Name: in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing
Uploaded: 2018-02-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing at JoVE.com

Das Projekt wurde unterstützt von Lundbeck-Stiftung, die Novo Nordisk Stiftung, dem dänischen Medical Research Council, der Ludvig und Sara Elsass Foundation, der Stiftung für Forschung in der Neurologie und Jytte und Kaj Dahlboms Stiftung. R.A stützt sich auf eine frühe Karriere Postdoc Fellowship of National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)

Alle hier beschriebenen Versuchsverfahren Animal Care und Ethik Komitee der UNSW Sydney eingehalten und wurden in Übereinstimmung mit der National Health and Medical Research Council (NHMRC) Australien Regelungen für Tierversuche durchgeführt.
(1) experimentelle einrichten
Hinweis: 12 Woche alte, weibliche lang-Evans-Ratten wurden in diesem Verfahren verwendet.
<ol><li>Die Ratte in eine Induktion-Kammer mit 4 % Isofluran und 1 L pro min O2 Durchfluss zu betäuben. Bestätigen Sie ausreichende Anästhesie durch Tests des aufrichtenden Reflexes zu und gewährleisten Sie seine Abwesenheit zu, bevor Sie das Tier aus der Induktion Kammer entfernen. Beachten Sie, dass verschiedene Anästhetika differenzielle Auswirkungen auf Nerven Erregbarkeit10haben.</li>
	<li>Sicher platzieren Sie des Tieres Schnauze in der Rumpfspitze Anlage und liefern Sie eine Erhaltungsdosis von 2,5 % Isofluran und 1 L pro min O2 Durchfluss.</li>
	<li>Bestätigen Sie ausreichende Anästhesie durch Überprüfung von Pedal Rückzug und der Hornhaut Reflexe durch Einklemmen des Tieres Zehen und sanft berühren seine Auge. Hinweis: Anwendung der Tierarzt Salbe auf Augen, Trockenheit während Narkose zu verhindern ist empfehlenswert, aber nicht notwendig, da der Eingriff in der Regel 30 min pro Tier dauert.</li>
	<li>Pflegen Sie die Körpertemperatur der Ratte bei 37 ° C mit einer Heizmatte Feedback gesteuert und eine rektale Thermometer-Sonde. Stellen Sie Heizmatte und integrierte Körper-Temperatur-Sensor bis 40 ° C Schädigung der Haut zu verhindern, die mit höheren Temperaturen auftritt. Hinweis: Es ist zu überwachen und aufzeichnen physiologische Maßnahmen (Herzfrequenz, Sauerstoffsättigung, Körpertemperatur und Atemfrequenz) alle 10 s mit dem Einsatz von einem tierischen physiologischen monitoring-System empfohlen. Optimale Aufnahme Verfahren sollten lokale Messung der Temperatur der Gliedmaßen umfassen, so sich die periphere Temperatur kälter als der Kern Temperatur11 (Abbildung 1 lassen).</li>
	<li>Tragen Sie antiseptische Handschuhe und immer verwenden Sie Instrumente, die gereinigt wurden mit 70 % Ethanol um zu einem Pathogen-freies Umfeld während des Verfahrens zu erhalten.</li>
</ol>(2) elektrophysiologische einrichten
<ol><li>Verwenden Sie niedrige Impedanz Platin Elektroenzephalogramm (EEG) Nadelelektroden für dieses Verfahren.</li>
	<li>Bereiten Sie die Aufnahme Nadelelektroden durch Einfügen der Aufnahme Nadelelektrode (Abbildung 1, angegeben in lila) durch die Hypothenar Muskeln und die Referenzelektrode durch den dorsalen Aspekt der 4. Ziffer (Abbildung 1, angegeben in Orange) zusammengesetzte Muskel Aktionspotentiale (CMAPs) aufnehmen.</li>
	<li>Ort der Masseelektrode über die Haut auf dem überlegenen Aspekt des Unterarms zwischen Förderung und Aufnahme Elektroden (Abbildung 1, angegeben in grün). Achten Sie beim Einlegen der Elektroden zur Vermeidung von Muskelgewebe.</li>
	<li>Bereiten Sie die perkutane anregende Nadelelektroden durch Einfügen von der Kathode (Abbildung 1, beschriftet in blau) ca. 4 mm distal der cubital tunnel am Ellenbogen. Legen Sie die Anode (Abbildung 1, beschriftet in rot) ca. 1 cm nach proximal durch die Haut der Region sowie.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig1.jpg"> Abbildung 1: Schematische Darstellung der Nadel Elektrode Platzierungen in der Ratte Vordergliedmaße. Die Kathode (blau) ist ca. 4 mm distal der cubital Tunnel am Ellenbogen und die Anode (rot) eingefügt ist ca. 1 cm nach proximal durch die Haut der Region sowie. Die Masseelektrode (grün) Nadel wird durch die Haut auf dem überlegenen Aspekt des Unterarms zwischen Förderung und Aufnahme Elektroden eingefügt. Die Aufnahme (lila) und Referenzelektroden (Orange) Nadel sind durch die Hypothenar Muskeln und der dorsalen Aspekt der 4th Ziffer eingefügt. Der Temperaturfühler (grau) wird auf dem überlegenen Aspekt der Thenar Muskel platziert. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
(3) axonalen Erregbarkeit Verfahren
<ol><li>Nagetier motorischen Nervus TRONDNF Protokoll verwendet eine halbautomatische durchführen, kontrollierte axonalen Erregbarkeit Computerprogramm (siehe die Tabelle Materialien) um eine konstant aktuelle Stimulator und einem Verstärker verbunden. Entfernen Sie überschüssige elektrische Störungen, die 50 Hz mit einem 50/60 Hz-Rauschen-Eliminator.<ol>
<li>Aufzeichnen der CMAP vom Hypothenar Muskel durch gleichzeitiges visualisieren die CMAP-Morphologie und anwenden einer 1 ms Rechtecksignal Puls des ulnaren Nervs mit der Kathode-Nadel-Elektrode.<ol>
<li>Um optimale Aufnahmen erzielen, sorgfältig justiert die Winkel und/oder die Position der Kathode ist eine optimale biphasische-Response-Kurve mit konstanter Amplitude erreicht (Abbildung 2A). Sobald die optimale Position festgestellt worden ist, stabilisieren Sie die Kathode mit einem Repositionierbarer Elektrodenhalter. Hinweis: Die Software automatisch liefert der Test-Reize, wie unten beschrieben, und steigt oder sinkt den Strom benötigt, um die Schwelle zu erreichen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Aufzeichnen eine Stimulus-Response-Kurve durch schrittweise Erhöhung der Reizintensität von 1 ms Impuls von 1 mA bis eine maximale Reaktion erreicht ist. Hinweis: Die lila und grüne Linie in Abbildung 2 b und 2C stellt die inkrementelle Steigerung von der Reizstärke und das automatisierte System bzw.. Die Ziel-Amplitude für Schwelle tracking wird automatisch auf 40 % der maximalen Amplitude auf den Bereich der die steilste Piste auf der Reiz-Reaktions-Kurve entsprechend eingestellt. Die Veränderung der "Schwelle" (d. h. Reiz benötigt, um 40 % zu entlocken CMAP) induziert durch verschiedene Test Reize ist die Variable für den Rest des Protokolls erhalten.</li>
		<li>Zeichnen mehrere axonalen Erregbarkeit Parameter, einschließlich Schwelle Electrotonus (TE), Strom-Schwelle (ich / V) Beziehung und Recovery-Zyklus (RC) wie in der Referenz beschrieben12. Hinweis: Das Computerprogramm kontrollierten axonalen Erregbarkeit bewertet die Schwelle (TE) mit einer 100 ms Eingangssignale depolarisierende und hyperpolarizing Ströme, die bei ±20 % und ±40 % der Kontrolle Schwelle aktuelle festgelegt ist. Die Veränderung der Schwellenwert nach depolarisierende und hyperpolarizing Ströme wird automatisch zu 14 Zeitpunkten während der 100 ms polarisierenden aktuelle und 12 Punkte nach der polarisierenden aktuelle aufgezeichnet. Schwelle Electrotonus indirekt beurteilt die Internodien maßgearbeitet und ist ein Marker des Membranpotentials. I / V-Verhältnis ist mit 200 ms Eingangssignale Klimaanlage Strömungen, die in ihrer Intensität von + 50 abwechseln beurteilt %-100 % der Kontrolle Schwelle in 10 % Schritten. I / V-Verhältnis unterscheidet sich zu TE, dass die Strömungen in der Dauer länger sind, die Intensität der Polarisation wird schrittweise verändert von + 50 %-100 % und die Schwelle Änderung bemisst sich an jede Intensität 1 ms nach der polarisierenden aktuelle aufgehört hat. Die I / V-Verhältnis bietet einen Einblick in die gleichrichtende Eigenschaften des Axon1. Die RC ist bewertet mit einem gekoppelten Puls Paradigma, wo, ein ersten supramaximalen Klimaanlage Impuls angewendet wird gefolgt von eine Reihe von Test-Reize in bestimmten Intervallen von 2,5 ms bis 200 Ms. dieses Parameters testet eine klar definierte Reihe von Ereignissen, die auftreten in der Knotenpunkte Region des Axons nach supramaximalen Stimulation. Zu diesen Ereignissen gehören, die Inaktivierung von Voltage-gated Na+ Kanäle, das macht es schwieriger, eine anschließende Reaktion auslösen und ist durch die Feuerfestigkeit und die relative feuerfesten Zeitraum 1quantifiziert. Danach erfolgt eine Erhebung der Internodium und eine gesteigerte Erregbarkeit, vermittelt durch schnelle Kaliumkanäle, durch Superexcitability quantifiziert. Schließlich vermitteln langsam aktivierenden Kaliumkanäle Spätzeit des reduzierten Erregbarkeit, als Subexcitability quantifiziert.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig2.jpg"> Abbildung 2: Rohdaten aus einer axonalen Erregbarkeit Test Zentrale A zeigt Abiphasic-CMAP-Wirkungs-Kurve nach schrittweise Erhöhung der Stimulation des ulnaren Nervs. Platten B und C stellen die Reizintensität (mA) und Amplitude der CMAP (mV), beziehungsweise. Die grüne Komponente B und C zeigt die automatische inkrementelle Rückgang der Reizstärke und der zugehörigen sigmoid geformte Rückgang CMAP Schwelle tracking gefordert.
4. Post Elektrophysiologie Verfahren
<ol><li>Übertragen Sie die Ratte zu einem separaten Käfig, bis es ausreichend Bewusstsein zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen wiedererlangt hat. Lassen Sie kein Tier unbeaufsichtigt und in Gesellschaft anderer Tiere bis es vollständig aus der Narkose erholt hat. Sobald die Ratte aus der Narkose vollständig erholt hat, übertragen Sie es wieder in seinem ursprünglichen Käfig.</li>
	<li>Nach Abschluss der Studie einschläfern der Ratte ohne Schmerzen für das Tier, z.B. tödliche intraperitoneale Injektion von ein Barbiturat (z.B. Lethabarb).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+ion+channels+from+bench+to+bedside:+a+translational+neuroscience+perspective.">Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective.</a> Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).</li><li>Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulatory+effects+on+axonal+function+after+intravenous+immunoglobulin+therapy+in+chronic+inflammatory+demyelinating+polyneuropathy.">Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy.</a> Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).</li><li>Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+abnormalities+of+sensory+nerve+function+associated+with+oxaliplatin-induced+neurotoxicity.">Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity.</a> J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).</li><li>Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+between+calcineurin+inhibitor+treatment+and+peripheral+nerve+dysfunction+in+renal+transplant+recipients.">Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients.</a> Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+motor+axons+in+the+maturing+mouse.">Excitability properties of motor axons in the maturing mouse.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).</li><li>Bo&#235;rio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+properties+of+mouse+motor+axons+in+the+mutant+SOD1(G93A)+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Muscle &amp; Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).</li><li>Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+motor+axons+of+SOD1(G127X)+mutant+mice+are+susceptible+to+activity-dependent+degeneration.">Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration.</a> Neurosci. 241, 239-249 (2013).</li><li>Fledrich, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+neuregulin-1+modulates+disease+pathogenesis+in+rodent+models+of+Charcot-Marie-Tooth+disease+1A.">Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A.</a> Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).</li><li>Vianello, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+doses+of+arginine+butyrate+derivatives+improve+dystrophic+phenotype+and+restore+membrane+integrity+in+DMD+models.">Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models.</a> FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).</li><li>Osaki, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anesthetic+agents+on+in+vivo+axonal+HCN+current+in+normal+mice.">Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice.</a> Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).</li><li>Biessels, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phenotyping+animal+models+of+diabetic+neuropathy:+a+consensus+statement+of+the+diabetic+neuropathy+study+group+of+the+EASD+(Neurodiab).">Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab).</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).</li><li>Bo&#235;rio, D., Greensmith, L., Bostock, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+mouse+motor+nerve+excitability+and+the+effects+of+polarizing+currents.">A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents.</a> J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).</li><li>Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+excitability+in+the+rat+forelimb:+a+technique+to+improve+translational+utility.">Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility.</a> J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).</li><li>Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+axon+excitability+during+Wallerian+degeneration.">Motor axon excitability during Wallerian degeneration.</a> Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).</li><li>Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+electrophoresis+and+in+vivo+electrophysiology+of+peripheral+nerve+using+DC+field+stimulation.">In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation.</a> J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).</li><li>Moldovan, M., Krarup, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Na+/K++pump+function+following+repetitive+activity+in+mouse+peripheral+nerve.">Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve.</a> J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die beschriebene Vorgehensweise zeigt eine einfache und zuverlässige, ermöglicht die minimal-invasive Technik, die der biophysikalischen Eigenschaften und das Potenzial der Membran des Axons in kurzer Zeit. Im Vergleich zu anderen mehr invasiven Techniken, die die Belichtung des Nervs erfordern, das vorliegende Verfahren der axonalen Erregbarkeit Prüfung induziert minimaler Gewebeschädigung, wodurch es in Vivo Beurteilung, die die physiologischen Bedingungen des bewahrt die Nerven von Interesse und für wiederholte Messungen ermöglicht.
Damit sind konsistente Ergebnisse gibt es ein paar methodische Überlegungen, die angegangen werden müssen. Ein solcher Faktor ist die Konzentration und die Art der Narkose. Zuvor ist nachgewiesen, dass diese Isofluran Hyperpolarisation aktiviert cyclic Nucleotide-gated Kanäle10beeinflusst. Alternativ eine injizierbare Narkosemittel Mischung aus Medetomidine, Midazolam und Butorphanol wurde untersucht und auch Auswirkungen auf die Erregbarkeit der Nerven über Zeit10gezeigt. Medetomidine/Midazolam/Fentanyl (MMF) scheint wenig Einfluss auf die Erregbarkeit der Nerven zu haben und wurde erfolgreich verwendet in vielen Nerven Erregbarkeit Studien7,13,14, obwohl seine Wirkung im Laufe der Zeit auf Nerv Erregbarkeit wurden nicht systematisch untersucht. Beachten ist ist diese Narkose schwierig, in den USA und Australien zu erhalten, da Fentanyl eine kontrollierte Substanz mit strengen Einfuhrbestimmungen ist. Unabhängig von der gewählten Anästhesie werden Dosierung und Zeit unter Narkose zur Behandlung auf Analyse überwacht.
Ein weiterer zu berücksichtigender Faktor ist die Qualität der Elektrode. Aufgrund der starken und lang anhaltenden hyperpolarizing und depolarisierende Ströme angewendet in axonalen Erregbarkeit sind Studien qualitativ hochwertige Elektroden erforderlich. In dieser Studie wurden niederohmigen Platin Elektroenzephalogramm (EEG) Nadelelektroden eingesetzt. Niedrige Impedanz Elektroden sind in der Regel im Kilo-Ohm-Bereich und Platin EEG-Elektroden konventionell operieren innerhalb 0,5 - 5 Kilo-Ohm-Palette, die als niedrige Impedanz Elektroden qualifiziert. Der axonalen Erregbarkeit Programm kann die aktuelle Ausgabe aufzeichnen und Impedanz im Vergleich zu dem Ziel Spannung zu berechnen und vorher feststeht, dass der Strom stabil für 30 min, was der typische Länge dieses Protokoll15. Darüber hinaus diese Elektroden sind Mäuse16 vor kurzem eingeführt worden und erwiesen sich als nicht polarisierenden Wirkungen14,15unterliegen. Daher wäre Polarisation kein Problem während der Versuchsdurchführung.
Im Gegensatz zu den Protokollen, die den Nerv des Interesses verfügbar zu machen, nutzen diese Studien eine intakte Modell wodurch Positionierung der ungefähre stimulierenden Elektroden. Exakte Reproduktion der Platzierung der Elektrode in Längsschnittstudien kann daher schwierig sein. Trotzdem zeigte eine frühere Studie mit verschiedenen Narkose gute Wiederholbarkeit der 30/34 ulnaris Erregbarkeit Parameter über 3 separate Studien ähnlich gesehen in Tibia und kaudalen Nerven13. Darüber hinaus zeigte in dieser Studie Vergleich der rechten und linken CMAPs Konsistenz (Abbildung 4), was darauf hindeutet, dass genaue und richtige Elektrode Platzierung dieser mögliche Einschränkung zu kompensieren ist.
Es gibt mehrere wichtige Schritte dabei CMAP Antworten zu erwerben. Korrekte und konsequente Platzierung der anregenden Nadelelektrode ist entscheidend für die reproduzierbare Messung der Amplitude. Darüber hinaus ist es wichtig, die richtige Platzierung von Nadelelektroden zur Minimierung von Hintergrundgeräuschen Aufnahme zu gewährleisten. Daher visualisieren gleichzeitig die Reaktionskurve während anregende Nadelelektrode entscheidend für konsequente Platzierung zu bestätigen ist.
Die Verwendung dieser minimal-invasiven Technik an Tiermodellen von neurologischen Störungen möglicherweise ein wertvolles Instrument zur pathophysiologischen Veränderungen und frühen Krankheit Eigenschaften zu untersuchen. Diese können als Biomarker und erleichtern die Untersuchung neuartiger therapeutischer Interventionen in Verbindung mit Verhaltensmaßnahmen der Handfunktion. Darüber hinaus kann Validierung dieser Techniken bei Nagern die Untersuchung der pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Beziehungen neuer Verbindungen ermöglichen. Dadurch können bessere Übersetzung von therapeutischen Substanzen vor der Phase 1 und 2 klinische Studien

Elektrophysiologische Techniken ist ein wesentliches Instrument für die in Vivo -Untersuchung des peripheren Nervenfunktion bei neurologischen Erkrankungen. Konventionelle Nerv Wärmeleitung Methoden nutzen supramaximalen Reize motor Aktionspotential Amplitude und Latenz aufnehmen. Diese Techniken bieten daher nützliche Informationen über die Anzahl der Durchführung von Fasern und die Leitgeschwindigkeit der schnellsten Fasern. Ein wertvolles ergänzendes Instrument ist der axonalen Erregbarkeit zu testen. Diese Technik nutzt ausgefeilte elektrophysiologische Stimulation Muster indirekt die biophysikalischen Eigenschaften der peripheren Nerven, wie die Aktivität der Ionenkanäle, Energie-abhängige Pumpen, Ionenaustausch Prozesse und Membranpotential bewerten 1.
Axonalen Erregbarkeit zu testen ist in der klinischen Einstellung, pathophysiologische Prozesse und Wirkungen therapeutischer Interventionen auf verschiedenen neurologischen Erkrankungen zu untersuchen häufig genutzt. Vor allem axonalen Erregbarkeit Maßnahmen reagieren empfindlich auf therapeutische Interventionen, die Funktion der peripheren Nerven wie intravenöses Immunglobulin (IVIg) Therapie2, beeinflussen Chemotherapie3 und Calcineurin-Inhibitor (CNI) 4. Obwohl diese Studien wichtige Erkenntnisse zur Verfügung gestellt haben, klinische Studien oft entgegen, Untersuchung der frühen Krankheit Eigenschaften und neuartige Therapieoptionen5. Daher hat die Verwendung dieser Methoden in Tiermodellen der neurologischen Erkrankungen vor kurzem Traktion6,7,8,9gewonnen. In der Tat, diese Methoden bieten die Möglichkeit, die spezifischen Nerv Erregbarkeit Veränderungen im Zusammenhang mit diesen Erkrankungen, so translationalen Forschung voranbringen zu verstehen.
Das hier beschriebene Verfahren ist eine einfache und zuverlässige Methode, um Rekord axonalen Erregbarkeit Maßnahmen auf der ulnaren Nerven intakt Ratte.

<table><tbody><tr><td>QTracS Program</td><td>Digitimer Ltd.</td><td></td><td>Axonal excitability program</td></tr><tr><td>AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz</td><td>SDR Scientific</td><td>850005</td><td>Stimulator</td></tr><tr><td>High Performance AC Amplifier Model LP511</td><td>Grass Technologies</td><td></td><td>Amplifier</td></tr><tr><td>Humbug 50/60Hz Noise eliminator</td><td>Quest Scientific Instruments</td><td>726310</td><td>Noise eliminator</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes</td><td>Grass Technologies</td><td>F-E2-24</td><td>Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes</td><td>Cephalon</td><td>9013L0702</td><td>Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge</td></tr><tr><td>Multifunction I/O Device Model USB-6341</td><td>National Instruments</td><td></td><td>Multifunction input/output device</td></tr><tr><td>Iron Base Plate IP</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Rotating X-block X-4</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Magnetic Stand GJ-8</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr><tr><td>Micromanipulator M-3333</td><td>Narishige Scientific Instrument Laboratory</td><td></td><td>Used for holding stimulating needle electrode in place</td></tr></tbody></table>

in vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing

Elektrophysiologie ermöglicht eine objektive Beurteilung der peripheren Nerv Funktion in Vivo. Traditionelle Nervenleitgeschwindigkeit Maßnahmen wie Amplitude und Latenz chronische Axon Verlust und Demyelinisierung, bzw. zu erkennen. Axonalen Erregbarkeit Techniken "von Schwelle tracking" erweitern auf diese Maßnahmen durch die Bereitstellung von Informationen über die Aktivität der Ionenkanäle, Pumpen und Wärmetauscher, die beziehen sich auf akute Funktion und degenerative Ereignisse vorausgehen können. Als solche können die Verwendung der axonalen Erregbarkeit in Tiermodellen der neurologischen Störungen eine Maßnahme nützlich in Vivo um neue therapeutische Interventionen zu beurteilen. Hier beschreiben wir einen Versuchsaufbau für mehrere Maßnahmen der axonalen motorischen Erregbarkeit Techniken in der Ratte ulnaris.
Die Tiere sind mit Isofluran betäubt und sorgfältig überwacht werden, um konstante und ausreichende Tiefe der Narkose zu gewährleisten. Körpertemperatur, Atemfrequenz, Herzfrequenz und Sättigung des Sauerstoffs im Blut werden kontinuierlich überwacht. Axonalen Erregbarkeit Studien werden durchgeführt mit perkutane Stimulation des ulnaris und Aufnahme von den Hypothenar Muskeln Vordergliedmaße Pfote. Mit der Platzierung der richtigen Elektrode wird eine klare Verbindung Muskel Aktionspotential, die Amplitude steigt mit zunehmender Reizstärke aufgezeichnet. Kein automatisiertes Programm wird dann genutzt, um eine Reihe von elektrischen Impulsen zu liefern, die 5 spezifischen Erregbarkeit Maßnahmen in der folgenden Reihenfolge zu generieren: Stimulus Ansprechverhalten, Stärke Dauer Zeitkonstante, Schwelle Electrotonus, Strom-Schwelle Beziehung und der Regenerationszyklus.
Die hier vorgestellte Daten zeigen, dass diese Maßnahmen wiederholbar sind und Ähnlichkeit zwischen links und rechts ulnaren Nerven zeigen wenn am selben Tag geprüft. Eine Einschränkung dieser Techniken in dieser Einstellung ist die Wirkung der Dosis und Zeit unter Narkose. Sorgfältige Überwachung und Aufzeichnung dieser Variablen sollten für die Prüfung zum Zeitpunkt der Analyse durchgeführt werden.

Elektrophysiologische Maßnahmen von der Ratte ulnaris wurden mit diesem Protokoll erzielt. Abbildung 3 zeigt einen Aufnahme von der linken ulnaren Nerv einer 12 Wochen alten weiblichen lange Evans Ratte Vertreter. Zusammengesetzte Muskel-Aktionspotenzial bezieht sich auf die Anzahl der Durchführung von Fasern, die gleichzeitig aktiviert werden. Die supramaximalen Spitze Antwort (mV) (Abbildung 3A) zeigt die Peak-Reaktion erreicht, wenn den Reiz schrittweise erhöhen, bis die gibt es keine Änderung in der Antwort (Abbildung 2 b).
Abbildung 3 b steht für die Strom-Spannungs (ich / V) Beziehung hergestellt durch Ströme längere Dauer (200 ms) und ihre Intensitäten verändert in 10 %-Schritten von + 50 %-100 % des Schwellenwerts. Die I / V-Verhältnis bewertet nach innen und außen Berichtigung durch die Untersuchung der Unterschiede in der Schwelle aktuelle Antwort auf depolarisierende und hyperpolarizing Ströme. Der unteren linken Quadranten spiegelt innere Berichtigung zuvorkommend, Hyperpolarisation und Aktivierung der innerlich Behebung maßgearbeitet1. Die oberen Rechte Quadranten spiegelt schnellen und langsamen K+ -Kanal-Aktivierung und die äußere Berichtigung zuvorkommend, depolarisierende aktuelle.
Internodien maßgearbeitet können mit Schwelle Electrotonus Wellenform (Abbildung 3) als Reaktion auf lange Eingangssignale depolarisierende und hyperpolarizing Ströme untersucht werden. Sowohl hyperpolarizing und depolarisierende TE haben Variablen, die berechnet werden können, indem der Durchschnitt des Schwelle Wechsel zwischen bestimmten Zeitpunkten 10-20 ms, 20-40 ms und 90-100 ms.
Veränderungen im Laufe der Zeit aufgrund einer Verletzung oder die Anwendung therapeutischer Interventionen können bestimmte Änderungen zum Nerv Erregbarkeit Parameter führen. Dies kann nützlich in Vivo Informationen zu pathophysiologischen Veränderungen, frühen Krankheit Eigenschaften und therapeutische Wirksamkeit in Tiermodellen der neurologischen Erkrankungen bereitstellen.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig3.jpg"> Abbildung 3: eine repräsentative axonalen Erregbarkeit Plot. (A) Stimulus-Response-Kurve Darstellung der supermaximal Spitze Antwort (mV). (B) der Strom-Spannungs (ich / V) Beziehung hergestellt durch einen 200ms polarisierende Reiz von + 50 %-100 % der aktuellen Schwelle. (C) Grenzwert Electrotonus illustrieren Wellenformen in Reaktion auf längere Eingangssignale polarisierenden aktuelle hervorgerufen durch eine 20 % und 40 % depolarisierende (über 0 auf y-Achse) und hyperpolarizing (unter 0 auf der y-Achse) Strom. <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
Sequentielle axonalen Erregbarkeit Tests durchgeführt wurde, auf der linken und rechten Vorderbein von n = 4 Ratten (12 Wochen altes Baby). Linke und Rechte Aufnahmen wurden innerhalb von 35 min nach dem Verlust der Reflex-Pedal Rückzug abgeschlossen. Die Analyse erfolgte mittels des gekoppelten nicht-parametrische Wilcoxon signierten Rang Tests. Diese Analyse ergab keine signifikanten Unterschiede zwischen links und rechts ulnaren Nerven für die axonale Erregbarkeit Variablen. Konsistenz zeigte sich im standard Nerv Wärmeleitung Parameter, CMAP Amplitude und Latenz (Abb. 4A und B) sowie Nerven Erregbarkeit Variablen einschließlich Superexcitability und Schwelle Electrotonus hyperpolarizing (TEh) 90-100 (Abbildung 4 und D). Jedoch vorherige Studien10 ergaben signifikante Veränderung im Laufe der Zeit in den Parametern tritt unter Isofluran-Narkose (siehe Diskussion).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56102/56102fig4.jpg"> Abbildung 4: meine Aufnahmen (n = 4) erwarb für (A) Spitze Antwort Latenz (B) (C) Superexcitability und (D) hyperpolarizing Schwelle Electrotonus (90-100 MS) links (rot) und rechts (blau) ulnaren Nerven. Die Fehlerbalken zeigen den Standardfehler des Mittelwertes (SEM). <a href="//cloudflare-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/56102/56102fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

9.1K Aufrufe.  University of New South Wales. Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

Serie: In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Nerve Excitability Assessment in Chemotherapy-induced Neurotoxicity

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy produces symptoms of numbness and paraesthesia in the limbs and may progress to difficulties with fine motor skills and walking, leading to functional impairment. In addition to producing troubling symptoms, chemotherapy-induced neuropathy may limit treatment success leading to dose reduction or early cessation of treatment. Neuropathic symptoms may persist long-term, leaving permanent nerve damage in patients with an otherwise good prognosis3. As chemotherapy is utilised more often as a preventative measure, and survival rates increase, the importance of long-lasting and significant neurotoxicity will increase.
There are no established neuroprotective or treatment options and a lack of sensitive assessment methods. Appropriate assessment of neurotoxicity will be critical as a prognostic factor and as suitable endpoints for future trials of neuroprotective agents. Current methods to assess the severity of chemotherapy-induced neuropathy utilise clinician-based grading scales which have been demonstrated to lack sensitivity to change and inter-observer objectivity4. Conventional nerve conduction studies provide information about compound action potential amplitude and conduction velocity, which are relatively non-specific measures and do not provide insight into ion channel function or resting membrane potential. Accordingly, prior studies have demonstrated that conventional nerve conduction studies are not sensitive to early change in chemotherapy-induced neurotoxicity4-6. In comparison, nerve excitability studies utilize threshold tracking techniques which have been developed to enable assessment of ion channels, pumps and exchangers in vivo in large myelinated human axons7-9.
Nerve excitability techniques have been established as a tool to examine the development and severity of chemotherapy-induced neurotoxicity10-13. Comprising a number of excitability parameters, nerve excitability studies can be used to assess acute neurotoxicity arising immediately following infusion and the development of chronic, cumulative neurotoxicity. Nerve excitability techniques are feasible in the clinical setting, with each test requiring only 5 -10 minutes to complete. Nerve excitability equipment is readily commercially available, and a portable system has been devised so that patients can be tested in situ in the infusion centre setting. In addition, these techniques can be adapted for use in multiple chemotherapies.
In patients treated with the chemotherapy oxaliplatin, primarily utilised for colorectal cancer, nerve excitability techniques provide a method to identify patients at-risk for neurotoxicity prior to the onset of chronic neuropathy. Nerve excitability studies have revealed the development of an acute Na+ channelopathy in motor and sensory axons10-13. Importantly, patients who demonstrated changes in excitability in early treatment were subsequently more likely to develop moderate to severe neurotoxicity11. However, across treatment, striking longitudinal changes were identified only in sensory axons which were able to predict clinical neurological outcome in 80% of patients10. These changes demonstrated a different pattern to those seen acutely following oxaliplatin infusion, and most likely reflect the development of significant axonal damage and membrane potential change in sensory nerves which develops longitudinally during oxaliplatin treatment10. Significant abnormalities developed during early treatment, prior to any reduction in conventional measures of nerve function, suggesting that excitability parameters may provide a sensitive biomarker.

This abstract describes a novel method to assess the development of neurotoxicity in patients receiving chemotherapy treatment. While conventional assessment methods are limited in their ability to detect early changes in nerve function, nerve excitability techniques provide early identification of patients at risk of severe neurotoxicity and insight into pathophysiology.

Nervenerregbarkeit Assessment in Chemotherapie-induzierte Neurotoxizität

Chemotherapy-induced neurotoxicity is a serious consequence of cancer treatment, which occurs with some of the most commonly used chemotherapies1,2. ...

Forschung

Neurowissenschaften

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is impaired, such as aging and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Here we describe an experimental protocol that can be used to measure NMJ functionality by combining two types of electrical stimulation: direct muscle membrane stimulation and the stimulation through the nerve. The comparison of the muscle response to these two different stimulations can help to define, at the functional level, potential alterations in the NMJ that lead to functional decline in muscle.
Ex vivo preparations are suited to well-controlled studies. Here we describe an intensive protocol to measure several parameters of muscle and NMJ functionality for the soleus-sciatic nerve preparation and for the diaphragm-phrenic nerve preparation. The protocol lasts approximately 60 min and is conducted uninterruptedly by means of a custom-made software that measures the twitch kinetics properties, the force-frequency relationship for both muscle and nerve stimulations, and two parameters specific to NMJ functionality, i.e. neurotransmission failure and intratetanic fatigue. This methodology was used to detect damages in soleus and diaphragm muscle-nerve preparations by using SOD1G93A transgenic mouse, an experimental model of ALS that ubiquitously overexpresses the mutant antioxidant enzyme superoxide dismutase 1 (SOD1).

A functional assessment of the neuromuscular junction (NMJ) can provide essential information on the communication between muscle and nerve. Here we describe a protocol to comprehensively evaluate both the NMJ and muscle functionality using two different muscle-nerve preparations, i.e. soleus-sciatic and diaphragm-phrenic.

Neuromuskuläre Synapse Messfunktionalität

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Einrichtung ein Mausmodell eine reine kleine Faser Neuropathie mit Ultrapotent Agonisten von transienten Rezeptor Potential Vanilloid Typ 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings provide a sensitive approach to measure nerve conduction in humans and rodent models. To broaden the technical possibilities for electromyography in mice, the measurement of compound muscle action potentials (CMAPs) from the brachial plexus nerve in the forelimb using needle electrodes is described here. CMAP recordings after stimulating the sciatic nerve in hindlimbs have been previously described. The newly introduced method here allows for the evaluation of the nerve conductivity at an additional site, and thus provides a more profound overview of the neuromuscular functionality. The technique provides information on both the relative number of functional axons and the myelination level. Thereby, this method can be applied to assess both axonal diseases as well as demyelinating conditions. This minimally invasive method does not require extraction of the nerve and therefore it is suitable for repeated measurements for longitudinal follow-up in the same animal. Similar recordings are performed in clinical setups to emphasize the translational relevance of the method.

In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration

The measurement of nerve conduction is a useful tool to assess mouse models of neurodegeneration but it is frequently only applied to stimulate the sciatic nerve in hindlimbs. Here, we describe a technique to measure compound muscle action potential (CMAP) in vivo in the mouse forelimb muscles innervated by the brachial plexus.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der zusammengesetzten Muskel Aktionspotential aus die Vorderbeine in Maus-Modellen der Motor Neuron Degeneration

Assessing the functionality of the nerve axon provides detailed information on the progression of neuromuscular disorders. Electrophysiological recordings ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Functional and Physiological Methods of Evaluating Median Nerve Regeneration in the Rat

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different methods of simulating postoperative physiotherapy are presented. Multiple standardized strategies are used to assess motor and sensory recovery using an MN model of peripheral nerve lesion and repair, thus permitting easy comparison of the results. Several options are included for providing a postoperative physiotherapy-like environment to rats that have undergone MN injuries. Finally, the paper provides a method to evaluate the recovery of the MN using several noninvasive tests (i.e., grasping test, pin prick test, ladder rung walking test, rope climbing test, and walking track analysis), and physiological measurements (infrared thermography, electroneuromyography, flexion strength evaluation, and flexor carpi radialis muscle weight determination). Hence, this model seems particularly appropriate to replicate a clinical scenario, facilitating extrapolation of results to the human species.
Although the sciatic nerve is the most studied nerve in peripheral nerve research, analysis of the rat MN presents various advantages. For example, there is a reduced incidence of joint contractures and automutilation of the affected limb in MN lesion studies. Furthermore, the MN is not covered by muscle masses, making its dissection easier than that of the sciatic nerve. In addition, MN recovery is observed sooner, because the MN is shorter than the sciatic nerve. Also, the MN has a parallel path to the ulnar nerve in the arm. Hence, the ulnar nerve can be easily used as the nerve graft for repairing MN injuries. Finally, the MN in rats is located in the forelimb, akin to the human upper limb; in humans, the upper limb is the site of most peripheral nerve lesions.

Presented is a protocol to produce different types of median nerve (MN) lesions and repair in the rat. Additionally, the protocol shows how to evaluate the functional recovery of the nerve using several noninvasive behavioral tests and physiological measurements.

Funktionelle und physiologische Methoden zur Beurteilung der medianen Nervenregeneration in der Ratte

The main goal of this investigation is to show how to create and repair different types of median nerve (MN) lesions in the rat. Moreover, different ...

Medizin

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Vorbereitung des Rattenischiasnervs für die Ex-vivo-Neurophysiologie

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Terminal H-reflex Measurements in Mice

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits after injuries such as spinal cord damage or stroke. An increase of the H-reflex response, together with symptoms like non-voluntary muscle contractions, pathologically augmented stretch reflex, and hypertonia in the corresponding muscle, is an indicator of post-stroke spasticity (PSS).
In contrast to rather nerve-unspecific transcutaneous measurements, here, we present a protocol to quantify the H-reflex directly at the ulnar and median nerves of the forepaw, which is applicable, with minor modifications, to the tibial and sciatic nerve of the hindpaw. Based on the direct stimulation and the adaptation to different nerves, the method represents a reliable and versatile tool to validate electrophysiological changes in spasticity-related disease models.

The clinical evaluation of spasticity based on the Hoffmann reflex (H-reflex) and using electrical stimulation of peripheral nerves is an established method. Here, we provide a protocol for a terminal and direct nerve stimulation for H-reflex quantification in the mouse forepaw.

Terminale H-Reflex-Messungen bei Mäusen

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...

Biologie

In Vivo Measurement of the Compound Muscle Action Potential in a Rat

Source: Wild, B. M., et al. <a href="https://app-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/v/56102">In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This video demonstrates the procedure for recording compound muscle action potential (CMAP) in rats by applying electrical stimuli to the ulnar nerve, adjusting electrodes for optimal signal, and increasing stimulation to assess nerve functionality. This method enables the in vivo investigation of the peripheral nerve functions in neurological disorders.

In vivo Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials bei einer Ratte

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
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