Wir möchten, dass bei der Prüfung der Protokoll, Kieran Sweeney für hilfreiche Diskussionen und Bearbeitung, und Taylor Scott, My An-adirekkun und Stephanie Geller für das kritische Lesen des Manuskripts Molly Lazar und Verónica Delgado für die Unterstützung zu bestätigen. Megan Nicole McClean, Ph.D. hält an der Scientific-Schnittstelle vom Burroughs Wellcome Fund ein Career Award.

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	<li>Motta-Mena, L. B., Reade, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+optogenetic+gene+expression+system+with+rapid+activation+and+deactivation+kinetics.">An optogenetic gene expression system with rapid activation and deactivation kinetics.</a> Nature chemical biology. 10 (3), 196-202 (2014).</li><li>Hughes, R. M., Bolger, S., Tapadia, H., Tucker, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-mediated+control+of+DNA+transcription+in+yeast.">Light-mediated control of DNA transcription in yeast.</a> Methods. 58 (4), 385-391 (2012).</li><li>Shimizu-Sato, S., Huq, E., Tepperman, J. M., Quail, P. 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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Wir haben dieses Gerät mit Flexibilität im Auge behalten. Der gesamte Code verwendet wird, ist kostenlos und Open-Source. Die Standard-Bildanalyseprozess Segment Zellen ist einfach und schnell läuft. Benutzerdefinierte Analyse könnte durch die Aufzeichnung von Benutzereingaben durchgeführt werden, während ein repräsentatives Bild mit der FIJI grafischen Benutzeroberfläche Analyse, Umwandlung der Eingabe in ein Skript Beanshell und dann Setzen des Plugin, das Skript zu nennen. Wenn es aufgerufen wird, wird das Skript ein String-Array &quot;Bilder&quot; enthält, die Dateipfade zu den neuesten Satz von Hintergrund-subtrahierten Bilder aufgerufen werden gesendet. Bilder und Daten werden gespeichert, während sie gesammelt werden, so dass sie nicht verloren gehen, wenn ein Experiment abrupt endet. Eine blaue LED-Array wurde zur Induktion unsere optogenetische System gewählt, aber es könnte mit LEDs in verschiedenen Farben ersetzt werden. Es gibt zusätzliche Eingangs- und Ausgangspins auf dem Mikrocontroller sowie Durchgangslöcher für eine zusätzliche MOSFET-Schalter und Relais-Schalter auf der Leiterplatte, die es einfach machen,für dieses System angepasst für komplexere Zwecke werden. Zum Beispiel dieses Gerät arbeiten zu lassen als Turbidostat, verwenden Sie die zusätzlichen Pins auf dem Mikrocontroller über eine LED an die Macht und Werte aus einem Lichtsensor gelesen wird, das Kulturgefäß geschnallt, und dann die Software modifizieren Trübung und verdünnen das Gefäß entsprechend zu messen . Dabei ist darauf zu achten, dass die Kultur nicht kontaminiert ist, auf sensible Mikroskopie Ausrüstung zu schützen, und um sicherzustellen, dass die Fluidströmungsraten übereinstimmen. Verunreinigungen vor, wenn das Kulturgefäß absichtlich geimpft kann durch das Warten ein paar Tage erkannt werden, bevor das Schiff Impfen und sicherstellen, dass kein Wachstum dort drin ist. verschütten Zellkultur auf dem Mikroskopobjektiv zu vermeiden, prüfen Sie, ob die Mikrofluidik-Vorrichtung durch nicht erste Pumpzellkultur durch sie über einem saugfähigen Tuch undicht wird. Wenn der Fluß der Medien in das Kultivierungsgefäß inkonsistent ist, ist es in der Regel, weil das Rohr umdie Rollen der Schlauchpumpe ist zu locker geworden. Wenn der Luftstrom aus dem Aquariumpumpe inkonsistent ist, stellen Sie sicher, dass es keine U-förmigen Biegungen in dem Abwasser Rohr, wo Flüssigkeitsbecken kann und inkonsequent Luftstrom widerstehen. Wenn Schlauch nach einem Experiment verstopft, weil Medien in der es ausgetrocknet hat, tränken die verstopften Rohre in einem heißen Wasserbad die Verstopfung zu lösen. Es gibt innere Einschränkungen dieses Protokoll zu prüfen, wenn ein Experiment oder Analyse der Ergebnisse der Planung. In Abhängigkeit von der Verdünnungsrate und die Länge der Röhre verwendet wird, gibt es eine Verzögerung von etwa 10 min, während der die Zellkultur aus der Kulturgefäß zum Mikroskop gepumpt wird. Daher ist es nicht gut zu studieren Veranstaltungen geeignet über kürzere Zeiträume auftreten. Auch, während ein Experiment kontinuierlich für etwa 10 Tage ausgeführt werden kann, begrenzt nur durch das Volumen der Medien, die Entwicklung der Zellkultur ist als die Dauer des Experiments erhöht angesehen werden. Die Limiting Nährstoff der Medien hat profunde Auswirkungen auf den Stoffwechsel und Genexpression 35, 36, 37, 38, 39 und stützt sich deshalb auf den Aspekt der Physiologie unter Studie bestimmt werden sollte. Wenn die Ergebnisse der Analyse, die Bilder vor allem die Bilder von Randdatenpunkten-soll für Fehler in der Art und Weise überprüft werden, dass ROIs durch die Bildanalyseroutine identifiziert wurden. Es ist möglich, Blasen oder Artefakte für Zellen verwechselt werden, wodurch die gemessene Fluoreszenz Verkanten. Eine einfache Möglichkeit, eine solche Fehlmessungen zu eliminieren, ist es, alle ROIs mit Fluoreszenzintensitäten unter der Autofluoreszenzintensität zu verwerfen. Dieses Protokoll wird für die Messung der Fluoreszenzintensität und / oder zellulärer Morphologie der Abstrom Zellkultur in Reaktion auf Licht in Organismen von Nutzen sein, die in kontinuierlicher Kultur wachsen können, eingestelltTLE zu einer konsistenten Brennebene, wenn sie nicht gerührt und automatisch durch ein Bildanalysealgorithmus identifiziert werden. Der Standardzellenidentifikationsalgorithmus hier verwendet wird, die unmittelbar anwendbar auf annähernd kugelförmige Mikroben, die Hefe ähneln Knospung. Eine Alternative 40 dieses Protokolls ist , Mikroorganismen in einer Menge von Chargenkulturen zu wachsen, und einen Ansatz dann für jeden Zeitpunkt abzutasten und um die Probe durch Flusszytometrie charakterisieren. Allerdings sind die Vorteile der hier beschriebene Protokoll, dass die Proben aus der gleichen Kultur genommen werden, können viele Proben genommen werden, und der Prozess ist automatisiert. Dieses Protokoll verbessert auch auf ein ähnliches Verfahren , bei dem optogenetische Hefe 34 unter einem Mikroskop kontinuierlich kultiviert und abgebildet wurden durch mehrere Bilder schnell zu erwerben und nicht durch Fluoreszenz - Vorbelastungs ROIs Identifikation. Ein großer Vorteil dieses Protokolls besteht darin, dass viele Messungen der einzelnen Zellen kann regelmäßig über mehrere Tage erhalten werden without Benutzereingabe. Nach der Messung kann die Reaktion der mikrobiellen Kultur zu Belichtung, ein nächster Schritt in silico Regelung der Reaktion zu implementieren sein.

Optogenetische Systeme verwenden Licht eine wachsende Liste von zellulären Prozessen , einschließlich Expression Gens zu kontrollieren, 1, 2, 3, 4, 5 Proteinlokalisierung, 6 - Protein - Aktivität, 6, 7, 8 Proteinbindungs, 8, 9, 10 und den Proteinabbau. 11 Verfahren für Zellen in einer kontrollierten Umgebung mit programmierten optischen Stimulation und zum Messen von deren Reaktion über biologisch relevanten Zeitskalen Züchten ist notwendig , das Potential dieser Werkzeuge für die Forschung in der Zellbiologie und der Biotechnologie zu nutzen. Unsere Methode nutzt chemostasis eine konstante Zellwachstumsrate in einem gut gemischten aufrechtzuerhalten, aegelesen und temperaturgeregelten Glaskulturgefäß 12, 13, die so programmiert Beleuchtung ausgesetzt ist. Wir Bild einzelnen Zellen in der Kultur Abstrom mit einem umgekehrten Mikroskop die Reaktion der Kultur zu programmierten Beleuchtungs zu messen. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind vollständig automatisiert, so dass die Fluoreszenzintensität und Zellmorphologie des Abflusses Zellkultur kann über mehrere Tage ohne Benutzereingabe gemessen werden. Dieses Protokoll kann in den meisten Labors vertraut mit wachsenden Zellkultur und Mikroskopie durchgeführt werden, und die verwendete Vorrichtung ist kostengünstig und aus leicht verfügbaren Komponenten. Ein transparentes Kulturgefäß über einer Matrix aus Leuchtdioden (LEDs) emittieren kann 1 &amp; mgr; W / cm 2 -10 mW / cm 2 von Licht angeordnet. Mikroben werden in dem Kulturgefäß kontinuierlich gewachsen; eine peristaltische Pumpe verwendet Medien bei der hinzufügenVerdünnungsrate wird eine andere verwendet Kultur mit einer geringeren Rate an das Mikroskop zurückzuziehen, und die Differenz entweicht durch einen Überlaufauslaß. Ein Heizkissen hält die Temperatur. Die Luft wird kontinuierlich in das Kulturgefäß gepumpt, um einen positiven Druck als auch zu halten, wie zu mischen und die Kultur belüften. Mit Ausnahme der Luftpumpe, Leistung dieser Vorrichtungen wird durch einen Mikrocontroller geregelt, die auch eine Eingabe von einem Thermometer und einem angeschlossenen Desktop-Computer empfängt. Der Abstrom Zellkultur wird auf eine Mikrofluidik-Vorrichtung auf der Bühne eines umgekehrten Mikroskops gepumpt. Nicht fluoreszierende und Fluoreszenzbilder werden automatisch erfasst. Die Zellen in den Bildern durch einen Algorithmus gekennzeichnet, daß jede Zelle als eine Region von Interesse (ROI) lokalisiert und mißt die Eigenschaften der einzelnen ROI. Um eine Anwendung dieses Protokolls zu demonstrieren, maßen wir die Antwort auf unterschiedlichen Lichtintensitäten von Saccharomyces cerevisiae - Zellen entwickelt , mit einem Blaulicht Verantve optogenetische System, das die Transkription von fluoreszierenden Proteins steuert. S. cerevisiae, wie Bäckerhefe allgemein bekannt ist , wurde ausgewählt , weil mehrere optogenetische Systeme für die bereits in diesem System Genexpression Steuerung 14 vorhanden ist , 15, 16. Darüber hinaus ist dieses Modellorganismus für Studien in der Systembiologie 17 und als Fahrgestell für biotechnologische Anwendungen 18, 19, 20 verwendet. Unsere repräsentative Ergebnisse zeigen, dass dieses Protokoll verwendet werden kann, die Transkription einer Kultur über mehrere Tage zu steuern, indem Eingangslichtintensitäten variierende und die Herstellung eines fluoreszierenden Reporter messen.

<table><tbody><tr><td>Extensive lab manual</td><td>GitHub</td><td>NA</td><td>An extensive, regularly updated lab manual is available in the &amp;ldquo;Optogenetic Chemostat Files&amp;rdquo; GitHub repository (https://github.com/McCleanResearch/Optogenetic-Chemostat-Files). This also includes a description of the microfluidic mold used to generate the representative results.</td></tr><tr><td>Fritzing Design Viewer</td><td>Fritzing</td><td>NA</td><td>The free, open-sourced software to view and edit the .fzz type circuit board designs is available at &quot;http://fritzing.org/download/&quot;</td></tr><tr><td>Arduino Uno R3 (Atmega328 - assembled)</td><td>Adafruit</td><td>50</td><td>Microcontroller. 1 required.</td></tr><tr><td>Arduino Stackable Header Kit</td><td>SparkFun Electronics</td><td>10007</td><td>Female pin headers for connecting PCB to microcontroller. 1 required.</td></tr><tr><td>Adjustable 30W 110V soldering iron - XY-258 110V</td><td>Adafruit</td><td>180</td><td>For making electrical connections to the PCB. 1 required.</td></tr><tr><td>Soldering iron stand</td><td>Adafruit</td><td>150</td><td>For making electrical connections to the PCB. 1 required.</td></tr><tr><td>Mini Solder spool - 60/40 lead rosin-core solder 0.031&quot; diameter - 100g</td><td>Adafruit</td><td>145</td><td>For making electrical connections to the PCB. 1 required.</td></tr><tr><td>0.1 &amp;mu;F capacitor</td><td>SparkFun Electronics</td><td>COM-08375</td><td>Stabilizes voltage in PCB. 1 required.</td></tr><tr><td>10 &amp;mu;F capacitor</td><td>SparkFun Electronics</td><td>COM-00523</td><td>Stabilizes voltage in PCB. 1 required.</td></tr><tr><td>MAX7219CNG LED Matrix/Digit Display Driver - MAX7219</td><td>Maxim</td><td>MAX7219CNG</td><td>LED driver. 1 required.</td></tr><tr><td>8 pin IC Socket</td><td>Mouser Electronics</td><td>575-144308</td><td>16 required. These will be stacked on top of each other to support the culture vessel above the LED matrix.</td></tr><tr><td>24 Pin IC socket</td><td>Mouser Electronics</td><td>535-24-3518-10</td><td>Optional. Use this to reversibly attach the MAXIM 7219CNG driver to the PCB.</td></tr><tr><td>Digital multimeter</td><td>Adafruit</td><td>2034</td><td>For troubleshooting electronics. 1 required.</td></tr><tr><td>Break Away Headers - 40-pin Male (Long Centered, PTH, 0.1&quot;)</td><td>SparkFun Electronics</td><td>PRT-12693</td><td>Male pin headers for connected LED matrix to printed circuit board. Ends can be trimmed with wire cutters. 1 set required.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Flush diagonal wire cutters</td><td>Adafruit</td><td>152</td><td>For trimming long pin headers and cutting power cables. 1 required.</td></tr><tr><td>Premium Female/Female Jumper Wires - 40 x 12&quot; (300mm)</td><td>Adafruit</td><td>793</td><td>Wire ribbon for connecting breadboard to LED matrix. Can be connected end-to-end with male pin-headers to be longer. 1 required.</td></tr><tr><td>Half-size breadboard</td><td>Adafruit</td><td>64</td><td>The LED matrix will connect to this and the culturing vessel will rest above it.</td></tr><tr><td>Miniature 8x8 Blue LED Matrix</td><td>Adafruit</td><td>956</td><td>Light source. Dominant wavelength is 470nm (blue). 1 required. Alternative miniature LED matrices from the same vendor are available with dominant wavelengths: 624 nm (red), 588 nm (yellow), 525 nm (green), 572 nm (yellow-green), and white.</td></tr><tr><td>Stackable header-3 pin</td><td>SparkFun Electronics</td><td>13875</td><td>8 required.</td></tr><tr><td>Resistor Kit - 1/4W (500 total)</td><td>SparkFun Electronics</td><td>10969</td><td>For electronics. 1 required.</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;IRL520N MOSFET</td><td>International Rectifier</td><td>IRL520N</td><td>Voltage regulating switch for controlling DC current. 4 required.</td></tr><tr><td>Hook-Up Wire - Assortment (Solid Core, 22 AWG)</td><td>SparkFun Electronics</td><td>PRT 11367</td><td>Wire for electronics. 1 required.</td></tr><tr><td>5V 2A (2000mA) switching power supply - UL Listed</td><td>Adafruit</td><td>276</td><td>Power supply for the heating pad and Arduino. 2 required.</td></tr><tr><td>12 VDC 1000mA regulated switching power adapter - UL listed</td><td>Adafruit</td><td>798</td><td>For peristaltic pumps. 2 required.</td></tr><tr><td>Electric Heating Pad - 10cm x 5cm</td><td>Adafruit</td><td>1481</td><td>For heating the bioreactor. 1 required.</td></tr><tr><td>Low flow variable flow peristaltic pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-876-1</td><td>For pumping media. 1 required</td></tr><tr><td>Medium flow variable flow peristaltic pump</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-876-2</td><td>For pumping culture. 1 required.</td></tr><tr><td>9 VDC 1000mA regulated switching power adapter - UL listed</td><td>Adafruit</td><td>63</td><td>For microcontroller power supply. Order 1.</td></tr><tr><td>High Temp Waterproof DS18B20 Digital temperature sensor + extras</td><td>Adafruit</td><td>642</td><td>Thermometer for the bioreactor. 1 required.</td></tr><tr><td>Micromanager</td><td>Micromanager</td><td>NA</td><td>The free, open-sourced microscope control software is available at &quot;https://micro-manager.org/wiki/Download_Micro-Manager_Latest_Release&quot;</td></tr><tr><td>FIJI</td><td>ImageJ</td><td>NA</td><td>The free, open-sourced image analysis software is available at &quot;http://fiji.sc/&quot;</td></tr><tr><td>Arduino Integrated Development Environment</td><td>Arduino</td><td>NA</td><td>The free, open-sourced IDE is available at &quot;https://www.arduino.cc/en/Main/Software&quot;</td></tr><tr><td>Custom code</td><td>GitHub</td><td>NA</td><td>The custom microcontroller code and &quot;Bioreactor Controller&quot; plugin are available in the &amp;ldquo;Optogenetic Chemostat Files&amp;rdquo; GitHub repository (https://github.com/McCleanResearch/Optogenetic-Chemostat-Files).</td></tr><tr><td>USB Cable A to B - 6 Foot</td><td>SparkFun Electronics</td><td>CAB-00512</td><td>Used to download data to microcontroller. 1 required.</td></tr><tr><td>bioreactorTimecourse_example.csv</td><td>GitHub</td><td>NA</td><td>The advantage of loading LED matrix values from a CSV file is that a program can be called by the plugin to update those values based on image analysis results, and those values can be reloaded to the microcontroller, enabling feed-back control. It is available from the &amp;ldquo;Optogenetic Chemostat Files&amp;rdquo; GitHub repository (https://github.com/McCleanResearch/Optogenetic-Chemostat-Files).</td></tr><tr><td>Tota-frost gels (diffusion paper)</td><td>B&amp;amp;H</td><td>B&amp;amp;H # LOFSFTL&lt;br/&gt; MFR # T1-72</td><td>For LED matrix. 1 required.</td></tr><tr><td>Kitting Sheet Crosslink 1/4x12x24in</td><td>Grainger, inc</td><td>20JL37</td><td>Black foam for culturing vessel enclosure. 4 required.</td></tr><tr><td>Standard Photodiode Power Sensor, Si, 200 - 1100 nm, 50 mW&amp;nbsp;</td><td>Thorlabs</td><td>S120VC</td><td>For measuring light intensity. 1 required.</td></tr><tr><td>Labelling Tape</td><td>Fisher Scientific</td><td>159015N</td><td>For labelling and securing loose components. 1 required.</td></tr><tr><td>Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4&quot; LCD</td><td>Thorlabs</td><td>PM100D</td><td>For measuring light intensity. 1 required.</td></tr><tr><td>100mL GL45 hybridization glass bottle</td><td>Bellco Glass, Inc.</td><td>(7910-40150)</td><td>Bioreactor vessel. 1 required.</td></tr><tr><td>Six port assembly</td><td>Bellco Glass, Inc.</td><td>Custom&amp;nbsp;</td><td>For the bioreactor vessel. Tubing Specs: .125&quot; OD x .055&quot;ID. Port A: 1.0&quot; long above cap slug and to bottom of tube. Ports B,C,E,F: 1.0&quot; long above cap slug, 33 mm long below. Port D: 1.0&quot; long above cap slug, 65 mm&amp;nbsp; long below. 1 required. Includes 45 mm diameter polypropylene open top screw cap and a white silicone gasket to ensure a tight seal between the cap and the vessel.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scotch Magic Tape 3105, 3/4 x 300 Inches, Pack of 3</td><td>Amazon</td><td>B0009F3P3U</td><td>Clear scotch tape. This is available from many other vendors. It is used to cover markings on the culturing vessel and to secure the coverglass with the PDMS channel to the aluminum support frame.</td></tr><tr><td>1/16&quot; ID x 3/16&quot; OD x 1/16&quot; Wall Tygon Sanitary Silicone Tubing</td><td>United States Plastic Corp.</td><td>57288</td><td>Tubing. ~25&#039; required.</td></tr><tr><td>Cole-Parmer Twistit white rubber stopper, size 10</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-62992-32</td><td>Media flask stopper and effluent flask stopper. 2 required.</td></tr><tr><td>2L Laboratory Flask</td><td>Pyrex</td><td>4980</td><td>Media flask and effluent flask. 2 required.</td></tr><tr><td>Day pinchcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>5867</td><td>For pinching tubes shut. 3 required.</td></tr><tr><td>Replacement tubing assembly 1/16&quot; ID</td><td>Traceable Products</td><td>3372</td><td>The peristaltic pumps come with a set of tubes, but they wear out after weeks of use.</td></tr><tr><td>Replacement tubing assembly 1/50&quot; ID</td><td>Traceable Products</td><td>3371</td><td>The peristaltic pumps come with a set of tubes, but they wear out after weeks of use.</td></tr><tr><td>Male luer with lock ring x 1/16&quot; hose barb, Nylon, 25/pk</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-45505-00</td><td>Connectors. ~10 luers are required.</td></tr><tr><td>Male luer with lock ring x 1/8&quot; hose barb, Nylon, 25/pk</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-45505-04</td><td>Connectors. 5 required, one for each rubber stopper hole to fill with tubing.</td></tr><tr><td>Female luer x 1/16&quot; hose barb adapter, Nylon, 25/pk</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-45502-00</td><td>Connectors. ~10 luers required.</td></tr><tr><td>Female luer x 3/16&quot; hose barb adapter</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-45502-08</td><td>Connectors. ~10 luers required.</td></tr><tr><td>Cole-Parmer Luer Accessory, Female Luer Cap, Nylon, 25/Pk</td><td>Cole-Parmer</td><td>SC-45502-28</td><td></td></tr><tr><td>Cole-Parmer Luer Accessory, Male Luer Lock Plug, Nylon, 25/Pk</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-45505-56</td><td></td></tr><tr><td>Microbore PTFE Tubing, 0.022&quot;ID x 0.042&quot;OD, 100 ft/roll</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06417-21</td><td>Tubing. 1 roll required.</td></tr><tr><td>Masterflex platinum-cured silicone tubing, L/S 13, 25 ft</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-96410-13</td><td>Tubing. ~25&#039; required.</td></tr><tr><td>3/16&quot; ID x 1/4&quot; OD x 1/32&quot; Wall Tygon Sanitary Silicone Tubing</td><td>United States Plastic Corp.</td><td>57293</td><td>Tubing. ~1&#039; required.</td></tr><tr><td>Vacuum filter</td><td>Fisher Scientific</td><td>974107</td><td>Nalgene vacuum filter for sterile filtering media.</td></tr><tr><td>Aquel Oxy-Boost 200</td><td>Rena Aquatic Supply</td><td>AP200</td><td>Dual diaphram adjustable flow air pump for aerating and mixing media. 1 required.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>0.2 &amp;mu;m pore syringe filter</td><td>Corning International</td><td>431229</td><td>This ensures that air from the aquarium pump does not contaminate the apparatus. 1 required.</td></tr><tr><td>Slygard 184 Silicone Elastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>Slygard 184</td><td>For microfluidic device. 1 required.</td></tr><tr><td>American Safety Razor GEM Scientific Single-Edge Razor Blades</td><td>Fisher Scientific</td><td>17989000</td><td>For cutting tubes and PDMS. 1 blade required.</td></tr><tr><td>Harris Uni-Core hole puncher 1.2mm ID</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHAWB100028 ALDRICH</td><td>For punching inlet/outlet in microfluidic device. 1 required.</td></tr><tr><td>Microscope cover glass 22x60-1.5</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-G</td><td>For microfluidic device. 1 required.</td></tr><tr><td>Rectangular aluminum frame with a square window</td><td>Custom</td><td>Custom</td><td>To support the microfluidic channel. Outer dimensions: 3 inches x 1.25 inches.&lt;br/&gt; Inner dimmensions (cut out portion): 7/8 inches x 7/8 inches&lt;br/&gt; Thickness: ~1/32 inches</td></tr></tbody></table>

design and implementation of an automated illuminating, culturing, and sampling system for microbial optogenetic applications

Optogenetische Systeme verwenden genetisch kodierten Proteine, die Konformation in Reaktion auf bestimmte Wellenlängen des Lichts verändern zellulärer Prozesse zu verändern. Es besteht ein Bedarf für die Kultivierung und Messsysteme, die Beleuchtung und die Stimulation von optogenetische Systeme programmiert einzuarbeiten. Wir stellen ein Protokoll für den Aufbau und die Verwendung eines kontinuierlichen Kultivierungsvorrichtung mikrobiellen Zellen mit programmierter Dosen von Licht zu beleuchten, und automatisch erfassen und die Bilder der Zellen in dem Ausfluß zu analysieren. Der Betrieb dieser Vorrichtung als Chemostat ermöglicht die Wachstumsrate und der Zellumgebung streng kontrolliert werden. Der Austrag der kontinuierlichen Zellkulturen werden regelmäßig Proben genommen und die Zellen werden durch Mehrkanal-Mikroskopie abgebildet. Die Kultivierung, Probenahme, Bildverarbeitung und Bildanalyse sind vollständig automatisiert, so dass dynamische Reaktionen in der Fluoreszenzintensität und zellulärer Morphologie von aus der Kultur Abstrom abgetastete Zellen über mehrere Tage gemessenohne Benutzereingabe. Wir zeigen die Nützlichkeit dieser Kultivierungsvorrichtung durch dynamisches Protein - Produktion in einem Stamm von Saccharomyces cerevisiae konstruiert mit einem optogenetische System induziert die Transkription aktiviert.

Diese Vorrichtung wurde verwendet , um eine Kultur von S. cerevisiae exprimieren , gelb fluoreszierendes Protein (YFP) in Reaktion auf blaues Licht durch einen induzierbaren optogenetische Transkriptionssystem auf dem CRY2 / CIB1 Proteinpaar 30 basierend zu stimulieren. Die Zellen wurden chemostatically in Phosphat begrenzte Medien mit einer durchschnittlichen Verdünnungsrate von 0,2 ± 0,008 gewachsen. Phosphat Begrenzung wird in S. cerevisiae Chemostatexperimenten häufig verwendet , um Wachstumsrate zu steuern und die Wirkungen von Phosphat Beschränkung sind gut charakterisiert. 31, 32, 33 Effluent aus dem kontinuierlich verdünnten Kulturgefäß wurde auf eine Mikrofluidik - Vorrichtung auf einem inversen Mikroskop abgetastet. Die Bilder wurden automatisch wie gezeigt in Abbildung 8 analysiert. Einzelne Zellen wurden in den Hintergrund subtrahiert Phasenkontrastbilder und deren YFP Konzentra identifizierttion wurde von ihrer Fluoreszenz geschätzt als von den Hintergrund-subtrahiert fluoreszierenden Bildern gemessen. Die Fluoreszenz von 169.677 Zellen wurde aus 33.600 Bildern von Abwasser aus 28 Standorten in der Mikrofluidik-Vorrichtung über die 70 h des Experiments erworben analysiert. Wir verwendeten ein invertiertes Mikroskop mit einem Fluoreszenzbeleuchtungssystem und einer CMOS-Kamera ausgestattet. Die YFP Bilder wurden erworben mit einem 500/20 nm-Anregungsfilter, einem 535/30 nm-Emissionsfilter und einem dichroitischen T515lp. Die Bilder wurden mit einem 40x Phasenkontrast Ziel genommen, unter Köhler-Beleuchtung. Die Bilder wurden in 16-Bit-Farbtiefe mit 87 Pixeln aufgezeichnet pro Mikrometer im Quadrat. Die Kultur wurde für 6 h Intervallen unterschiedlicher Intensität von blauem Licht ausgesetzt ist, durch völlige Dunkelheit für 6 h Intervallen verfolgt. Die Kultur hatte vor der ersten Messung mit Licht belichtet, weshalb seine Fluoreszenzintensität wird während des ersten Dunkelperiode abnimmt. &lt;/ P&gt; Abbildung 9 zeigt die Fluoreszenz aufgrund YFP Produktion bei Aktivierung des optogenetische System in Reaktion auf das Kulturgefäß zu beleuchten. Es zeigt die Nützlichkeit von Einzelzellmessungen der Fluoreszenz über einen Bevölkerungsdurchschnitt-Einzelzellen-Messungen, um die Bevölkerungsverteilung der Fluoreszenzintensität zeigen. Beachten Sie die Ausreißer bei 42 h 26 min. Nachdem die entsprechenden Bilder betrachten, war es offensichtlich, dass es verwendet Klumpen von Zellen in der Mehrzahl der Bilder in Artefakte, die Zellen ähnelte im Hintergrund-subtrahierten Bild, um das zusammengesetzte Bild des Hintergrundes, was zu erzeugen waren. Auch wurde eine Blase aus dem Kulturgefäß zu dem mikrofluidischen Kanal gepumpt und Teile seiner Ränder falsch waren als Zellen von der Bildanalyse-Algorithmus. Da weder die Blase noch die Artefakte aus der Subtraktion der Hintergrund tatsächlichen Zellen entsprach, deren gemessene Fluoreszenzintensitätniedriger ist als die Autofluoreszenz der Zellen. Diese Zahl zeigt die Qualität der Daten, die automatisch über 3 d erworben werden können. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig9large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig9large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/54894/54894fig8.jpg" /> Abbildung 8: visuelle Darstellung des Bildanalysealgorithmus. Diese Bilder wurden für eine einfache Betrachtung abgeschnitten und erweitert. (A) Sechs Bilder werden erfasst den Hintergrund subtrahiert Phasenkontrastbild der Zellkultur zu erzeugen. Nachdem das Hauptbild erworben wird, fünf weitere Bilder werden mit dem Abwasser-Probenpumpe erworben kurz zwischen jeder Aufnahme eingeschaltet, um sicherzustellen, dass die Zellen verschoben werden. Ein zusammengesetztes Bild des Hintergrundes wird aus den fünf Teilbilder erzeugt wird. Der Wert jedes Pixelsim Hintergrundbild ist der Medianwert des gleichen Pixels in der 5 Teilbilder. (B) Der Hintergrund-subtrahierten Bild wird dann in eine binäre. Die binäre wird dann erweitert und die Löcher in kontinuierlichen Abschnitte des binären gefüllt sind. Die gelben Umrisse entsprechen ausgewählten Regionen von Interesse (ROI), basierend auf Größe und Zirkularität Kriterien. (C) Diejenigen ROI werden auf das Fluoreszenzbild abgebildet wird , in dem die Fluoreszenz von jeder Zelle , wenn der Wert des hellsten Pixels innerhalb des ROI gemessen. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig8large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="9" src="/files/ftp_upload/54894/54894fig9.jpg" /> Abbildung 9: Verteilung der Bevölkerung der Fluoreszenzintensitäten über die Zeit. In diesen Subfigures der Logarithmus der gemessenen Fluorescence wird angezeigt, wobei die übliche Praxis in der Durchflusszytometrie. Die Linie in A und B zeigt die Intensität des Lichts von der Kultur absorbiert oder gebeugt wird , die als die Differenz der Intensität zwischen transmittierte Licht durch sterile Medien und transmittierte Licht durch Zellkultur in dem Kultivierungsgefäß gemessen wird. Es wird gegen die zweite Ordinate aufgetragen. (A) A - Box und Whisker - Plot (5. Perzentil, dem 25. Perzentil, Median, 75 - Perzentil, 95. Perzentil) des Logarithmus der gemessenen Fluoreszenz der Bevölkerung im Laufe der Zeit. (B) ein 2-dimensionales Histogramm der gleichen Daten, wo die Farbe in dem Bereich des entsprechenden Behälter zu der normalisierten Frequenz von Zellen mit einer gemessenen Fluoreszenz entspricht. Die Farben wurden bei 42 h 26 min enthalten, ohne die Ausreißer auf den Bereich von Daten skaliert. Die normierte Frequenz der Ausreißer in der niedrigsten Fluoreszenz bin0,7 ist. (C) Die eindimensionale Histogramme des Logarithmus der gemessenen Fluoreszenz der Bevölkerung vor dem ersten aufgenommenen Belichtung und nach der größte Belichtung. Es zeigt, dass die lichtinduzierte Expression von YFP in diesem Stamm bimodal ist. <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig9large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://ecsource-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/54894/54894fig9large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Design and Implementation of an Automated Illuminating, Culturing, and Sampling System for Microbial Optogenetic Applications

Wir haben eine kontinuierliche Kultivierungsvorrichtung zur Verwendung mit optogenetische Systeme Kulturen von Mikroben zu beleuchten und regelmäßig Bildzellen in dem Abwasser mit einem umgekehrten Mikroskop. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind voll automatisiert, so dass dynamische Reaktionen auf Beleuchtung kann über mehrere Tage gemessen werden.

Design und Implementierung eines automatisierten Illuminating, Anzucht und Probenahmesystem für Mikrobielle optogenetische Anwendungen

Optogenetic systems utilize genetically-encoded proteins that change conformation in response to specific wavelengths of light to alter cellular ...

design-implementation-an-automated-illuminating-culturing-sampling

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.6K Aufrufe.  University of Wisconsin-Madison.  Wir haben eine kontinuierliche Kultivierungsvorrichtung zur Verwendung mit optogenetische Systeme Kulturen von Mikroben zu beleuchten und regelmäßig Bildzellen in dem Abwasser mit einem umgekehrten Mikroskop. Die Kultivierung, Probenahme, Bildgebung und Bildanalyse sind voll automatisiert, so dass dynamische Reaktionen auf Beleuchtung kann über mehrere Tage gemessen werden. 

Serie: Design and Implementation of an Automated Illuminating, Culturing, and Sampling System for Microbial Optogenetic Applications

An Optogenetic Method to Control and Analyze Gene Expression Patterns in Cell-to-cell Interactions

Cells should respond properly to temporally changing environments, which are influenced by various factors from surrounding cells. The Notch signaling pathway is one of such essential molecular machinery for cell-to-cell communications, which plays key roles in normal development of embryos. This pathway involves a cell-to-cell transfer of oscillatory information with ultradian rhythms, but despite the progress in molecular biology techniques, it has been challenging to elucidate the impact of multicellular interactions on oscillatory gene dynamics. Here, we present a protocol that permits optogenetic control and live monitoring of gene expression patterns in a precise temporal manner. This method successfully revealed that intracellular and intercellular periodic inputs of Notch signaling entrain intrinsic oscillations by frequency tuning and phase shifting at the single-cell resolution. This approach is applicable to the analysis of the dynamic features of various signaling pathways, providing a unique platform to test a functional significance of dynamic gene expression programs in multicellular systems.

Here, we present a protocol to analyze cell-to-cell transfer of oscillatory information by optogenetic control and live monitoring of gene expression. This approach provides a unique platform to test a functional significance of dynamic gene expression programs in multicellular systems.

Eine optogenetische Methode zu kontrollieren und analysieren gen Expressionsmuster in Zell-Zell-Interaktionen

Cells should respond properly to temporally changing environments, which are influenced by various factors from surrounding cells. The Notch signaling ...

Forschung

Genetik

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Neurowissenschaften

Untersuchung der Entwicklung mit optogenetischer Signalmanipulation im Zebrafisch

Optogenetic Signaling Activation in Zebrafish Embryos

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally manipulate signaling are required to understand how signaling is interpreted in these wide-ranging contexts. Molecular optogenetic&#160;tools can provide reversible, tunable manipulations of signaling pathway activity with a high degree of spatiotemporal control and have been applied in vitro, ex vivo, and in vivo. These tools couple light-responsive protein domains, such as the blue light homodimerizing light-oxygen-voltage sensing (LOV) domain, with signaling effectors to confer light-dependent experimental control over signaling. This protocol provides practical guidelines for using the LOV-based bone morphogenetic protein (BMP) and Nodal signaling activators bOpto-BMP and bOpto-Nodal in the optically accessible early zebrafish embryo. It describes two control experiments: A quick phenotype assay to determine appropriate experimental conditions, and an immunofluorescence assay to directly assess signaling. Together, these control experiments can help establish a pipeline for using optogenetic tools in early zebrafish embryos. These strategies provide a powerful platform to investigate the roles of signaling in development, health, and physiology.

Autor im Rampenlicht: Manipulation der Signalübertragung in Zebrafischembryonen, um Entscheidungen über das Schicksal von Zellen zu entschlüsseln 

Optogenetic manipulation of signaling pathways can be a powerful strategy to investigate how signaling is decoded in development, regeneration, homeostasis, and disease. This protocol provides practical guidelines for using light-oxygen-voltage sensing domain-based Nodal and bone morphogenic protein (BMP) signaling activators in the early zebrafish embryo.

Optogenetische Signalaktivierung in Zebrafischembryonen

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally ...

Entwicklungsbiologie

Building a Simple and Versatile Illumination System for Optogenetic Experiments

Controlling biological processes using light has increased the accuracy and speed with which researchers can manipulate many biological processes. Optical control allows for an unprecedented ability to dissect function and holds the potential for enabling novel genetic therapies. However, optogenetic experiments require adequate light sources with spatial, temporal, or intensity control, often a bottleneck for researchers. Here we detail how to build a low-cost and versatile LED illumination system that is easily customizable for different available optogenetic tools. This system is configurable for manual or computer control with adjustable LED intensity. We provide an illustrated step-by-step guide for building the circuit, making it computer-controlled, and constructing the LEDs. To facilitate the assembly of this device, we also discuss some basic soldering techniques and explain the circuitry used to control the LEDs. Using our open-source user interface, users can automate precise timing and pulsing of light on a personal computer (PC) or an inexpensive tablet. This automation makes the system useful for experiments that use LEDs to control genes, signaling pathways, and other cellular activities that span large time scales. For this protocol, no prior expertise in electronics is required to build all the parts needed or to use the illumination system to perform optogenetic experiments.

This protocol describes how to perform optogenetic experiments for controlling gene expression with red and far-red light using PhyB and PIF3. Included are step-by-step instructions for building a simple and flexible illumination system, which enables the control of gene expression or other optogenetics with a computer.

Aufbau eines einfachen und vielseitigen Beleuchtungssystems für optogenetische Experimente

Controlling biological processes using light has increased the accuracy and speed with which researchers can manipulate many biological processes. Optical ...

Biotechnik

Reliably Engineering and Controlling Stable Optogenetic Gene Circuits in Mammalian Cells

Reliable gene expression control in mammalian cells requires tools with high fold change, low noise, and determined input-to-output transfer functions, regardless of the method used. Toward this goal, optogenetic gene expression systems have gained much attention over the past decade for spatiotemporal control of protein levels in mammalian cells. However, most existing circuits controlling light-induced gene expression vary in architecture, are expressed from plasmids, and utilize variable optogenetic equipment, creating a need to explore characterization and standardization of optogenetic components in stable cell lines. Here, the study provides an experimental pipeline of reliable gene circuit construction, integration, and characterization for controlling light-inducible gene expression in mammalian cells, using a negative feedback optogenetic circuit as a case example. The protocols also illustrate how standardizing optogenetic equipment and light regimes can reliably reveal gene circuit features such as gene expression noise and protein expression magnitude. Lastly, this paper may be of use for laboratories unfamiliar with optogenetics who wish to adopt such technology. The pipeline described here should apply for other optogenetic circuits in mammalian cells, allowing for more reliable, detailed characterization and control of gene expression at the transcriptional, proteomic, and ultimately phenotypic level in mammalian cells.

Reliably controlling light-responsive mammalian cells requires the standardization of optogenetic methods. Toward this goal, this study outlines a pipeline of gene circuit construction, cell engineering, optogenetic equipment operation, and verification assays to standardize the study of light-induced gene expression using a negative-feedback optogenetic gene circuit as a case study.

Zuverlässige Entwicklung und Kontrolle stabiler optogenetischer Genschaltkreise in Säugetierzellen

Reliable gene expression control in mammalian cells requires tools with high fold change, low noise, and determined input-to-output transfer functions, ...

Light-Controlled Fermentations for Microbial Chemical and Protein Production

Microbial cell factories offer a sustainable alternative for producing chemicals and recombinant proteins from renewable feedstocks. However, overburdening a microorganism with genetic modifications can reduce host fitness and productivity. This problem can be overcome by using dynamic control: inducible expression of enzymes and pathways, typically using chemical- or nutrient-based additives, to balance cellular growth and production. Optogenetics offers a non-invasive, highly tunable, and reversible method of dynamically regulating gene expression. Here, we describe how to set up light-controlled fermentations of engineered Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae for the production of chemicals or recombinant proteins. We discuss how to apply light at selected times and dosages to decouple microbial growth and production for improved fermentation control and productivity, as well as the key optimization considerations for best results. Additionally, we describe how to implement light controls for lab-scale bioreactor experiments. These protocols facilitate the adoption of optogenetic controls in engineered microorganisms for improved fermentation performance.

Optogenetic control of microbial metabolism offers flexible dynamic control over fermentation processes. The protocol here shows how to set up blue light-regulated fermentations for chemical and protein production at different volumetric scales.

Lichtgesteuerte Fermentationen für die mikrobielle Chemikalien- und Proteinproduktion

Microbial cell factories offer a sustainable alternative for producing chemicals and recombinant proteins from renewable feedstocks. However, ...

Engineering and Characterization of an Optogenetic Model of the Human Neuromuscular Junction

Many neuromuscular diseases, such as myasthenia gravis (MG), are associated with dysfunction of the neuromuscular junction (NMJ), which is difficult to characterize in animal models due to physiological differences between animals and humans. Tissue engineering offers opportunities to provide in vitro models of functional human NMJs that can be used to diagnose and investigate NMJ pathologies and test potential therapeutics. By incorporating optogenetic proteins into induced pluripotent stem cells (iPSCs), we generated neurons that can be stimulated with specific wavelengths of light. If the NMJ is healthy and functional, a neurochemical signal from the motoneuron results in muscle contraction. Through the integration of optogenetics and microfabrication with tissue engineering, we established an unbiased and automated methodology for characterizing NMJ function using video analysis. A standardized protocol was developed for NMJ formation, optical stimulation with simultaneous video recording, and video analysis of tissue contractility. Stimulation of optogenetic motoneurons by light to induce skeletal muscle contractions recapitulates human NMJ physiology and allows for repeated functional measurements of NMJ over time and in response to various inputs. We demonstrate this platform&#39;s ability to show functional improvements in neuromuscular connectivity over time and characterize the damaging effects of patient MG antibodies or neurotoxins on NMJ function.

We describe a reproducible, automated, and unbiased imaging system for characterizing neuromuscular junction function using human engineered skeletal muscle tissue and optogenetic motoneurons. This system allows for the functional quantification of neuromuscular connectivity over time and detects diminished neuromuscular function caused by neurotoxins and myasthenia gravis patient serum.

Engineering und Charakterisierung eines optogenetischen Modells des humanen neuromuskulären Übergangs

Many neuromuscular diseases, such as myasthenia gravis (MG), are associated with dysfunction of the neuromuscular junction (NMJ), which is difficult to ...

Analyse der optogenetischen Reaktion der Hefe mit der Lusto-Automatisierungstechnik

High-Throughput Optogenetics Experiments in Yeast Using the Automated Platform Lustro

Optogenetics offers precise control over cellular behavior by utilizing genetically encoded light-sensitive proteins. However, optimizing these systems to achieve the desired functionality often requires multiple design-build-test cycles, which can be time-consuming and labor-intensive. To address this challenge, we have developed Lustro, a platform that combines light stimulation with laboratory automation, enabling efficient high-throughput screening and characterization of optogenetic systems.
Lustro utilizes an automation workstation equipped with an illumination device, a shaking device, and a plate reader. By employing a robotic arm, Lustro automates the movement of a microwell plate between these devices, allowing for the stimulation of optogenetic strains and the measurement of&#160;their response. This protocol provides a step-by-step guide on using Lustro to characterize optogenetic systems for gene expression control in the budding yeast Saccharomyces cerevisiae. The protocol covers the setup of Lustro&#39;s components, including the integration of the illumination device with the automation workstation. It also provides detailed instructions for programming the illumination device, plate reader, and robot, ensuring smooth operation and data acquisition throughout the experimental process.

Autor im Rampenlicht: Förderung der Optogenetik-Forschung mit Lustro 

This protocol outlines the steps for utilizing the automated platform Lustro to perform high-throughput characterization of optogenetic systems in yeast.

Hochdurchsatz-Optogenetik-Experimente in Hefe mit der automatisierten Plattform Lustro

Optogenetics offers precise control over cellular behavior by utilizing genetically encoded light-sensitive proteins. However, optimizing these systems to ...

Design und Implementierung eines automatisierten Illuminating, Anzucht und Probenahmesystem für Mikrobielle optogenetische Anwendungen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Eine optogenetische Methode zu kontrollieren und analysieren gen Expressionsmuster in Zell-Zell-Interaktionen

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

Optogenetische Signalaktivierung in Zebrafischembryonen

Optogenetische Signalaktivierung in Zebrafischembryonen

Optogenetische Signalaktivierung in Zebrafischembryonen

Aufbau eines einfachen und vielseitigen Beleuchtungssystems für optogenetische Experimente

Zuverlässige Entwicklung und Kontrolle stabiler optogenetischer Genschaltkreise in Säugetierzellen

Lichtgesteuerte Fermentationen für die mikrobielle Chemikalien- und Proteinproduktion

Engineering und Charakterisierung eines optogenetischen Modells des humanen neuromuskulären Übergangs

Hochdurchsatz-Optogenetik-Experimente in Hefe mit der automatisierten Plattform Lustro