Name: endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter
Uploaded: 2017-11-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
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Die Autoren möchten bestätigen die Mitarbeiter und Forschungspersonal, die in den Umgang mit Kaninchen und Anästhesie Training Sessions für ihr Feedback beim Erlernen dieser Technik Intubation teilgenommen haben.

die Intubation Verfahren unten beschriebenen wurde von der Mayo Klinik institutionelle Animal Care und Einsatz-Ausschuss genehmigt.
 1. Vorbereitung ( Abbildung 1) <ol><li>erhalten einen 5 französischen Polypropylen Katheter und nicht gerundeten Ende geschnitten, so dass die Gesamtlänge beträgt 8 bis 10 Zoll. Markieren Sie das abgeschnittene Ende des Schlauches, klar anzugeben, welche Ende sollte nicht in die Luftröhre (Pfeil, Abb. 1) eingefügt werden.</li>
	<li>Legen Sie eine Größe 0 oder 1 Miller Laryngoskop Klinge auf das Laryngoskop und stellen Sie sicher, dass das Licht funktioniert.</li>
	<li>0,25 mL 2 % Lidocain in eine 1 mL Spritze ziehen.</li>
	<li>Zum Jahresende eine entsprechend dimensionierte uncuffed endotracheal Schlauch (in der Regel 2,5-4,0 mm ID) steriles Gleitmittel zuweisen.</li>
	<li>Lieferungen für den Endotrachealtubus in Platz zu sichern, sobald es ist (z. B. Nabelschnur Band) eingelegt vorzubereiten.</li>
	<li>Erhalten ein Gerät um Luftstrom am Ende des Verfahrens zur Bestätigung der erfolgreichen Intubation (#5, Abbildung 1) zu erkennen. Dies ist Optional.</li>
</ol> 2. Narkose <ol><li>verwalten injizierbaren Anästhesie, z. B. 35 mg/kg Ketamin und 5 mg/kg Xylazin intramuskulär mit einer 3 mL Spritze mit einer 25 Gauge-Nadel in der Quadrizeps-Muskel des Hinterbeines eine ca. 4 Monate alt, 3,0-3,5 kg, New Zealand White Kaninchen. 
	Hinweis: Diese Narkose Therapie ist eine häufig verwendete injizierbaren Kombination bei jungen, gesunden und spezifische Erreger-freie Forschung Kaninchen, aber basierend auf den klinischen Zustand und/oder experimentelle Ziele, ein anderes Protokoll möglicherweise besser geeignet.</li>
	<li>Nachdem die Kaninchen betäubt ist, anwenden, ophthalmologische steriles Gleitmittel für die Augen, das Hornhautgewebe zu bewahren.</li>
</ol> 3. Endotracheale Intubation <ol><li>Maßnahme den Endotrachealtubus aus der Schneidezähne, die thorakalen Einlass auf die richtige Länge zum Einführen des Endotrachealtubus zu bestimmen. Platzierung am Ende des Rohres auf der Ebene der thorakalen Zulauf sichert zu, dass die Röhre Öffnung vorbei an den Kehlkopf aber kranial an der trachealen Bifurkation ist.</li>
	<li>Positionieren Sie die Kaninchen sternally auf dem Vorbereitungstisch mit seinen Kopf leicht über den Rand der Tabelle ( Abbildung 2) erweitert. Die Kaninchen sollte positioniert Quadrat mit Kopf und Wirbelsäule in gerader Ausrichtung.</li>
	<li>Den Kopf anheben, einem Tupfer verwenden, um das Kaninchen ziehen &#39; s Zunge seitlich an den Hasen &#39; s rechten unteren Schneidezähne (im Diastema), kümmert sich um Trauma aus der Schneidezähne zu vermeiden.</li>
	<li>Fassen Sie das Laryngoskop und Klinge mit der rechten Hand und legen Sie sie in den Mund hinter den Schneidezähnen, Eingabe aus dem Kaninchen &#39; s links.</li>
	<li>Das Dach des Mundes mit der Spitze des Messers in einer kaudalen Richtung folgen, bis das Gaumensegel sichtbar ist.</li>
	<li>Mit der rechten Hand Tipp das Laryngoskop vorwärts (Biegung des Handgelenks, hält das Laryngoskop nach unten) und erweitert die Kaninchen &#39; s Kopf in den Nacken und den Hals nach vorn, um eine offene Atemwege pflegen und Anzeigen des Kehlkopfes ( Abbildung 3 (A). als obligat nasale Verschnaufpausen, der Kehldeckel ist oft oberhalb der weiche Gaumen und Verwendung dieser Methode komprimiert den Zungengrund zu verdrängen die Epiglottis und Aussetzen der Stimmritze. Um Sauerstoff Entsättigung zu verhindern, es ist wichtig, um den Hals verlängert wie beschrieben um eine offene Atemwege während der Intubation erhalten.</li>
	<li>Lösen die Zunge und die Laryngoskop Klinge für die linke Hand die Rechte Hand für die Platzierung des Katheters Führer frei zu wechseln.</li>
	<li>Und halten das Laryngoskop und Blick von der Stimmritze ( Abbildung 3 B), fördern die abgerundete Spitze des Katheters Führer durch die Öffnung hinter dem Kehlkopf ( Abbildung 4 ). Der Katheter wird zum natürlichen Stillstand bei der trachealen Bifurkation kommen.</li>
	<li>Unter Beibehaltung von den Führungskatheter halten, fassen Sie den Endotrachealtubus und fädeln Sie ihn über den Katheter, kümmert sich nicht um Kraft für den Katheter zu übernehmen, durch den Fang es auf dem Endotrachealtubus-Stecker. Das Rohr schieben, bis es Widerstand der Stimmbänder ( Abbildung 5 gibt).</li>
	<li>0,25 mL 2 % Lidocain in die Öffnung des Endotrachealtubus zu vermitteln. Die Lidocain reist hinunter den Endotrachealtubus zu lokal zu betäuben, die Stimmbänder, verhindern Stimmritzenkrampf 22 ( Abbildung 6).</li>
	<li>Können etwa zwei Minuten für die topische Anästhesie wirksam, und gehen durch sanft drehen den Endotrachealtubus, voran es durch die Stimmbänder ( Abbildung 7). Sobald das Rohr die Stimmbänder verstrichen ist, entfernen Sie das Laryngoskop Klinge und Katheter, kümmert sich nicht um das Rohr zu verdrängen.</li>
	<li>Verify Platzierung des Endotrachealtubus durch Beobachtung Luftstrom. Es gibt mehrere Möglichkeiten zur Verfügung, einschließlich der Platzierung eines Gewebes oder Pelz am Ende des Rohres, Luftstrom, auf der Suche nach Beschlagen des Rohres oder Beschlagen der einen Glasspiegel am Ende des Rohres und Zuhören für Luftstrom zu erkennen. Geräte, die Luftstrom 23 oder Atmungen erkennen kann ( Abbildung 8) verwendet, um festzustellen, ob Intubation war erfolgreich (siehe Materialtabelle für Optionen). Sichern Sie den Endotrachealtubus mit eine bevorzugte Methode, z. B. Nabelschnur Band um das Rohr und Kopf gebunden. Befestigen Sie die Anästhesie-Schaltung und Auscult beide Seiten des Thorax wobei Atemzüge zu Belüftung auf beiden Seiten der Lunge zu versichern.</li>
</ol>

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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Hier bieten wir eine detaillierte Beschreibung eines Kaninchens Intubation-Technik, die leicht in jeder klinischen Situation bewältigt werden kann. Diese Technik ähnelt dem zuvor veröffentlichten direkte Visualisierung Techniken10,15,20,25 mit einige zusätzliche Verfeinerungen, einschließlich Verwendung von einer 3,5 mm Cuff endotracheal Schlauch und eine 5 französische Blasenkatheter, wie unsere gewählten Führer, geschnitten und mit einem wasserfesten Stift auf das abgeschnittene Ende markiert wurde. Die Kaninchen Luftröhre ist leicht anfällig für Verletzungen und damit die uncuffed Endotrachealtuben wird im Allgemeinen empfohlen wenn Kaninchen Sondenschaft um Schäden an der trachealen Schleimhaut durch den Druck der Manschette. 26 der 5 französischen Blasenkatheter wählten wir als Leitfaden klein genug, um die Stimmlippen leicht durchdringen, ohne die Sicht zu behindern, während direkte Visualisierung des Kehlkopfes. Während die kleinen ist dieser Katheter steif genug, um als Leitfaden für den Endotrachealtubus in Kraft bleiben. Die distale Spitze des Katheters ist abgerundet, um Traumata zu reduzieren, wenn die Bifurkation erreicht ist. Das proximale Ende des Katheters wird geschnitten, so dass der Katheter ist eine praktikable Länge (nicht übermäßig lange) und am Ende zu entfernen, das zur Befestigung an einer Spritze erweitert. Das abgeschnittene Ende zeichnet sich mit permanent-Marker als eine visuelle Anzeige, nicht diesem Zweck in der Luftröhre, anzugeben, die die trachealen Schleimhaut schädigen können.
Die größte Einschränkung dieser Technik ist, dass da die Verwendung von einem Laryngoskop Klinge erforderlich ist, möglicherweise es nicht für sehr junge Kaninchen oder sehr kleine Rassen aufgrund kleiner Mund Größe machbar. Darüber hinaus haben einige Einrichtungen nicht diese Größe von Laryngoskop Klinge leicht verfügbar. Institution des Autors diese Methode ist für New Zealand White (≥6 Wochen) und Erwachsenen niederländischen Belted Kaninchen verwendet, aber wir haben nicht versucht, diese Methode bei jüngeren Tieren oder kleinere Rassen. In Situationen soll wo die Kaninchen-Patienten gering ist, oder wenn ein Laryngoskop mit einer kleinen Miller Klinge nicht verfügbar ist, ist eine alternative Option handheld Otoskop, anstatt das Laryngoskop verwenden. 15 , 20 mit einem Otoskop mit einem #5 Ohr Spekulum, der Kehlkopf wird visualisiert, der Führungskatheter befindet sich durch direkte Visualisierung und das Spekulum wird entfernt, bevor Sie die gleichen Schritte wie oben beschrieben fortfahren.
Es ist wichtig, sorgfältig zu verwenden, wenn der Führungskatheter gelegt wird, um zu vermeiden die Möglichkeit des Trauma oder Bronchospasmus verursachen, da das Ende des Katheters in die Luftröhre gelangt und die trachealen Bifurkation berührt. Das Risiko dieser Komplikationen kann reduziert oder vermieden durch Fütterung des Katheters mit sehr sanften Bewegungen, sobald gibt es Widerstand und Bewegung des Kopfes und des Halses zu vermeiden, sobald der Katheter eingeführt ist. Darüber hinaus Wenn endotrachealen Schlauch über den Katheter voran, gibt es das Potenzial für den Katheter auf dem Endotrachealtubus-Connector zu fangen. Daher ist es wichtig, sicherzustellen, dass der Katheter über den Connector ohne Fang gleitet; Alternativ kann die Stecker entfernt und ersetzt, wenn der endotracheal Sicherung Rohr oder Anhängen an die Narkose Schaltung.
Bei jeder Methode der Intubation ist das Potenzial für Komplikationen und Nebenwirkungen. Durch die direkte Visualisierung-Methode mit einem Laryngoskop kann unsachgemäße Einfügung Laryngoskop Klinge oder aggressive Platzierung des Endotrachealtubus führen, Kehlkopf, Zunge oder Zahn-Verletzungen. Korrekte Positionierung des Tieres ist der erste wichtige Schritt Trauma während der Visualisierung des Kehlkopfes zu minimieren. Die Wirbelsäule sollte gerade, mit dem Kopf in direkte Ausrichtung mit der Wirbelsäule; Wenn das Tier nicht gerade ist oder der Hals nach links oder rechts verdreht ist, dies wird Visualisierung des Kehlkopfes schwieriger machen und verursachen übermäßige Trauma mit dem Laryngoskop Klinge. Eine weitere wichtiger Schlüssel zum Erfolg dieser Technik ist das Dach des Mundes gegen den Kehlkopf zu folgen, und sobald der weiche Gaumen visualisiert wird, verlagern die Klinge in die richtige Position durch Biegen am Handgelenk. Dies hält den Kopf im Ort, während der Bewegung der Blattspitze in optimale Betrachtungsposition der Stimmbänder, die liegen ganz ventralen Kaninchen20,24.
Da direkter Visualisierung des Kehlkopfes schwierig ist, wenn die präzise Techniken, die, denen wir oben skizzieren, nicht befolgt werden, kann die Verwendung von alternativen Intubation Strategien, die keine Visualisierung des Kehlkopfes ansprechend sein. Die blinde Technik ist beispielsweise eine mögliche Option, die nicht erfordert ein Laryngoskop16,17,18,19,20. Jedoch Verwendung dieser Technik beruht auf der Fähigkeit, Luftstrom durch den Endotrachealtubus zu erkennen, um die Platzierung des Rohres zu lenken, und wenn das Tier atmet sehr flach oder verhaftet sind, ist die Verwendung dieser Methode nicht zuverlässig. Supraglottic Geräte können auch betrachtet werden, da die Platzierung dieser Geräte erfordert keine Visualisierung des Kehlkopfes und sie sind in der Regel sehr einfach zu platzieren. Diese Geräte nicht direkt betreten der Luftröhre, jedoch und somit besteht die Möglichkeit, aus Mangel an direkten Fluss der Atemwege, Unfähigkeit zu lüften, wenn Stimmritzenkrampf entwickelt, Fehlen einer Dichtung fest genug für Belüftung bei offenen Brust Eingriffen oder Notfall Wiederbelebung und Entwicklung von gastrischen Beckenklänge3,4,8. Neuere Geräte speziell für Kaninchen können eine viel versprechende Alternative bieten, aber weitere Studien sind notwendig, um diese Geräte zu bewerten, und bleiben die Bedenken bezüglich des Eintritts in die Luftröhre. Magen-Beckenklänge kann auch eine mögliche Komplikation bei einem intubierten Tier sein, wenn der Endotrachealtubus versehentlich in die Speiseröhre gelegt wird; jedoch minimiert eine direkte Visualisierung Technik das Risiko dieser Komplikation durch die richtige Platzierung des Katheters Führer in den Kehlkopf zu überprüfen.
Trauma auf die Arytenoid und/oder trachealen Schleimhaut ist eine weitere mögliche Sorge, wenn einen endotrachealen Schlauch einlegen, besonders wenn mit aufblasbaren Schläuchen26,27,28gefesselt. Die Luftröhre bei Kaninchen kann leicht verletzt werden, führen kann zu Komplikationen wie subkutanes Emphysem, Pneumothorax und sogar zum Tod10,27,28,29. Während der Durchführung der Technik, die wir hier beschreiben, sollte darauf geachtet werden, trachealen Verletzungen durch Verwendung von uncuffed Endotrachealtuben, sicherzustellen, dass die abgerundete Spitze des Katheters Reiseführer in die Luftröhre eingelegt wird, und nicht zwingen den Führungskatheter in die Stimmritze. Darüber hinaus ist die Auswahl an eine entsprechend dimensionierte endotracheal Schlauch von entscheidender Bedeutung. Endotracheal Schlauchgröße sollte sein gegen die Größe des Tieres in Betracht gezogen, als auch im Vergleich zur Eröffnung der Kehlkopf Zulauf, da es im Durchmesser kleiner als der Luftröhre ist. Ein endotrachealer Schlauch zu groß im Durchmesser kann Trauma Arytenoid Schleimhaut oder Knorpel führen. Auf der anderen Seite, Verwendung von einem kleineren endotracheal Schlauch führt zu erhöhter Atemwegswiderstand und erhöht die Chancen der Obstruktion durch Schleim oder einen Knick. Aus diesem Grund ist es sehr wichtig bei intubierten Kaninchen, Atemwege Überwachung. Neben Pulsoximetrie sollten Messung des Luftflusses eingesammelt werden.d mit Kapnografie; Wenn eine Capnograph nicht verfügbar ist, sind Atemwege Monitore eine Alternative, die kann verwendet werden, um den Luftstrom zu erkennen (bieten jedoch keine Messungen der ausgeatmete Kohlendioxid). Bestimmung der Beatmung kann darüber hinaus wertvoll, vor allem in Fällen, in denen kleinere Durchmesser Rohre gebrauchte24,30 sind.
Zusätzlich zu den bereits erwähnten Vorteilen der Verwendung dieser Technik ist ein weiterer großer Vorteil dieser Methode, dass es von einer einzigen Person ohne die Notwendigkeit für einen Assistenten ausgeführt werden kann, was in einem belebten klinischen Umfeld wichtig sein kann. In diesem Fall ist es wichtig, alle notwendigen Vorräte zu sammeln und sie leicht zu erreichen bei der Intubation, vor allem, wenn der Führungskatheter befindet sich in Ort und Bewegung des Kopfes vermieden werden sollte.
Die Technik, die wir hier beschreiben wird durch die Veterinär- und Forschung Mitarbeiter in unserer Einrichtung für alle Kaninchen Teilnehmer, welche beläuft sich auf ca. 200-400 Teilnehmer pro Jahr verwendet. Es ist sehr leicht in einer typischen Kaninchen-Anästhesie-Trainingseinheit gelehrt, die dauert ca. 30 Minuten. Wir haben festgestellt, dass es relativ leicht zu erlernen, mit Studenten, die es innerhalb der ersten 3 Versuche und in der Regel in der Lage zu lernen, wiederholen Sie den Vorgang erfolgreich in die nächste weiteren Versuch. Für zukünftige Studie wäre es wertvoll, Zeit, Kompetenz und Fähigkeit zur Aufrechterhaltung der Leistungsfähigkeit im Laufe der Zeit für diese Methode im Vergleich zu anderen Intubation zu vergleichen. Während dies für die Variationen des blinden Techniken16untersucht hat, wurde eine umfassende Bewertung der Lernkurve für eine Vielzahl von Intubation Techniken noch nicht durchgeführt. Eine weitere potenzielle künftige Ausrichtung der Studie könnte umfassen direkte Endotracheale Intubation, die neueren artspezifische Supraglottic Atemwege Geräte, insbesondere im Hinblick auf Funktion bei Überdruckbeatmung zu vergleichen.
Abschließend die Technik für die Intubation von Kaninchen, die wir hier beschreiben ist nicht-invasiv, zuverlässig, erfordert nicht die Verwendung von Spezialausrüstungen, ist leicht zu beherrschen und kann von einer einzigen Person ohne die Notwendigkeit eines Assistenten durchgeführt werden. Alle Atemwege Zugriffstechniken präsentieren eine gewisse Gefahr, aber durch die Verwendung einer direkten Visualisierungstechnik und Anschluss an die Schritte, die, denen wir oben beschrieben, um Komplikationen zu minimieren, die Risiken sind bei weitem übertroffen durch die Vorteile, die eine angemessene Atemwege während der Narkose.

Kaninchen haben einen schmalen, tief oralen Hohlraum, der Sichtbarkeit des Kehlkopfes für Endotracheale Intubation einschränkt. Sie haben auch eine sehr große fleischige Zunge und Backenzähne, die in Verbindung mit der schmalen Mundhöhle kann Probleme verursachen, wenn ein Laryngoskop einfügen und Visualisierung der Stimmritze einen endotracheal Schlauch1einfügen. Große Vorsicht ist geboten, um zu vermeiden, Verletzungen der Mundhöhle und Atemwege verursachen, beim Intubation. Der Kehlkopf Gewebe sind sehr brüchig und übermäßige Trauma aus wiederholte Versuche, Intubation kann erhebliche Entzündung, so dass Intubation schwieriger2.
Aus diesen Gründen wurde eine Vielzahl von alternativen Techniken beschrieben, vor allem Supraglottic Atemwege Geräte einschließlich der Larynx Rohr3,4, der Kehlkopf Maske Atemwege (LMA)4,5, 6 und eine artspezifische Supraglottic Atemwege Gerät7. Ein Kehlkopf Rohr besteht aus einem Rohr mit zwei Ballons, die direkten Luftstrom in der Luftröhre: ein größeren Ballon in der Mitte des Rohres bildet eine Dichtung in den oberen Pharynx und ein kleiner Ballon am distalen Ende dichtet die Speiseröhre Einlass-3. Die LMA besteht aus einem Rohr mit einem elliptischen Maske am distalen Ende, das aufgeblasen wird, um eine luftdichte Versiegelung über die Stimmritze4,5,6bilden. Die artspezifische ist das erste tierärztliche artspezifische Supraglottic Atemwege Gerät, derzeit für Katzen und Kaninchen, entworfen, um die anatomischen Strukturen für jede Spezies einen Druck erzeugen passen Dichtung in den Rachen-7. Da diese Geräte nicht direkt die Luftröhre eingeben, können sie jedoch Risiken für Komplikationen wie Magen Beckenklänge präsentieren. Der Mangel an eine ordnungsgemäße Abdichtung innerhalb der Luftröhre präsentiert eine Besorgnis über die Eignung für den Einsatz dieser Geräte für Überdruckbeatmung zur Unterstützung der Atmung, Notfälle oder Thoraxchirurgie3,8. Darüber hinaus führen mangelnde direkte Intubation der Trachea Personal Exposition, anästhetische Gase5zu verschwenden.
Viele Methoden für direkte Endotracheale Intubation wurden9,10,11,12,13,14,15beschrieben. Eine beliebte Methode ist die blinde Technik, die die Wahrscheinlichkeit der Verletzung der oropharyngealen Hohlraum verringern kann, da Einfügen von einem Laryngoskop nicht notwendig16,17,18,19 , 20. als visuell blind-Technik, diese Methode erfordert eine Überwachung für den Luftstrom durch den Endotrachealtubus und sorgfältige Manipulation Guide Platzierung. Obwohl diese Methode häufig in der Forschung und klinischen tierärztlichen Praxis, in der Erfahrung der Autoren verwendet wird diese Technik kann zeitaufwendig und nicht immer erfolgreich, und so ist schwieriger zu unterrichten und erfordern zusätzliche Dosierung von Anästhetika 9 , 10. Darüber hinaus weil Überwachung Atmung verwendet wird, um die richtige Platzierung des Rohres führen, diese Methode wäre schwieriger und weniger zuverlässig bei Atemstillstand. Eine andere beliebte Methode ist es, eine traditionelle Laryngoskop-Technik verwenden, um die Intubation wie bei größeren Arten. Die traditionelle Laryngoskop-Technik bei Kaninchen ist jedoch schwierig, der Blick auf die Stimmbänder behindert wird, wenn der Endotracheale Schlauch in den Mund steckt. Daher kann diese Methode wiederholte Intubation Versuche, erhöhte Narkose dosieren und Verletzungen zu den mündlichen Hohlraum und Atemwege10führen.
Es gibt auch teurere und technisch anspruchsvolle Möglichkeiten für Intubation. Das LWL-Laryngoskop ermöglicht leichtes Einführen des Endotrachealtubus indem das Laryngoskop in das Rohr und das Einfügen in die Luftröhre auf einen Bildschirm zu visualisieren. Ebenso können Endoskope verwendet werden, stellen Sie sich den Kehlkopf Bereich und Platzierung des Schlauches führen. Beide Methoden erfordern jedoch den Einsatz von teuren Geräten, die möglicherweise nicht leicht zugänglich in typischen klinischen Einstellungen9,11,12. Intubation über die Nasenhöhle ist eine alternative Methode, die beschrieben wurde, obwohl dies ein Risiko stellt für opportunistische Krankheitserreger aus der Nasenhöhle in die Lunge, besonders bei Kaninchen, die nicht spezifisch Pathogen-freies21einzuführen. Zu guter Letzt sind weitere invasiven Methoden der Intubation veröffentlicht, einschließlich retrograde Aufnahme von einem Führungskatheter durch eine Nadel in die Luftröhre, sowie die Verwendung von einer Nadel-Cricothyroidotomy gefolgt von Platzierung ein Führungsdraht perkutan gelegt, Schiff Dilatator und Scheide Einführhilfe13,14. Diese Verfahren haben als invasive Techniken mögliche Komplikationen wie Post-prozedurale Schmerzen und Infektionen. Die Technik, die wir hier beschreiben mit einem Laryngoskop und Guide Katheter mit minimalem Schulungsaufwand mit einer kurzen Zeit bis zum höchsten Leistungsniveau gelehrt werden kann, ist nicht-invasiv, kann von einer einzigen Person ohne die Notwendigkeit eines Assistenten durchgeführt werden und erfordert nicht die Verwendung von spezielle Ausrüstung.

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Endotracheale Intubation bei Kaninchen kann aufgrund ihrer ungewöhnlichen Anatomie eine Herausforderung sein. Erreichen ein patent Atemwege während der Narkose ist entscheidend für die Vermeidung von Atemwegsobstruktion, Prävention von Magen Beckenklänge und Atemunterstützung zu ermöglichen. Wegen der Schwierigkeit der Intubation wurden alternative Methoden wie der Einsatz von laryngeal Mask Airways oder Kehlkopf Röhren untersucht. Aber diese Methoden führen zu keiner direkten Zugang zur Trachea und können somit ein Risiko für die Entwicklung von Komplikationen darstellen. Darüber hinaus führt mangelnde direkte Intubation der Trachea zu Personal Exposition, anästhetische Gase zu verschwenden. Zahlreiche Methoden für die Endotracheale Intubation beschrieben worden, einschließlich blind Platzierung, verwenden einer Glasfaser-Laryngoskop oder Endoskop und Ringknorpel-Platzierung. Trotz dieser zahlreichen Publikationen kämpfen viele noch, um Erfolge zu erzielen. Hier bieten wir eine detaillierte Beschreibung einer Intubation-Technik, die gelehrt werden kann mit minimalem Schulungsaufwand mit einer kurzen Zeit bis zum höchsten Leistungsniveau. Kurz nach der Verabreichung von injizierbaren Anästhesie und die richtige Positionierung des Kaninchens, ist ein Polypropylen Katheter in die Luftröhre durch direkte Visualisierung mit einem Laryngoskop gelegt. Der Katheter wird dann als Leitfaden zur endotrachealen Schlauch in die Luftröhre zu leiten. Diese Methode ermöglicht eine Intubation ohne die Notwendigkeit für teure Ausrüstung und kann von einer einzigen Person ohne die Notwendigkeit eines Assistenten durchgeführt werden. Abschließend diese Technik problemlos gelehrt und durchgeführt mit sehr geringem Aufwand in jeder klinischen Forschung Einstellung oder.

An die Autoren Institution wird diese Technik in der Regel Labor- und tierärztliche Personal während des Trainings auf Kaninchen Handling und Anästhesie-Techniken beigebracht. Lehrveranstaltungen werden mit speziellen Training Tieren durchgeführt. Der Trainer demonstriert die Technik einmal und Auszubildenden führen Sie dann die Technik unter Anleitung des Trainers. Auszubildende erfolgreich in der Regel innerhalb von 1-3 Versuche. Nachdem sie die Kaninchen erfolgreich intubiert haben einmal Personen verpflichtet sind, die Intubation ein zweites Mal durchführen und sind in der Regel in der Lage, erfolgreich die Kaninchen wieder auf Anhieb zusätzliche Intubation. Feedback während dieser Trainingseinheiten, besonders von Personen, die zuvor mit alternativen Techniken geschult wurden umfasst konsequent Kommentare darüber wie einfach diese Technik zu erlernen und erfolgreich abgeschlossen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Abbildung 1. Liefert für die Endotracheale Intubation: (1) Laryngoskop mit Größe 0 oder 1 Miller Laryngoskop Klinge, 2) umbilical Klebeband (oder andere Vorräte für die Sicherung von endotracheal Schlauch), (3) 0,25 mL 2 % Lidocain, (4) 5-Französisch Polypropylen Katheter schneiden bis ca. 8-10 Zoll mit nicht gerundeten Ende markiert mit einem permanent-Marker, klar anzugeben, dessen Ende nicht in die Luftröhre (Pfeil), 5 eingefügt werden soll) Air Flow Detektionsgerät, 6) steriles Gleitmittel auf das distale Ende des Rohres, 7 angewendet werden) Cuff endotracheal Schlauch. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Abbildung 2 : Sternale Positionierung für die Endotracheale Intubation. Die Kaninchen ist sternally mit der Vorderbeine verlängert bis zum Ende des Tisches aufgestellt. Die Hinterbeine sind länger geschnittenes Rückenteil und der Hasenkopf wird mit der Wirbelsäule ausgerichtet. Die linke Hand wird verwendet, um den Kopf in Verlängerung in Vorbereitung auf die Einfügung von das Laryngoskop erheben. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Abbildung 3 : Einfügen von Laryngoskop. (A) das Laryngoskop wird eingefügt, in der linken Diastema mit der rechten Hand, das Dach des Mundes mit der Blattspitze nach, bis der weiche Gaumen sichtbar ist. Sobald der weiche Gaumen sichtbar ist, ist das Laryngoskop nach vorne gekippt und erweitert das Kaninchen Kopf in den Nacken und Hals nach vorn, den Kehlkopf zu visualisieren. (B) Visualisierung des Kehlkopfes. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Abbildung 4 : Weiterentwicklung der Führungskatheter. (A) nach Umstellung der Laryngoskop Klinge auf der linken Hand, geht die Rechte Hand die abgerundete Spitze des Katheters Führer durch die Öffnung hinter dem Kehlkopf. (B) den Führungskatheter wird durch die Stimmbänder mit direkter Visualisierung übergeben. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Abbildung 5 : Weiterentwicklung des trachealen Rohres. Endotracheale Schlauch wird über den Führungskatheter eingefädelt und ist fortgeschritten bis gibt es Widerstand der Stimmbänder. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Abbildung 6 : Lidocain Instillation. Lidocain (2 %, 0,25 mL) wird in die Öffnung des Endotrachealtubus eingeflößt. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Abbildung 7 : Endotrachealtubus Weiterentwicklung. Zwei Minuten nach Instillation von Lidocain, ist der Endotrachealtubus durch sanft drehen die Stimmbänder passieren weit fortgeschritten. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Abbildung 8 : Überprüfung der Luftstrom durch den Endotrachealtubus. Ein Luftstrom-Erkennung-Gerät verwendet werden, um Luft-Strömung durch den Endotrachealtubus zu überprüfen, oder ein Mundspiegel kann auch verwendet werden, um die Kondensation von Atemzüge zeigt erfolgreiche Intubation zu erkennen. <a href="//ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Endotracheale Intubation bei Kaninchen ist schwierig wegen ihrer ungewöhnlichen Anatomie. Hier präsentieren wir eine Technik für direkte Intubation der Trachea mit einem Polypropylen Katheter als Leitfaden. Diese Methode nutzt relativ kostengünstige Versorgung erfordert eine minimale Ausbildung und kann einfach in jedem klinischen Umfeld durchgeführt werden.

Endotracheale Intubation von Kaninchen mit einem Polypropylen Führungskatheter

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

33.4K Aufrufe.  Mayo Clinic. Endotracheale Intubation bei Kaninchen ist schwierig wegen ihrer ungewöhnlichen Anatomie. Hier präsentieren wir eine Technik für direkte Intubation der Trachea mit einem Polypropylen Katheter als Leitfaden. Diese Methode nutzt relativ kostengünstige Versorgung erfordert eine minimale Ausbildung und kann einfach in jedem klinischen Umfeld durchgeführt werden.

Serie: Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Forschung

Medizin

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biologie

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Blinde Endotrachealintubation bei neonatalen Kaninchen

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

Isoliertes Lungenperfusionssystem im Kaninchenmodell

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Endotracheale Intubation mit einem flexiblen Intubationsendoskop als standardisiertes Modell für ein sicheres Atemwegsmanagement bei Schweinen

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Tracheotomie-basiertes endotracheales Intubationsprotokoll für Rattenmodelle, die nicht überleben

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

Endotracheale Intubation von Kaninchen mit einem Polypropylen Führungskatheter

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Intubation bei Mäusen

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Blinde Endotrachealintubation bei neonatalen Kaninchen

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Isoliertes Lungenperfusionssystem im Kaninchenmodell

Endotracheale Intubation mit einem flexiblen Intubationsendoskop als standardisiertes Modell für ein sicheres Atemwegsmanagement bei Schweinen

Modell der Ischämie und Reperfusionsschädigung bei Kaninchen

Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben

Endotracheale Intubation mittels Tracheotomie und anschließender Thorakotomie bei Ratten für Anwendungen ohne Überleben