Name: electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping
Uploaded: 2018-02-22T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 19 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping at JoVE.com

Diese Arbeit ist unterstützt das Programm zur Verbesserung der Forschungslandschaft für junge Forscher aus Sondermitteln Koordination für die Förderung von Wissenschaft und Technik (SCF) (zu T.S), Grants-in-Aid für wissenschaftliche Forschung (Nr. 16 K 09494, T.S, Nr. 26293052, zu T.F) aus dem Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie (MEXT) von Japan. Wir freuen uns über Brainvision und Herrn Kenji Tsubokura für die technische Unterstützung, und wir schätzen auch Mr. John Martin für seine sprachliche Unterstützung.

Dieser Tierversuch wurde genehmigt und unter der Verordnung von der institutionellen Animal Care und Nutzung Ausschuss von Tokio medizinischen und zahnmedizinischen Universität durchgeführt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Stammlösungen<ol>
<li>Lösen der Spannung-empfindlichen Farbstoffen (di-4-ANEPPS und RH237) und Ca2 + Indikator (Rhod 2 bin) mit 100 % Dimethyl Sulfoxid (DMSO), Stammlösungen mit Konzentrationen von 6 mM, 10 mM und 10 mM, bzw. zu machen.</li>
		<li>Auflösen der Erregung-Kontraktion (E-C) Entkuppler, Blebbistatin, mit 90 % DMSO, eine 50 mM-Stammlösung zu machen.</li>
		<li>Aliquoten Stammlösungen in einem 0,2 mL PCR Rohr in einem dunklen Raum, und ersetzen Sie die Luft in das Lager Rohr mit Stickstoffgas um Oxidation zu vermeiden.</li>
		<li>Wickeln Sie die Lager Rohre in Alu-Folie individuell für den Lichtschutz und bei-20 ° c lagern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Funktionierende Lösungen<ol>
<li>Bereiten Sie 1 L Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) ohne Ca2 + (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 8,0 mM Na2HPO4und 1,5 mM KH2PO4pH 7,40 durch NaOH eingestellt)</li>
		<li>Bereiten Sie 1 L Tyrode Lösung (135 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 1,8 mM CaCl2, 0,53 mM MgCl2, 0,33 mM NaH2PO4, 5,5 mM D-Glukose und 5,0 mM HEPES, pH 7,40 durch NaOH eingestellt).</li>
		<li>Tyrode Lösung mit einem 0,22 µm Flasche Top Filter filtern und durch Blase Belüftung über einen Ausströmerstein angeschlossen an eine Gasflasche O2 gut belüften.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. optische Zuordnung in Langendorff durchblutet Herzen
<ol><li>Montieren Sie die optische Mapping-System mit zwei komplementäre Metalloxid-Halbleiter (CMOS)-Kameras (Abb. 1aund b)<ol>
<li>Montieren Sie die CMOS-Kameras, Strahlteiler, Objektive, Objektiv-Revolver, Lichtquelle, dichroitischen spiegeln, Filter und andere Teile in der optischen Mapping-System wie in Figur 1a& bgezeigt.</li>
		<li>Wählen Sie die Vergrößerung durch das Objektiv in einem Turm, ausgestattet mit verschiedenen Vergrößerungen (1,6 X und 5 X) ändern. Hinweis: Die Größe des CMOS-Sensors ist 10 mm × 10 mm, mit einer Auflösung von 100 × 100, d. mit 5 X Objektiv h., bietet dieses System eine räumliche Auflösung von 20 µm.</li>
		<li>Legen Sie das Anregungslicht mit einer Leuchtdiode (LED) Lampe mit einer Wellenlänge von Zentrum von 530 nm, durchlaufen einen Bandpass-Filter (520/35 nm), und mit einem dichroitischen Spiegel reflektiert (560 nm).</li>
		<li>Aufzeichnen der Emission Signal geteilt durch einen Splitter (665 nm), in welcher Einstellung Kamera 1 mit einem langen pass Filter (697/75 nm) erkennt die Fluoreszenz, die mit einer Membran Spannung-empfindlichen Farbstoff (di 4-ANEPPS oder RH237) und Kamera 2 mit einem Bandpass-Filter (572/28 nm) erkennt die Signal von der Ca2 + Indikator (Rhod2-Uhr).</li>
	</ol></li>
	<li>Montieren Sie die Langendorff Perfusion Schaltung<ol>
<li>Befestigen Sie Polyvinylchlorid (PVC) Röhren an einer peristaltischen Pumpe.</li>
		<li>Legen Sie die Saugseite des PVC-Rohres in Tyrode Lösung mit 100 % O2 belüftet, wie in Schritt 1.2.3 beschrieben.</li>
		<li>Der Druckseite des PVC-Rohres an eine handgefertigte Luftfalle anschließen, dann ordnen Sie die 5 µm Filter, drei-Wege-Hähne, Druckaufnehmer, Heizung Glas Spule und abgestumpften 21-Gauge-Nadel (die Nadelstärke ist entsprechend der Aorta Größe veränderbar) gegenüber dem Vorquartal , mit anderen PVC-Rohre.</li>
		<li>Füllen Sie die Perfusion Schaltung mit Tyrode Lösung, die Vermeidung von Luftblasen in der Schaltung zu, und stoppen Sie den Fluss zu, bis das Herz mit der Schaltung verbunden ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Heparinisierung und Anästhesie<ol>
<li>Spritzen Sie unfraktioniertem Heparin (200 IU, unabhängig vom Körpergewicht) intraperitoneal in eine Maus mit einem 25-Gauge-Nadel und Spritze 1 mL.</li>
		<li>Betäuben Sie die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von Pentobarbital (65mg/kg) 10 min nach der Injektion von Heparin.</li>
	</ol></li>
	<li>Kanülierung und Durchblutung<ol>
<li>Platzieren Sie den Mauszeiger in die Rückenlage. Bestätigen Sie die Tiere betäubt, durch mangelnde Reaktion bis zu den Zehen Prise. Öffnen Sie die Bauchdecke unter dem Xiphoid Prozeß-Niveau mit einer Schere. Machen eine Quereinschnitt im Zwerchfell, durchs Herz beidseitig der Rippen in der medialen Axillarlinie ohne Schäden und die vorderen Brustwand nach oben kippen. Gebogene Pinzette hinter dem Herzen voraus, und halten Sie die absteigende Aorta, Speiseröhre und minderwertige Vena Cava. Dann, Verbrauchsteuern Sie Herzen mit einer Schere schnell zusammen mit dem angrenzenden Gefäße und Gewebe, wie die Aorta, Lunge, Luftröhre, Speiseröhre, Fettgewebe und Thymus.</li>
		<li>Das Herz mit 10 mL eiskaltem PBS in einer Petrischale zu waschen, und das anliegende Gewebe zu entfernen.</li>
		<li>Stellen Sie die Spitze der abgestumpften 21-Gauge-Nadel in der Aorta ascendens an die Perfusion-Kreislauf angeschlossen, und befestigen Sie es mit Gewinde unter einem Stereomikroskop.</li>
		<li>Beginnen Sie, das Herz für 10 min mit Tyrode Lösung mit 100 % O2belüftet durchspülen.</li>
		<li>Überwachen Sie den Perfusionsdruck kontinuierlich mit der Drucksensor an der Verstärker und der Recorder angeschlossen.</li>
		<li>Halten Sie den Perfusionsdruck zwischen 80-100 MmHg (in der Regel 2-5 mL/min für den Durchfluss entsprechend) während der folgenden Schritte.</li>
		<li>Während der anfänglichen Perfusion (Schritt 2.4.4.) legen Sie die dünnen Polyethylen (PE)-Rohr (Außendurchmesser: 0,8 mm) in der SVC und befestigen Sie es mit einem Faden. Legen Sie dann das Herz in die vorgewärmte Glas-Kammer (Abbildung 1 b& c).</li>
		<li>Punktion eine innewohnende 24-Gauge-Nadel (Außendurchmesser: 0,7 mm) in der linken Herzkammer (LV) Aussparung durch die ventrikuläre Apex zu vermeiden Schäden in den Vorhof, und entfernen die innere Nadel verlassen die äußere Kanüle in das LV.</li>
		<li>Führen Sie einen 1-Französisch Größe benutzerdefinierte Elektrode Katheter durch das PE-Rohr in der SVC elektrischen Stimulation in der RA durchführen Bei Bedarf vorab des Katheters in den rechten Ventrikel (RV) für ventrikuläre Stimulation.</li>
		<li>Legen Sie eine Pin-Elektrode in ventrikuläre Apex kontinuierlich aufzeichnen der bipolaren Elektrokardiogramm (EKG) zwischen Pin Elektrode und Kanülierung Nadel in der Aorta ascendens (Abbildung 1 c).</li>
		<li>Überwachung des EKG und Perfusion Drucks während der gesamten Studie weiter.</li>
		<li>Schalten Sie das Licht, und führen Sie das folgende Experiment in einem dunklen Raum.</li>
		<li>Gehen Sie zu Schritt 2.5. für eine einzelne Aufnahme die Membrane Spannung oder 2.6. für eine doppelte Aufnahme der Membran Spannung und Ca2 + Transient.</li>
	</ol></li>
	<li>Für eine einzelne Aufnahme der Membran Spannung Färbung<ol>
<li>Wartung der Perfusion-Lösung bei dieser Färbung Protokoll für eine einzelne Aufnahme der Membran Spannung bei 37 ° c erwärmt.</li>
		<li>Verdünnen Sie 8.3 µL der Stammlösung di-4-ANEPPS (6 mM) mit 10 mL der Tyrode Lösung (die Endkonzentration ist 5 µM).</li>
		<li>Ziehen Sie das Gesamtvolumen (10 mL) der verdünnten Lösung di-4-ANEPPS in das Herz über die Perfusion Route für 2-5 min, gefolgt von einer Auswaschung mit Tyrode Lösung für 5 min.</li>
		<li>Verdünnen Sie 5 µL der Stammlösung Blebbistatin (50 mM) mit 1mL der Tyrode Lösung (die Endkonzentration beträgt 250 µM).</li>
		<li>Den Gesamtbetrag der verdünnte Blebbistatin-Lösung über die Perfusion Route zu verwalten.</li>
		<li>Überspringen Sie 2.6 Schritt und fahren Sie mit Schritt 2.7 für auswaschen.</li>
	</ol></li>
	<li>Für eine doppelte Aufzeichnung der Membran Spannung und Ca2 + Transient Färbung<ol>
<li>Die Tyrode-Lösung bei Zimmertemperatur aufbewahren. Hinweis: Diese anfängliche Einstellung der Temperatur ist anders als in der Färbung für eine einzelne Aufnahme der Membran Spannung (Schritt 2.5.).</li>
		<li>Verwalten Sie die Blebbistatin auf die gleiche Weise wie in den Schritten 2.5.4 und 2.5.5.</li>
		<li>Mix 3 µL der Stammlösung Rhod2AM (10 mM) und 30 µL Polyoxyethylen-Polyoxypropylene block Copolymer F-127 (20 % DMSO), dann die Mischung mit 10 mL der Tyrode Lösung verdünnen.</li>
		<li>Laden Sie den Gesamtbetrag der Rhod2AM Lösung (3 µM) über 2 bis 5 min über den gleichen Weg wie die Blebbistatin.</li>
		<li>Verdünnen Sie 7 µL der Stammlösung RH237 (10 mM) mit 10 mL der Tyrode Lösung.</li>
		<li>Verwalten den Gesamtbetrag der verdünnte RH237-Lösung (7 µM) über 2 bis 5 min.</li>
		<li>Beginnen Sie nach Abschluss des oben genannten Verfahrens, die Tyrode-Lösung bei 37 ° c zu erhitzen.</li>
	</ol></li>
	<li>Auswaschung<ol>
<li>Halten Sie die Temperatur der Tyrode Lösung bei 37 ° c in das folgende Experiment.</li>
		<li>Durchspülen Sie das Herz mit Tyrode Lösung für mindestens 5 min zum Auswaschen der übermäßigen Farbstoffe. Hinweis: Es gibt keine Notwendigkeit, die Durchflussmenge während dieser auswaschen Schritt zu erhöhen (siehe Schritt 2.4.6.)</li>
		<li>Bestätigen Sie das Verschwinden der jede Bewegung Artefakt aufgrund von Kontraktionen und die homogene Färbung im perfundierten Herzen.</li>
	</ol></li>
	<li>Probenahme und Datenanalyse<ol>
<li>Das Deckglas (25 mm × 60 mm) auf perfundierten Herzen sorgfältig, um das Vorhofflimmern Oberfläche ohne zu viel mechanische Beanspruchung zu glätten und verhindern Sie Bewegung Artefakt aus Schwingung der Lösung zu. Bestätigen Sie, dass entsprechend dem Deckglas Atrium beimisst.</li>
		<li>Aufzeichnen die Fluoreszenz von CMOS-Kameras mit einer Sampling rate bis zu 0,1 ms für di 4-ANEPPS und 1 ms für die RH237 und Rhod2AM Färbung.</li>
		<li>Analysieren Sie die erhaltenen Aufnahmen mit der Analyse-Software gemäß den Anweisungen des Herstellers für den eigentlichen Betrieb der Software.</li>
		<li>Erstellen Sie eine Aktivierung Karte und Film nach dem Extrahieren der Region von Interesse, Drift-Entfernung, zeitliche Filterung und 3 X 35binning.</li>
	</ol></li>
</ol>(3) elektrophysiologische Untersuchung
<ol><li>Einstellung des Schrittmachers Elektroden und stimulator<ol>
<li>Den Kontakt der maßgeschneiderte Tempo Elektrodenspitze in der RA für die Stimulation des Gewebes zu bestätigen (siehe Schritt 2.4.9.).</li>
		<li>Liefern Sie alle Tempo Reize aus der pacing Katheter mit der programmierbaren Stimulator verbunden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bestimmung der Tempo-Schwelle<ol>
<li>Satz das Tempo Intervall zwischen 100 und 150 ms (Impulsbreite von 0,4 ms), Vermeidung von jedem inneren Rhythmus übertraf die Tempo Rate.</li>
		<li>Liefern Sie konstante Tempo Stimulierung für mindestens 20 Schläge, eine stabile atriale Stimulation zu erhalten.</li>
		<li>Das Tempo auf 5 Ausgabe eingestellt mV, dann allmählich reduzieren, bis der gelieferten Tempo schlägt fehl, das Atrium zu depolarisieren.</li>
		<li>Bestätigen Sie die atriale Anregung durch die Anwesenheit von P-Wellen im EKG und/oder ein Vorhofflimmern Erregersignal durch die optische Erfassung.</li>
		<li>Ermitteln Sie die minimale Stimulation Ausgabe, die in der Lage, das Atrium als Tempo-Schwellenwert zu depolarisieren.</li>
		<li>Setzen Sie den Tempo Ausgang für folgenden Studien an zweimal das Tempo Schwelle.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Konstante und Burst Stimulation<ol>
<li>Liefern konstante Tempo für 99 Beats, mit einem Tempo Intervall ab 150 ms oder das längste Intervall, das vermeidet übertraf den inneren Rhythmus.</li>
		<li>Reduzieren Sie das Tempo Intervall schrittweise mit 5 ms-Schritten, bis zu 40 ms oder bis erreichen des Intervalls, das nicht 1:1 Aufnahme des Atriums zu erhalten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Einzelne Extrastimulus Tempo<ol>
<li>Soll die Tempo Zykluslänge von der grundlegende Antrieb (S1) 120 ms, 100 ms und 80 ms, wenn der innere Rhythmus übertrifft der grundlegende Antrieb oder das Tempo nicht 1:1 Vorhofflimmern Erregung zu erhalten.</li>
		<li>Legen Sie die Anzahl der Tempo Reize auf 10 Schläge für den grundlegenden Antriebsstrang.</li>
		<li>Legen Sie die erste Extrastimulus (S2) auf-10 ms für die grundlegende Zykluslänge.</li>
		<li>Liefern Sie S2 nach den letzten Tempo Reiz der grundlegende Antrieb.</li>
		<li>Verkürzen Sie die Kupplung Intervall von S2 nach und nach mit 5 ms-Schritten, bis die S2 versagt, das Atrium zu depolarisieren.</li>
		<li>Bestimmen Sie die effektiven Refraktärzeit (ERP) als das längste S2-Intervall, das nicht zu den Vorhof zu depolarisieren.</li>
		<li>ERP mit mindestens 3 verschiedene grundlegende Zykluslängen zur Frequenzadaptation des ERP-Bewertung zu bewerten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Doppel- und Dreibettzimmer Extrastimuli Tempo atriale Tachyarrhythmien induzieren<ol>
<li>Das S2-Intervall auf einen Punkt 20 ms außerhalb der ERP-S2 zurückgesetzt, wenn keine Rhythmusstörungen beobachtet werden.</li>
		<li>Fügen Sie eine zweite Extrastimulus (S3), beginnend mit der gleichen Intervall als S2.</li>
		<li>Verringern Sie die Kupplung Intervall zwischen S2 und S3 schrittweise mit 5 ms-Schritten, bis S3 nicht das Atrium zu depolarisieren.</li>
		<li>Das Intervall der S2 auf einen Punkt 10 ms außerhalb der ERP zurückgesetzt, dann wiederholen Sie Schritt 3.5.3.</li>
		<li>Die S2 und S3 Intervalle auf Punkte 20 ms außerhalb jedes ERP zurückgesetzt.</li>
		<li>Hinzufügen einer dritten Extrastimulus (S4), beginnend mit der gleichen Intervall als S3.</li>
		<li>Verringern Sie die Kupplung Intervall zwischen S3 und S4 schrittweise mit 5 ms-Schritten, bis S4 nicht das Atrium zu depolarisieren.</li>
		<li>Das S3-Intervall auf einen Punkt 10 ms außerhalb der ERP zurückgesetzt, dann wiederholen Sie Schritt 3.5.7.</li>
		<li>Die S2 und S3 Intervalle auf Punkte 10 ms außerhalb der ERP zurückgesetzt, dann wiederholen Sie Schritt 3.5.7.</li>
		<li>Definieren Sie die Inducibility atrialen Tachyarrhythmien durch die reproduzierbare Induktion mit entsprechend programmierten reizen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bewertung der Inducibility der atrialen Tachyarrhythmien<ol>
<li>Kontinuierlich zeichnen Sie das EKG während alle Tempo-Protokolle (Schritt 3.3-3.5. auf).</li>
		<li>Führen Sie optische Aufnahmen, während und nach jeder Stimulation, die Induktion von atriale Tachykardie (AT) oder sich wiederholende Vorhofflimmern Antwort (RAR) aufnehmen.</li>
		<li>Bestätigen Sie die Reproduzierbarkeit, indem Sie das gleiche Tempo Protokoll anwenden, wenn AF oder ein RAR induziert wird.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gollob, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatic+mutations+in+the+Connexin+40+Gene+(GJA5)+in+atrial+fibrillation.">Somatic mutations in the Connexin 40 Gene (GJA5) in atrial fibrillation.</a> New Engl J Med. 354, 2677-2688 (2006).</li><li>Gudbjartsson, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variants+conferring+risk+of+atrial+fibrillation+on+chromosome+4q25.">Variants conferring risk of atrial fibrillation on chromosome 4q25.</a> Nature. 448, 353-357 (2007).</li><li>Ellinor, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meta-analysis+identifies+six+new+susceptibility+loci+for+atrial+fibrillation.">Meta-analysis identifies six new susceptibility loci for atrial fibrillation.</a> Nat. Genet. 44, 670-675 (2012).</li><li>Sinner, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrating+genetic,+transcriptional,+and+functional+analyses+to+identify+5+novel+genes+for+atrial+fibrillation.">Integrating genetic, transcriptional, and functional analyses to identify 5 novel genes for atrial fibrillation.</a> Circulation. 130, 1225-1235 (2014).</li><li>Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Processing+and+analysis+of+cardiac+optical+mapping+data+obtained+with+potentiometric+dyes.">Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes.</a> Am J Physiol-Heart C. 303, H753-H765 (2012).</li><li>Oishi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stretch+of+Atrial+myocytes+stimulates+recruitment+of+macrophages+via+ATP+released+through+gap-junction+channels.">Stretch of Atrial myocytes stimulates recruitment of macrophages via ATP released through gap-junction channels.</a> J. Pharmacol. Sci. 120, 296-304 (2012).</li><li>Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+voltage+and+calcium+in+cardiac+cells+&amp;+tissues.">Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells &amp; tissues.</a> Circ. Res. 110, 609-623 (2012).</li><li>Girouard, S. D., Pastore, J. M., Laurita, K. R., Gregory, K. W., Rosenbaum, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+in+a+new+guinea+pig+model+of+ventricular+tachycardia+reveals+mechanisms+for+multiple+wavelengths+in+a+single+reentrant+circuit.">Optical mapping in a new guinea pig model of ventricular tachycardia reveals mechanisms for multiple wavelengths in a single reentrant circuit.</a> Circulation. 93, 603-613 (1996).</li><li>Koizumi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+defects+in+a+His-Purkinje+system+transcription+factor,+IRX3,+cause+lethal+cardiac+arrhythmias.">Genetic defects in a His-Purkinje system transcription factor, IRX3, cause lethal cardiac arrhythmias.</a> Eur. Heart J. 37, 1469-1475 (2016).</li><li>Glukhov, A. V., Uchida, K., Efimov, I. R., Nichols, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+roles+of+KATP+channel+subunits+in+metabolic+inhibition.">Functional roles of KATP channel subunits in metabolic inhibition.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 62, 90-98 (2013).</li><li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-fat+diet+increases+vulnerability+to+atrial+arrhythmia+by+conduction+disturbance+via+miR-27b.">High-fat diet increases vulnerability to atrial arrhythmia by conduction disturbance via miR-27b.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 90, 38-46 (2016).</li><li>Choi, B. -. R., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+maps+of+optical+action+potentials+and+calcium+transients+in+guinea-pig+hearts:+mechanisms+underlying+concordant+alternans.">Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans.</a> J. Physiol. 529, 171-188 (2000).</li><li>Hwang, G. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+and+vulnerability+to+fibrillation+and+defibrillation+in+Langendorff-perfused+rabbit+ventricles.">Intracellular calcium and vulnerability to fibrillation and defibrillation in Langendorff-perfused rabbit ventricles.</a> Circulation. 114, 2595-2603 (2006).</li><li>Kwaku, K. F., Dillon, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock-induced+depolarization+of+refractory+myocardium+prevents+wave-front+propagation+in+defibrillation.">Shock-induced depolarization of refractory myocardium prevents wave-front propagation in defibrillation.</a> Circ. Res. 79, 957-973 (1996).</li><li>Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+action+potentials+and+calcium+transients+in+the+mouse+heart.">Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart.</a> J. Vis. Exp. (55), e3275 (2011).</li><li>Eijsbouts, S. C. M., Majidi, M., Zandvoort, M. v., Allessie, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+atrial+dilation+on+heterogeneity+in+conduction+in+the+isolated+rabbit+heart.">Effects of acute atrial dilation on heterogeneity in conduction in the isolated rabbit heart.</a> J. Cardiovasc. Electr. 14, 269-278 (2003).</li><li>Ravelli, F., Allessie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Atrial+dilatation+on+refractory+period+and+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+the+isolated+Langendorff-perfused+rabbit+heart.">Effects of Atrial dilatation on refractory period and vulnerability to atrial fibrillation in the isolated Langendorff-perfused rabbit heart.</a> Circulation. 96, 1686-1695 (1997).</li><li>Sasano, T., McDonald, A. D., Kikuchi, K., Donahue, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+ablation+of+ventricular+tachycardia+after+myocardial+infarction.">Molecular ablation of ventricular tachycardia after myocardial infarction.</a> Nat. Med. 12, 1256-1258 (2006).</li><li>Wakimoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+atrial+tachycardia+and+fibrillation+in+the+mouse+heart.">Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart.</a> Cardiovasc. Res. 50, 463-473 (2001).</li><li>Haissaguerre, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+Initiation+of+Atrial+Fibrillation+by+Ectopic+Beats+Originating+in+the+Pulmonary+Veins.">Spontaneous Initiation of Atrial Fibrillation by Ectopic Beats Originating in the Pulmonary Veins.</a> New Engl J Med. 339, 659-666 (1998).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Optische Abbildung ist ein gut etabliertes Manöver für das Studium der kardialen Elektrophysiologie7und ist ein sehr nützliches Werkzeug, um nicht nur ventrikuläre Arrhythmien8,9, sondern auch Vorhofflimmern beurteilen10,11 . Gleichzeitige Zuordnung der transmembranen Potenzial und Ca2 + Transienten ist hilfreich für das Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen von Rhythmusstörungen bei Herzinsuffizienz und anderen Herzerkrankungen12,13. Vergleicht man die andere elektrophysiologische Bewertungsmethoden, wie z. B. die Verwendung einer einzelnen Zelle oder Zellen Blatt, einer der absoluten Vorteile der optischen Abbildung in der perfundierten Herzen ist die Bewertung des Musters Wärmeleitung im intakten Atrium und Ventrikel, nicht nur bei Sinusrhythmus, sondern auch während der induzierten Arrhythmien14. Versuch, murine Herzen, vor allem das Atrium als Surrogat des Menschen nutzen aufgetreten Schwierigkeiten vor allem aufgrund ihrer geringen Größe, aber die Maus ist ein attraktives experimentellen Modell im Hinblick auf die Beurteilung in einem gentechnisch veränderte Tier Modell, und dieses Problem überwunden werden müssen. Unser Ansatz bietet eine Richtung um es zu beheben.
Obwohl unser optische Zuordnung Apparat im Grunde ähnlich wie das konventionelle System für ganze murinen Herzen15war, hat unsere Methode den Vorteil der murine Atrium durch einige Änderungen an es zu bewerten. Zunächst verfolgten wir um eine hohe räumliche und zeitliche Auflösung von bis zu 0,1 ms/Rahmen und 20 µm/Pixel und diese hochauflösende Abbildung dazu beigetragen, eine genauere Messung der Wärmeleitung Geschwindigkeit und Vermehrung Muster im murinen Atrium zu erhalten. Zweitens wird zur Vermeidung von unnötigen mechanischen Schäden oder Dehnung des Atriums, die elektrophysiologischen Eigenschaften 16,17verändern könnte, eine innewohnende Nadel direkt in das LV zur Druckreduzierung der Intra-Kammer eingefügt, statt durch die LA einzufügen, wie in der vorherigen Studie15. Darüber hinaus der Tempo Reiz wird durch eine Sondergröße gemacht 1-Französisch Elektrode Katheter platziert in der RA geliefert, aber nicht durch eine Nadelelektrode, die das Atrium verletzen könnte. Alle Pins werden bei der Festsetzung der atrial Appendage vermieden, die verwendet wurden in der letzten Studie15. Drittens ist ein programmierte Stimulation Protokoll atriale Tachyarrhythmien induzieren in Bezug auf die Bewertung des zugrunde liegenden Mechanismus der die Arrhythmien, entscheidende18,19. Wir führen identisch mit der programmierten Anregung elektrophysiologische Studien, einschließlich Burst Stimulation und bis zu dreifache Extrastimuli Tempo, mit einer Änderung des Schrittmachers Intervalls für die Maus-Herz. So konnte neben der Grundlinie Messparameter, das Protokoll Inducibility des AT bewerten. Im Bedarfsfall wird die Inducibility des AT mit der Verwaltung von Isoproterenol oder anderen Drogen bewertet. Nach unserer Erfahrung zeigen die Wildtyp Mäusen kaum irgendwelche ATs auch nach eine vollständige Stimulation-Protokoll. So sollten die Inducibility AT wichtige Informationen für die Bewertung des Beitrags von mehreren pathologischen Zuständen wie genetische Mutationen, chirurgische Eingriffe und die Gabe von Medikamenten11sein. Diese Änderungen konnten die genaue elektrophysiologische Bewertung im intakten murinen Atrium optimieren.
Diese Methode hat auch einige Einschränkungen. Erstens mit einer maximalen räumlichen Auflösung mit einer 5 X Objektiv, das Sichtfeld (FOV) beschränkt sich auf einen Teil des Atriums (zB. nur die linken atrial Anhängsel wie dargestellt in Abbildung 2a). Ein 1,6 X-Objektiv ist für den Erhalt der größeren FOV des Atriums, manchmal vorzuziehen (Abb. 2 b). Zweitens ist es ohne Befestigung des Atriums mit Stiften, manchmal schwierig die atriale Wärmeleitung Eigenschaften richtig messen da Vorhofflimmern Fläche gekrümmt ist. Also legten wir das Deckglas auf seiner Oberfläche zu glätten es statt der Festsetzung es durch Stifte. Diese Methode ist auch vorteilhaft für Bewegung Artefakt aus Schwingungen der Lösung zu verhindern. Drittens: mit unserer Methode, es ist ziemlich schwierig, die gesamte FOV, zu erhalten, die vordere und hintere Ansicht richtig zu verwenden ist also wichtiger in unserem Ansatz als in den anderen Ansatz wie in Abbildung 2dargestellt. Der Vorteil der anterioren Ansicht wäre die klare Beobachtung der Wiedereintritt bei pathologischen Zuständen, vor allem in die Anhängsel (Abbildung 4). Auf der anderen Seite die hintere Ansicht hat einen Vorteil erlangen eine gute Sicht auf das Vorhofflimmern hinteren Wand, und möglicherweise eine detaillierte Erfassung der Aktivität aus der myokardialen Hülse auslösen. Wenn es schwierig ist, eine entsprechende Ansicht zu erhalten und mit unserer Methode die gekrümmte Oberfläche glätten, kann das Atrium mit minimalen Spannung durch Stifte fixiert werden.
Mit unserer Methode gibt es 3 mögliche Probleme, mangelnde Färbung, Tempo und Arrhythmie Induktion. Für das Scheitern der Färbung, wenn keine oder leichte Fluoreszenz beobachtet, sollten Sie überprüfen, ob der optische Zuordnung Apparat richtig montiert ist, und ob das Reagenz entsprechend gespeichert und verwendet. Der Zustand der Perfusion Lösung ist auch entscheidend, das kann auch Auswirkungen auf die elektrophysiologischen Eigenschaften des Herzens selbst, also den Zustand der Lösung einschließlich den pH-Wert, Temperatur, und ob gab es genügend Belüftung muss streng überwacht werden. Es ist auch wichtig, eine Luft-Embolie im Herzen zu vermeiden. Für Tempo scheitern, wenn das Tempo Reize das Atrium begeistern können nicht überprüfen Forscher, ob die Verdrahtung korrekt mit einem Schaltkreis-Tester ist. Wenn das Tempo Reize richtig ausgegeben werden, ist das Problem der Kontakt der Elektrode mit dem Gewebe. Neupositionierung der Elektroden kann das Problem beheben, und unser Ansatz, mit dem Tempo Katheter erleichtert. Für Schwierigkeiten bei der Arrhythmie Induktion RV Tempo für die Induktion von einem AT in einigen wenigen Fällen einsetzbar. Verwenden einen vierpolige Elektrode Katheter, von dem die distalen zwei Elektroden und proximalen Elektroden in der RV und RA, bzw. gefunden werden können, ist es einfacher Wechsel des Schrittmachers Website von RA zu RV. Dieser Katheter ist auch nützlich für die ventrikuläre Erregung zu verlagern, wenn eine gleichzeitige ventrikuläre Aktivierungssignal das Vorhofflimmern Anregungssignal Masken.
Diese Methode trägt zur Beurteilung des Genotyp-Phänotyps-Interaktionen in der AF im Zusammenhang mit Gene neu durch die neuartige Studien wie GWAS, vor allem für die Gene mit denen die Untersuchung konnte nicht zeigen, durch andere Ansätze gefunden. Mit dem Fortschritt von Geräten und Techniken können der elektrophysiologischen Eigenschaften der Pulmonalvene Hülse, die die wichtige Quelle des AF20, in der intakten Herz mit diesem Ansatz bewertet werden.

Das Herz besteht aus 4 Kammern bei Säugetieren. Die oberen zwei Kammern sind Atrien und die unteren Herzkammern sind. Herzkammern arbeiten als Pumpe Blut in die systemische oder pulmonaler Kreislauf auswerfen. Atria Blut Rückkehr aus der systemischen oder pulmonalen Venen zu erhalten, und helfen beim Transport von Blut in die Ventrikel, eine effiziente kardiale Pumpfunktion zu erhalten. Von einer elektrophysiologischen Aspekt ist die wichtige Funktion der Vorhöfe, den Herzrhythmus zu regulieren. Die elektrischen Signale stammen aus der Sinusknoten befindet sich an der Kreuzung zwischen der Vena Cava superior (SVC) und rechten Vorhof (RA), dann verbreiten die RA und den linken Vorhof (LA) und führen um die Ventrikel durch die Atrioventricular-Knoten und His-Purkinje Wärmeleitung-System.
Behandlung von Herzrhythmusstörungen, die Herzrhythmusstörungen sind, werden in Vorhofflimmern und ventrikuläre entsprechend ihrer Herkunft klassifiziert. Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste anhaltende Form eine Arrhythmie, zeichnet sich durch eine zufällige und schnelle Erregung der Vorhöfe. Neuere genetische Analysen und genomweite Assoziationsstudien (GWAS) haben die Verbindung zwischen AF und genetische Mutationen oder Monopolymorphisms1,2,3,4gezeigt. Diese Ergebnisse zeigen, dass AF zumindest teilweise eine genetische Ursache zugeordnet ist. Daher ist es wichtig, die Genotyp-Phänotyp-Interaktionen in die Vorhöfe mit einer gentechnisch Tiermodell zu bewerten. Es ist weithin anerkannt, dass die Maus die etabliertesten Säugetier für gentechnische Veränderung ist.
Die optische Mapping-Technik wurde entwickelt, um die Anregung von Herzgewebe zu bewerten. Allerdings ist die Beobachtung des murinen Atriums durch optische Zuordnung von seiner relativ geringen Größe behindert. Wir versuchen, eine detaillierte Bewertung der murinen Atrium mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung zu erreichen.

<table><tbody><tr><td>(-)-Blebbistatin</td><td>SIGMA</td><td>B0560-1MG</td><td>E-C decoupler to eliminate motion artifact during optical mapping</td></tr><tr><td>RH237</td><td>Biotium</td><td>61018</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Rhod2AM</td><td>Biotium</td><td>50024</td><td>Ca indicator</td></tr><tr><td>Pluronic F-127 20% solution in DMSO</td><td>Biotium</td><td>#59000</td><td>To enhance the staining with Rhod2AM</td></tr><tr><td>Di-4-ANEPPS</td><td>Wako</td><td>041-29111</td><td>Voltage-sensitive dye</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide</td><td>Wako</td><td>046-21981</td><td>Solvent for reagents</td></tr><tr><td>Bottle top filter</td><td>Corning</td><td>430513</td><td>For filtering Tyrode&#039;s solution</td></tr><tr><td>Haparin Sodium</td><td>Mochida Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>N/A</td><td>To avoid blood clots in the coronary artery</td></tr><tr><td>Air stone (&amp;phi;8 mm x 10 mm)</td><td>Tokyo Koshin Rikagaku Seisakusho</td><td>N/A</td><td>for aeration</td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku Corporation</td><td>N/A</td><td>For an anesthesia</td></tr><tr><td>Programmable stimulator</td><td>Fukuda Denshi</td><td>BC-05</td><td>Fukuda Denshi kindly rented us.</td></tr><tr><td>Power Lab</td><td>AD Instruments</td><td>Powerlab 26/8SP</td><td>To record blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Bio Amp</td><td>AD Instruments</td><td>ML132</td><td>Amprifier for electrocardiogram</td></tr><tr><td>BP Amp</td><td>AD Instruments</td><td>FE117</td><td>Amprifier for blood pressure</td></tr><tr><td>LabChart</td><td>AD Instruments</td><td>Version 7</td><td>Software to record and analyze blood pressure and electrocardiogram</td></tr><tr><td>Disposable BP transducer</td><td>AD Instruments</td><td>MLT0670</td><td>pressure transducer</td></tr><tr><td>1-Fr custom made electrode catheter</td><td>Unique Medical</td><td>N/A</td><td>To pace right atrium</td></tr><tr><td>Polyethylene tube (OD: 0.8 mm, ID: 0.5 mm)</td><td>Natume Seisakujo</td><td>SP31</td><td>Put into superior vena cava to introduce electrode catheter</td></tr><tr><td>Millex-SV 5.00 &amp;mu;m</td><td>Merk Millipore</td><td>SLSV025LS</td><td>To filter the circulating Tyrode</td></tr><tr><td>24-gauge indwelling needle</td><td>TERUMO</td><td>SR-FS2419</td><td>Introduced into left ventricle to reduce the pressure in chamber</td></tr><tr><td>21-gauge needle</td><td>TERUMO</td><td>SN-2170</td><td>We cut the tip of needle and blunted it by filing</td></tr><tr><td>25-guage needle</td><td>TERUMO</td><td>NN-2525R</td><td></td></tr><tr><td>1-ml syringe</td><td>TERUMO</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>PVC tube</td><td>TERUMO</td><td>SF-ET0525</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>TERUMO</td><td>TS-TL2K</td><td>for Langendorff&#039;s perfusion circuit</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>As one</td><td>3-1491-01</td><td></td></tr><tr><td>Custum made heating glass coil</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Custum made warming glass chamber</td><td>Motohashi Rika</td><td>N/A</td><td>to keep temperature of perfusion solution</td></tr><tr><td>Constant temperature circulating device</td><td>Lauda</td><td>E100</td><td>connected to heating coil and warming chamber</td></tr><tr><td>Cover glass (25 mm &amp;times; 60 mm)</td><td>Matsunami</td><td>C025601</td><td>Put on the atria to flatten the recording area</td></tr><tr><td>Perista pump</td><td>ATTO</td><td>SJ-1211</td><td>peristaltic pump</td></tr><tr><td>Stemi DV4</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Stereomicroscope</td></tr><tr><td>MiCAM ULTIMA-L2</td><td>Brainvision Inc.</td><td>UL-L2</td><td>Optical mapping System</td></tr><tr><td>BV_Ana Software</td><td>Brainvision Inc.</td><td>BV_Ana</td><td>Data Analysis Software</td></tr><tr><td>THT Macroscope</td><td>Brainvision Inc.</td><td>THT-ZS</td><td>Epi-Illumination Unit</td></tr><tr><td>LED Light Source</td><td>Brainvision Inc.</td><td>LEX2-G</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 560nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM560</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Excitation Filter 520/35nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-520/35-25</td><td></td></tr><tr><td>Projection lens Plan S 1.0X</td><td>Carl Zeiss</td><td>435200-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Focus Drive</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Objective lens Revolver</td><td>Carl Zeiss</td><td>435302-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Manual Focus Column</td><td>Carl Zeiss</td><td>435400-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>Macroscope Base</td><td>Carl Zeiss</td><td>435430-9901-000</td><td></td></tr><tr><td>Straight Light Guide</td><td>MORITEX Corporation</td><td>MSG10-2200S</td><td>Epi-Illuminatinon</td></tr><tr><td>Condenser Lens</td><td>MORITEX Corporation</td><td>ML-50</td><td></td></tr><tr><td>PLANAPO 5.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447243</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.0X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447157</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>PLANAPO 1.6X</td><td>Leica Microsystems</td><td>10447050</td><td>Objective Lens</td></tr><tr><td>Beam-Splitter</td><td>Brainvision Inc.</td><td>FLSP-2</td><td></td></tr><tr><td>Dichroic Mirror 665nm</td><td>Brainvision Inc.</td><td>DM665</td><td>Beam-Splitter</td></tr><tr><td>Emission Filter 572/28nm</td><td>Edmund Optics</td><td>#84-100</td><td>Rhod2-AM</td></tr><tr><td>Emission Filter 697/75nm</td><td>Semrock, Inc.</td><td>FF01-697/75-25</td><td>RH237 and Di-4-ANEPPS</td></tr><tr><td>0.2 mL PCR tube</td><td>Greiner Bio-One</td><td>671201</td><td></td></tr><tr><td>aluminum foil</td><td>Toyo alumi</td><td>0020</td><td></td></tr></tbody></table>

electrophysiological assessment of murine atria with high-resolution optical mapping

Den letzten genomweite Assoziationsstudien targeting Vorhofflimmern (AF) haben darauf hingewiesen, dass eine starke Assoziation zwischen dem Genotyp und elektrophysiologische Phänotyp in den Vorhöfen. Das ermutigt uns, nutzen Sie ein gentechnisch Mausmodell um den Mechanismus der AF zu erhellen. Es ist jedoch schwierig, die elektrophysiologischen Eigenschaften in murinen Vorhöfe aufgrund ihrer geringen Größe zu bewerten. Dieses Protokoll beschreibt die elektrophysiologische Bewertung der Vorhöfe mit einer optischen Mapping-System mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung in murinen Herzen Langendorff durchblutet. Die optische Mapping-System setzt sich dual High-Speed-komplementäre Metalloxid-Halbleiter-Kameras mit hoher Vergrößerung objektive Objektive, um die Fluoreszenz der Spannung-empfindlichen Farbstoff und Ca2 + Kennzeichen zu erkennen. Um konzentrieren sich auf die Beurteilung der murinen Atrien, ist mit einer Fläche von 2 mm × 2 mm oder 10 mm x 10 mm, mit 100 × 100 Auflösung (20 µm/Pixel oder 100 µm/Pixel) und Sampling-Rate von bis zu 10 kHz (0,1 ms) bei maximaler optische Zuordnung durchgeführt. Eine 1-Französisch Größe vierpolige Elektrode pacing Katheter befindet sich in den rechten Vorhof durch die Vena Cava superior eine mechanische Beschädigung in den Vorhof zu vermeiden, und Tempo Stimulation wird durch den Katheter geliefert. Eine elektrophysiologische Untersuchung erfolgt mit programmierte Stimulation einschließlich konstanten Tempo, platzen, Tempo, und bis zu dreifache Extrastimuli Tempo. Die optische Abbildung aufgenommen unter eine spontane oder Tempo, Rhythmus der Dauer des Aktionspotentials, Aktivierung Karte Leitgeschwindigkeit und Ca2 + vorübergehend einzeln in der rechten und linken Herzvorhof. Darüber hinaus bestimmt die programmierte Stimulation auch die Inducibility atrialen Tachyarrhythmien. Präzise Aktivierung Zuordnung wird durchgeführt, um die Ausbreitung der Erregung im Vorhof während einer induzierten atrialen Tachykardien zu identifizieren. Optische Abbildung mit einer speziellen Einstellung ermöglicht eine gründliche elektrophysiologische Bewertung des Atriums in murinen pathologischen Modelle.

Die optische Zuordnung Experimente werden durchgeführt mit den Geräten, wie in Figur 1adargestellt. Das Schema des optischen Systems ist in Abbildung 1 bdargestellt. Das System bietet eine hochauflösende Analyse des Membranpotentials und Ca2 + vorübergehend im Atrium.
Wie in Abbildung 1 c und ddargestellt, ist das isolierte Herz in einem temperierten Raum positioniert. Ein 1-Französisch Größe Elektrode Katheter befindet sich in der RA durch ein PE-Rohr in der SVC eingefügt, und ein weiteres innewohnende PE-Rohr wird in der LV-Hohlraum von der LV-Spitze zur Vermeidung übermäßigen Druck auf die Herzkammer eingefügt. Für eine gleichzeitige EKG-Aufzeichnung die Kathode (ECG Blei [-]) an die Kanülierung Nadel angeschlossen ist, und die Anode (ECG Blei [+]) ist verbunden mit der Pin-Elektrode in die ventrikuläre Spitze eingefügt. Die Funktion dieser Versammlung soll die Vorhöfe mechanische Beschädigungen zu vermeiden.
Für die Bewertung der Membran Spannung wird Fluoreszenz mit di-4-ANEPPS mit bis zu einer 10.000 Bilder/s Abtastrate (Abbildung 2) aufgezeichnet. Die Aktivierung der Karte ergibt sich bei konstant Tempo geliefert aus VA. Die Feinkartierung ermöglicht die Analyse des Musters detaillierte Wärmeleitung in kleinen murinen Atrien.
Abbildung 3 zeigt repräsentative Spuren der Membran Spannungen und Ca2 + Transienten in der LA mit RH237 und Rhod2AM bei konstant Tempo aus VA. Wir reduzieren die Sampling-Rate für die Zuordnung zu 1000 Bilder/s, eine ausreichende Signal-/Rauschverhältnis des Rhod2AM-Signals mit der derzeitigen Einstellung zu erhalten. Allerdings stellt das System eine ausreichende Qualität für Analyse der Beziehung zwischen dem Aktionspotential und Ca2 + Transienten.
Wir führen dann eine Induktion eine atriale Tachykardien mit programmierte Stimulation mit Mäusen unter einem pathologischen Zustand. Abbildung 4 zeigt eine optische Aufnahme von einer induzierten AT in einem murinen Atrium gebeizt mit di-4-ANEPPS. Die Maus erfährt eine transversale Aortenstenose Verengung Verfahren um eine Drucküberlastung auf das Atrium 10 Tage vor dem Experiment6anzuwenden. Wir induzieren AT durch dreifache Extrastimuli Tempo (120/100/100/80) und die Ausbreitung der reentrant Schaltung zu beobachten.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig1.jpg"> Abbildung 1: Optische Entschlüsselungssystem. a. Generalversammlung der Elektrophysiologie/optische Mapping-System. b. schematische Darstellung der Zusammensetzung des optischen Mapping-System: der blaue Pfeil zeigt das Anregungslicht durch die Lichtquelle erzeugt. Das Objektiv kann mit dem Turm ausgetauscht werden. Das emittierte Licht aus dem bunten Herzen wird zwischen Kamera 1 und 2 aufgeteilt. Kamera 1 erkennt die Langwellen-Signale für die Membran-Spannung und Kamera 2 nimmt die Wellenlängen mit einem Bandpassfilter von 580 ± 20 nm für die Ca2 + vorübergehend. Während des Verfahrens der EKG und Perfusion Druck werden kontinuierlich erfasst, und das EKG-Signal ist auch gleichzeitig die optische Karte recording-Software importiert. c. Vorbereitung der isolierten Herzen: die Herzen sind mit einer stumpfen Nadel über die Aorta ascendens Durchblutung kanülierte. Für gleichzeitige ECG Aufnahmen die Kathode an die Kanülierung Nadel angeschlossen ist, und die Anode mit der Pin-Elektrode wird in die ventrikuläre Spitze eingefügt. d. Kanülierung Rohr und die Elektroden: das Herz ist mit einer abgestumpften 21-Gauge-Nadel für Perfusion (Kanülierung Nadel) kanülierte. Eine 1-Französisch Größe Stimulation Elektrode (Elektrode) befindet sich im rechten Vorhof durch eine Polyethylen-Rohr in die überlegene Vena Cava eingefügt. Die Glas-Kammer wird durch erwärmte Wasser zirkuliert in den Hohlraum der Kammer bei 37 ° c erwärmt. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/56478fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig2.jpg"> Abbildung 2: Aktivierung der Karte im Atrium. a. Vertreter Aktivierung Karten in der Ansicht von ventral mit 5 X Objektiv und b. in der hinteren Ansicht mit einem 1,6 X Objektiv. (Links Panel) Schematische Darstellung der isolierte Herz und Atrium. (Rechte Abbildung) Karte der Aktivierung des linken Vorhofs mit di-4-ANEPPS Färbung auf 10.000 Bilder/s erzielt. Die Aufnahme erfolgt unter konstanten Tempo mit der anregenden Elektrode platziert im rechten Vorhof. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/56478fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig3.jpg"> Abbildung 3. Dual Aufnahme des Aktionspotentials und Ca2 + vorübergehend in den linken Vorhof. a. Schaltplan für das isolierte Herz. b. repräsentatives Bild von der Intensität der Fluoreszenz in den linken Vorhof mit RH237 für die Membrane Spannung (Vm) und Rhod2AM für die Ca2 + vorübergehend. Die Aufnahme erfolgt mit einer 5 X Objektiv bei 1.000 Bildern/s. c. Gleichzeitige Aufnahme von der EKG (oben), RH237 Signal (Mitte) und Rhod2AM Signal (unten), während konstante Tempo mit der Stimulationselektrode im rechten Vorhof. Die schwarzen Pfeile zeigen die Stimulation Spitzen und gelben Pfeilen die ventrikuläre Erregung. Eine leichte Streuwirkung aus dem Ventrikel kann auch (gelbe Pfeilspitzen) sowohl in der RH237 und Rhod2AM Signal beobachtet werden. d. eine zusammengeführte RH237 und Rhod2AM-Spur. Das Aktionspotential und vorübergehende Ca2 + Änderungen werden gleichzeitig erfasst. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/56478fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56478/56478fig4.jpg"> Abbildung 4. Zuordnung der Aktivierung während atriale Tachykardie. (Links Panel) Schematische Darstellung der isolierte Herz. (Mitte Platte) Aktivierung der Karte während eine atriale Tachykardie (AT). AT war durch dreifache Extrastimuli Tempo induziert geliefert von den rechten Vorhof. (Rechte Abbildung) Aktivierung-Karte während Sinusrhythmus inmitten derselben Maus. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/56478fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
Ergänzende Film 1. Repräsentative Film des Membranpotentials im Atrium mit Färbung mit di-4-ANEPPS. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_1.zip">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>
Ergänzende Film 2. Repräsentative Filme der Aktivierung Zuordnung während atriale Tachykardie und Sinus-Rhythmus. <a href="https://cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56478/Supplementary_movie_2.zip">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping at JoVE.com

Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Elektrophysiologische Bewertung der murinen Atria mit hochauflösenden optischen Mapping

Dieses Protokoll beschreibt die elektrophysiologische Bewertung der murinen Atrien mit Hilfe einer optischen Mapping-Systems mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung, darunter zweite Aufnahmen der Membran Spannung und Ca2 + vorübergehend unter programmiert Stimulation durch eine spezielle Elektroden-Katheter.

Recent genome-wide association studies targeting atrial fibrillation (AF) have indicated a strong association between the genotype and ...

electrophysiological-assessment-murine-atria-with-high-resolution

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.7K Aufrufe.  Tokyo Medical and Dental University. Dieses Protokoll beschreibt die elektrophysiologische Bewertung der murinen Atrien mit Hilfe einer optischen Mapping-Systems mit hoher zeitlicher und räumlicher Auflösung, darunter zweite Aufnahmen der Membran Spannung und Ca2 + vorübergehend unter programmiert Stimulation durch eine spezielle Elektroden-Katheter.

Serie: Electrophysiological Assessment of Murine Atria with High-Resolution Optical Mapping

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Multiparametrische Optical Mapping der Langendorff-perfundierten Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Forschung

Biotechnik

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Optische Mapping von Aktionspotentialen und Calcium Transienten in der Maus Herz

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

High-Resolution Endocardial and Epicardial Optical Mapping in a Sheep Model of Stretch-Induced Atrial Fibrillation

Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance seen in clinical practice and its prevalence is expected to increase in the coming years.3 Increased intra-atrial pressure and dilatation have been long recognized to lead to AF,1,4 which highlights the relevance of using animal models and stretch to study AF dynamics. Understanding the mechanisms underlying AF requires visualization of the cardiac electrical waves with high spatial and temporal resolution. While high-temporal resolution can be achieved by conventional electrical mapping traditionally used in human electrophysiological studies, the small number of intra-atrial electrodes that can be used simultaneously limits the spatial resolution and precludes any detailed tracking of the electrical waves during the arrhythmia. The introduction of optical mapping in the early 90's enabled wide-field characterization of fibrillatory activity together with sub-millimeter spatial resolution in animal models5,6 and led to the identification of rapidly spinning electrical wave patterns (rotors) as the sources of the fibrillatory activity that may occur in the ventricles or the atria.7-9 Using combined time- and frequency-domain analyses of optical mapping it is possible to demonstrate discrete sites of high frequency periodic activity during AF, along with frequency gradients between left and right atrium. The region with fastest rotors activates at the highest frequency and drives the overall arrhythmia.10,11 The waves emanating from such rotor interact with either functional or anatomic obstacles in their path, resulting in the phenomenon of fibrillatory conduction.12 Mapping the endocardial surface of the posterior left atrium (PLA) allows the tracking of AF wave dynamics in the region with the highest rotor frequency. Importantly, the PLA is the region where intracavitary catheter-based ablative procedures are most successful terminating AF in patients,13 which underscores the relevance of studying AF dynamics from the interior of the left atrium. Here we describe a sheep model of acute stretch-induced AF, which resembles some of the characteristics of human paroxysmal AF. Epicardial mapping on the left atrium is complemented with endocardial mapping of the PLA using a dual-channel rigid borescope c-mounted to a CCD camera, which represents the most direct approach to visualize the patterns of activation in the most relevant region for AF maintenance.

This report provides a detailed description of the methodology and results of simultaneous endocardial and epicardial optical mapping of electrical excitation in the intact left atrium of a Langendorff-perfused sheep heart during stretch-induced atrial fibrillation.

High-Resolution Endocardial und Epikardiale Optical Mapping in ein Schaf Modell Stretch-Induced Vorhofflimmern

 Atrial fibrillation (AF) is a complex cardiac arrhythmia with high morbidity and mortality.1,2 It is the most common sustained cardiac rhythm disturbance ...

Medizin

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

Optische Abbildung von Langendorff-perfundierten Rattenherzen

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Biologie

Optical Imaging of Isolated Murine Ventricular Myocytes

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances in calcium sensitive dyes have permitted the robust optical recording of single cell calcium dynamics, recording of robust transmembrane optical voltage signals has remained difficult. Arguably, this is because of the low single to noise ratio, phototoxicity, and photobleaching of traditional potentiometric dyes. Therefore, single cell voltage measurements have long been confined to the patch clamp technique which while the gold standard, is technically demanding and low throughput. However, with the development of novel potentiometric dyes, large, fast optical responses to changes in voltage can be obtained with little to no phototoxicity and photobleaching. This protocol describes in detail how to isolate adult murine myocytes which can be used for cellular shortening, calcium, and optical voltage measurements. Specifically, the protocol describes how to use a ratiometric calcium dye, a single-excitation calcium dye, and a single excitation voltage dye. This approach can be used to assess the cardiotoxicity and arrhythmogenicity of various chemical agents. While phototoxicity is still an issue at the single cell level, methodology is discussed on how to reduce it.

We present the methodology for the isolation of murine myocytes and how to obtain voltage or calcium traces simultaneously with sarcomere shortening traces using fluorescence photometry with simultaneous digital cell geometry measurements.

Optische Bildgebung von isolierten ventrikulären Myozyten

The ability to isolate adult cardiac myocytes has permitted researchers to study a variety of cardiac pathologies at the single cell level. While advances ...

High-Throughput Analysis of Optical Mapping Data Using ElectroMap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we present, in a step-by-step guide, the use of ElectroMap for analysis, quantification, and mapping of high-resolution voltage and calcium datasets acquired by optical mapping. ElectroMap analysis options cover a wide variety of key electrophysiological parameters, and the graphical user interface allows straightforward modification of pre-processing and parameter definitions, making ElectroMap applicable to a wide range of experimental models. We show how built-in pacing frequency detection and signal segmentation allows high-throughput analysis of entire experimental recordings, acute responses, and single beat-to-beat variability. Additionally, ElectroMap incorporates automated multi-beat averaging to improve signal quality of noisy datasets, and here we demonstrate how this feature can help elucidate electrophysiological changes that might otherwise go undetected when using single beat analysis. Custom modules are included within the software for detailed investigation of conduction, single file analysis, and alternans, as demonstrated here. This software platform can be used to enable and accelerate the processing, analysis, and mapping of complex cardiac electrophysiology.

This protocol describes the setup and use of ElectroMap, a MATLAB-based open-source software platform for analysis of cardiac optical mapping data. ElectroMap provides a versatile high-throughput tool for analysis of optical mapping voltage and calcium datasets across a wide range of cardiac experimental models.

Hochdurchsatzanalyse optischer Mapping-Daten mit ElectroMap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we ...

Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to larger animals. Yet, larger mammals are better suited for translational research questions related to normal cardiac physiology, pathophysiology, and preclinical testing of therapeutic agents. To overcome the technical barriers associated with employing a larger animal model in cardiac research, we describe an approach to measure physiological parameters in an isolated, Langendorff-perfused piglet heart. This approach combines two powerful experimental tools to evaluate the state of the heart: electrophysiology (EP) study and simultaneous optical mapping of transmembrane voltage and intracellular calcium using parameter sensitive dyes (RH237, Rhod2-AM). The described methodologies are well suited for translational studies investigating the cardiac conduction system, alterations in action potential morphology, calcium handling, excitation-contraction coupling and the incidence of cardiac alternans or arrhythmias.

The objective of this study was to establish a method for investigating cardiac dynamics using a translational animal model. The described experimental approach incorporates dual-emission optocardiography in conjunction with an electrophysiological study to assess electrical activity in an isolated, intact porcine heart model.

Optokardiographie und Elektrophysiologie Studien an Ex Vivo Langendorff-perfundierten Herzen

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte monolayers. HL-1 cells have been widely used as a 2-Dimensional cellular model for studying diverse aspects of cardiac physiology. However, it has been a great challenge to optically map calcium (Ca) transients and action potentials simultaneously from the same field of view in a cultured HL-1 atrial cell monolayer. This is because special handling and care is required to prepare healthy cells that can be electrically captured and optically mapped. Therefore, we have developed an optimal working protocol for dual channel optical mapping. In this manuscript, we have described in detail how to perform the dual channel optical mapping experiment. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of action potential propagation and Ca kinetics in arrhythmia development.

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

Spannung und Calcium Dual Channel Optical Mapping von Cultured HL-1 Vorhofmuskelzellen Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

This article describes the detailed protocol and equipment necessary for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ in the Langendorff-perfused rabbit heart. This method allows for direct observation and quantification of Vm and SR Ca2+ dynamics in the intact heart.

Optische Kartierung der Intra-Retikulum Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Und Transmembranpotential in der Langendorff-perfundierten Kaninchen Herz

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...

High-resolution Optical Mapping of the Mouse Sino-atrial Node

Sino-atrial node (SAN) dysfunctions and associated complications constitute important causes of morbidity in patients with cardiac diseases. The development of novel pharmacological therapies to cure these patients relies on the thorough understanding of both normal physiology and pathophysiology of the SAN. Among the studies of cardiac pacemaking, the mouse SAN is widely used due to its feasibility for modifications in the expression of different genes that encode SAN ion channels or calcium handling proteins. Emerging evidence from electrophysiological and histological studies has also proved the representativeness and similarity of the mouse SAN structure and functions to larger mammals, including the presence of specialized conduction pathways from the SAN to the atrium and a complex pacemakers' hierarchy within the SAN. Recently, the technique of optical mapping has greatly facilitated the exploration and investigation of the origin of excitation and conduction within and from the mouse SAN, which in turn has extended the understanding of the SAN and benefited clinical treatments of SAN dysfunction associated diseases. In this manuscript, we have described in detail how to perform the optical mapping of the mouse SAN from the intact, Langendorff-perfused heart and from the isolated atrial preparation. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of mouse SAN physiology and pathophysiology.

Here, we present a protocol for optical mapping of electrical activity from the mouse right atrium and especially the sino-atrial node, at a high spatial and temporal resolution.

Elektrophysiologische Bewertung der murinen Atria mit hochauflösenden optischen Mapping

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Kapitel in diesem Video