsparameter (z.B., Minute Lüftung, exspiratorischen Volumen, etc.). Im Gegensatz zu den Ganzkörper-plethysmogramm (WBP) Technik, wo das Tier Tidalvolumen von Feld Signal4,5geschätzt wird, bietet die DCP-Technik präzise Einschätzungen der Tidalvolumen. Dies bezieht sich auf den direkten Erwerb der thorakalen Bewegung des Tieres in der hinteren Kammer sind proportional zu den Veränderungen im Lungenvolumens während der Atmung.
Zusätzlich zu diesen präzise ventilatorischen Parametern (z.B., Tidalvolumen, Atemfrequenz und Minute Lüftung), einige Störungen in der Form der Atmungszyklus können auch zur neuronalen Aspekte zu untersuchen, die Regeln der atemantrieb oder respiratorische Reflexe. Ein konkretes Beispiel für diese Anwendung wäre Reizung Potenzialbeurteilung inhalierten Substanzen auf die oberen Atemwege sensorischen Neuronen6. Hier wird die Dauer einer Pause zu Beginn der Ablauf über einen Parameter namens Ende inspiratorische Pause (EIP), auch bezeichnet als Dauer des Bremsens6ermittelt. Die Verlängerung dieser Pause durch eine reizende Substanz ist verbunden mit der Schließung des Tieres Stimmritze, verursacht einen messbaren Zeitraum von Bremsen im ersten Teil der Ablauf6,7.
Ein weiterer wichtiger Vorteil des DCP ist, dass es zwei validierte und unbestrittene Parameter liefert, die empfindlich auf Luftstrom behindert sind. Man nennt man den Fluss in Mitte-Gezeiten exspiratorischen Volumen und ist abgekürzt EF508,9,10. Es ist der Luftstrom bei Midway Lautstärke jedes Gezeiten Kurzatmigkeit bei Ablauf. EF50 wird der thorakalen Ablaufprotokoll entzogen und somit ohne die vordere Kammer (d. h., bei einer Kopf-draußen-Konfiguration) gemessen werden. Der andere nennt man spezifische Atemwegswiderstand und abgekürzte sRaw11,12,13. Die Bestimmung der sRaw erfordert die gleichzeitige Aufnahme des Tieres nasale und thorakalen fließt, wie es von der Zeitverzögerung zwischen diesen separaten Atemwege Spuren zum Zeitpunkt Null Strömung am Ende der Inspiration berechnet wird. Die Gründe, die die Grundlage beschreibt, bezieht sich diese Verzögerung auf sRAW, breitgetreten wurde bisher11. Einfach ausgedrückt, vorausgehen Lunge Volumenänderungen der Luftbewegung da einem Druckgradienten entwickeln, um zu fahren Luftstrom muss. Bei einem gesunden Tier ruhig atmen ist diese Verzögerung in der Regel sehr klein. Allerdings ist der Druckgradient, der erforderlich ist, um einen bestimmten Strom (z.B., eine Strömung, die ausreicht, um ausreichende Belüftung) unterzubringen durch den Grad der Atemwegswiderstand beeinflusst. Während Bronchokonstriktion ist zum Beispiel der Gradient der Druck notwendig, um einen bestimmten Strom unterzubringen größer, was impliziert, dass das Tier härter arbeiten, für die Atmung muss. Eine größere Steigung von Druck im Brustkorb des Tieres bedeutet auch, dass ein größerer Teil des Förderstroms der hinteren Kammer-and-out durch Dekompression/Kompression der Luft in den Brustkorb, die Teil des insgesamt thorakalen Ausbau/einfahren, ist aus der Phase mit dem nasale Fluss. Die erhöhte Resistenz durch Bronchokonstriktion erhöht somit die Verzögerung zwischen dem hinteren und vorderen Kammern und vergrößert damit sRaw. Der Gradient der Druck, die Luftstrom-and-out der Lunge treibt prägt auch das anfängliche thorakale Gasvolumen (TGV). Bei einem größeren TGV beispielsweise Ausbau/Rücknahme des Thorax erforderlich, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren ist größer (einfach weil die Volume-Verschiebung, die erforderlich sind, um einen bestimmten Verlauf des Drucks zu generieren größer ist), das bedeutet auch, dass die Tier muss härter arbeiten, für die Atmung. Wieder, diese zusätzliche thorakalen Verschiebungen sind erforderlich, um Luft in den Brustkorb dekomprimieren/komprimieren und sind somit nicht in Phase mit dem nasale Fluss. Also, eine erhöhte TGV erhöht auch die Verzögerung zwischen den Kammern und erhöht dadurch sRaw. Wie man sehen kann, führen Bronchokonstriktion und erhöhte TGV ein wichtiger Versuch, Luft-and-out der Lunge ziehen. Dies ist im Wesentlichen die physiologische Bedeutung des sRaw. Es repräsentiert den Aufwand für die Atmung5,14.
Es ist daher wichtig zu verstehen, dass zwei unterschiedliche Faktoren sRaw beeinflussen: Atemwegswiderstand und TGV. In der Tat kann sRaw als das Produkt der Atemwegswiderstand und TGV11ausgedrückt werden. Bewusste Tiere können ihre TGV nach Belieben ihre Belüftung an eine bestimmte Umgebung anzupassen. Unter solchen Bedingungen, wo das Tier natürlichen physiologischen Zustand unverändert ist, ist es so unmöglich zu erkennen, ob eine Änderung im sRaw ergibt sich eine Änderung im Atemwegswiderstand, eine Änderung im TGV oder eine Mischung aus beidem. Daher empfiehlt es sich, die DCP-Auswertung mit mehr invasiven Messungen der Atemwege Mechanik und/oder Lungenvolumen, wie Sie durch das BAV1,15ergänzen.
Bisher wurde das DCP in verschiedenen Anwendungen in der Forschung eingesetzt. Die Technik kann verwendet werden mit oder ohne Kopf Kammer, quantitativ und genau bewerten die Wirkung von verschiedenen Substanzen, wie z. B. pharmazeutische Wirkstoffe, Allergene, Reizstoffe oder anderer Vermittler auf Atemfunktion in bewusste Kleintiere 16,17,18. Die vordere Kammer dient auch als ein freilegen Kammer Aerosol Substanzen oder unterschiedlichen Gas-Konzentrationen (Hypoxie, Hyperkapnie, etc.)-19. Bequem, erlaubt es, damit auch die akuten Wirkungen von diesen Forderungen zu messen. In der Tat ist eines der häufigsten Verwendungen des DCP, den Grad des Reaktionsvermögens zu Aerosol Methacholine in verschiedenen Modellen von Atemwegserkrankungen20,21,22,23, 24 , 25.
Obwohl die DCP-Technik scheinbar einfach, könnten die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit der Ergebnisse einige praktische Herausforderungen potenziell unerfahrene Benutzer zu verhindern oder beeinträchtigen. Der vorliegende Beitrag liefert eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die erfolgreich Atemwege Aufnahmefunktion von DCP im bewussten, zurückhaltend, spontan atmenden Mäuse. Die Beschreibung bezieht sich auf das angegebene Gerät (siehe die Tabelle der Materialien). Den Nutzen und Wert des DCP zeigt sich auch in ein gemeinsames Modell der allergische Lungenentzündung in zwei Stämme von Mäusen getestet bei Studienbeginn und als Reaktion auf Aerosol Methacholine.

<table><tbody><tr><td>Acetyl-&amp;beta;-methylcholine chloride&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-2251</td><td>Methacholine</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Multicell</td><td>311-506-CL</td><td>PBS 10X</td></tr><tr><td>House dust mite extract</td><td>GREER</td><td>290902</td><td>HDM&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DCP complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>iox software</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>flexiVent FX complete system</td><td>&amp;nbsp;SCIREQ Inc. /emka TECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

assessment of respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography

Luft Volumenänderungen durch eine bewusste Thema Atmung spontan in einem Körper-Box erstellt sind an der Basis der Plethysmographie, eine Technik verwendet, um einige Features die Atemfunktion im Menschen ebenso wie bei Versuchstieren nicht-invasiv zu bewerten. Der vorliegende Artikel konzentriert sich auf die Anwendung der Doppel-Kammer-Plethysmographie (DCP) bei Kleintieren. Es bietet Hintergrundinformationen zu der Methodik sowie eine detaillierte schrittweise Prozedur zum Atemfunktion in Bewusstsein, spontan atmen Tiere in eine nicht-invasive Weise erfolgreich zu bewerten. Das DCP kann verwendet werden, um die Atemfunktion von mehreren Tieren gleichzeitig auch Veränderungen, die durch Aerosol Stoffe über einen gewählten Zeitraum zu identifizieren und in gewissem Sinne wiederholte zu überwachen. Experimente zur Kontrolle und allergische Mäuse werden hierin verwendet, um das Dienstprogramm der Technik zu demonstrieren, erläutern Sie die damit verbundenen Outcome-Parameter, sowie die damit verbundenen Vorteile und Mängel zu diskutieren. Insgesamt bietet das DCP gültige und theoretisch fundierte auslesen, die vertrauenswürdig, die Atemfunktion der bewussten Kleintiere zu Studienbeginn und nach Herausforderungen mit Aerosol Substanzen zu bewerten sind.

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Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Das Ziel dieses Artikels ist es, eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die Atemfunktion im bewussten Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie bewerten.

Beurteilung der Atemfunktion in bewusste Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

assessment-respiratory-function-conscious-mice-double-chamber

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

42.8K Aufrufe.  Université Laval. Das Ziel dieses Artikels ist es, eine detaillierte Beschreibung der empfohlenen Verfahren, die Atemfunktion im bewussten Mäuse durch Doppel-Kammer-Plethysmographie bewerten.

Serie: Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Forschung

Medizin

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Auswertung der Respiratory Muscle Activation Mit Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) bei Personen mit chronischen Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Method to Obtain Pattern of Breathing in Senescent Mice through Unrestrained Barometric Plethysmography

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and minute ventilation are routinely reported. Moreover, information can be collected regarding the neural output of breathing, including the existence of central apneas and augmented breaths. An important consideration for UBP is obtaining a breathing segment with a minimal impact of anxious or active behaviors, to elucidate the response to breathing challenges. Here, we present a protocol that allows for short, quiet baselines to be obtained in aged mice, comparable to waiting for longer bouts of quiet breathing. The use of shorter time segments is valuable, as some strains of mice may be increasingly excitable or anxious, and longer periods of quiet breathing may not be achieved within a reasonable timeframe. We placed 22 month-old mice in a UBP chamber and compared four 15 s quiet breathing segments between minutes 60&#8211;120 to a longer 10 min quiet breathing period that took&#160;2&#8211;3 h to acquire. We also obtained counts of central apneas and augmented breaths prior to the quiet breathing segments, following a 30 min familiarization period. We show that 10 min of quiet breathing is comparable to using a much shorter 15 s duration. Additionally, the time leading up to these 15 s quiet breathing segments can be used to gather data regarding apneas of central origin. This protocol allows investigators to collect pattern-of-breathing data in a set amount of time and makes quiet baseline measures feasible for mice that may exhibit increased amounts of excitable behavior. The UBP methodology itself provides a useful and noninvasive way to collect pattern-of-breathing data and allows for mice to be tested over several time points.

Unrestrained barometric plethysmography is used to quantify the pattern of breathing in awake mice. We show that 15 s segments under a standardized protocol display similar values to an extended duration of quiet breathing. This methodology also allows for the quantification of apnea and augmented breaths during the first hour in the chamber.

Methode, um Muster der Atmung in seneszierenden Mäusen durch hemmungslose Barometrische Plethysmographie zu erhalten

Unrestrained barometric plethysmography (UBP) is a method for quantifying the pattern of breathing in mice, where breathing frequency, tidal volume, and ...

Verhalten

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Beurteilung der rechtsventrikulären Struktur und Funktion in Maus-Modell der Lungenarterie Verengung durch transthorakale Echokardiographie

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

Diagnostische Ultraschall-Bildgebung der Maus Membranfunktion

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

Automatisierte Messung von Lungenemphysem und Klein Airway Remodeling im Zigarettenrauch ausgesetzten Mäuse

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Repeated Measurement of Respiratory Muscle Activity and Ventilation in Mouse Models of Neuromuscular Disease

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated measurements over weeks or months of accessory respiratory muscle activity while simultaneously measuring ventilation in a non-anesthetized, freely behaving mouse. The technique includes the surgical implantation of a radio transmitter and the insertion of electrode leads into the scalene and trapezius muscles to measure the electromyogram activity of these inspiratory muscles. Ventilation is measured by whole-body plethysmography, and animal movement is assessed by video and is synchronized with electromyogram activity. Measurements of muscle activity and ventilation in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis are presented to show how this tool can be used to investigate how respiratory muscle activity changes over time and to assess the impact of muscle activity on ventilation. The described methods can easily be adapted to measure the activity of other muscles or to assess accessory respiratory muscle activity in additional mouse models of disease or injury.

This paper introduces a method for repeated measurements of ventilation and respiratory muscle activity in a freely behaving amyotrophic lateral sclerosis (ALS) mouse model throughout disease progression with whole-body plethysmography and electromyography via an implanted telemetry device.

Wiederholte Messung der Atemmuskelaktivität und Ventilation in Mausmodellen von neuromuskulären Erkrankungen

Accessory respiratory muscles help to maintain ventilation when diaphragm function is impaired. The following protocol describes a method for repeated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biologie

Simplified Whole Body Plethysmography to Characterize Lung Function During Respiratory Melioidosis

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ensure that both animal welfare and scientific insights advance with the availability of new technologies. This article demonstrates the use of Simplified Whole Body Plethysmography (sWBP) to non-invasively study respiratory failure in a model of lethal respiratory melioidosis. sWBP has the sensitivity to detect breathing in mice through the entirety of the course of the disease, allowing for the moribund-associated symptoms (bradypnea and hypopnea) to be measured and potentially used to develop humane endpoint criteria.
Some of the benefits of sWBP in the context of respiratory disease are that host breath monitoring comes the closest of any physiologic measurement at assessing dysfunction of the primary infected tissue, namely, the lung. In addition to biological significance, the use of sWBP is rapid and non-invasive, minimizing stress in research animals. This work demonstrates the use of in-house sWBP apparatus to monitor disease throughout the course of respiratory failure in the murine model of respiratory melioidosis.

This protocol presents the construction and use of a Simplified Whole Body Plethysmography apparatus to monitor bacterial respiratory disease progression non-invasively.

Vereinfachte Ganzkörperplethysmographie zur Charakterisierung der Lungenfunktion bei respiratorischer Melioidose

Surrogate animal models of disease are subject to the 3Rs of Responsible Research. There is a frequent revisiting of refinements to animal models to ...

Immunologie und Infektion

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative assessment of lung function in rodent models is an important tool in the development of future therapies. Commonly used techniques for assessing respiratory function including invasive plethysmography and forced oscillation. While these techniques provide valuable information, data collection can be fraught with artefacts and experimental variability due to the need for anesthesia and/or invasive instrumentation of the animal. In contrast, unrestrained whole-body plethysmography (UWBP) offers a precise, non-invasive, quantitative way by which to analyze respiratory parameters. This technique avoids the use of anesthesia and restraints, which is common to traditional plethysmography techniques. This video will demonstrate the UWBP procedure including the equipment set up, calibration and lung function recording. It will explain how to analyze the collected data, as well as identify experimental outliers and artefacts that results from animal movement. The respiratory parameters obtained using this technique include tidal volume, minute volume, inspiratory duty cycle, inspiratory flow rate and the ratio of inspiration time to expiration time. UWBP does not rely on specialized skills and is inexpensive to perform. A key feature of UWBP, and most appealing to potential users, is the ability to perform repeated measures of lung function on the same animal.

The assessment of respiratory physiology has traditionally relied upon techniques, which require restraint or sedation of the animal. Unrestrained whole-body plethysmography, however, provides precise, non-invasive, quantitative analysis of respiratory physiology in animal models. In addition, the technique allows repeated respiratory assessment of mice allowing for longitudinal studies.

Messatemfunktion im Maus Mit Hemmungslose Ganzkörper-Plethysmographie

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...