We thank Dr. Larry D. Frye for editorial help with this manuscript. This work was supported by Japan Society for the Promotion of Science Grants-in-Aid for Scientific Research 24300129 (to M.L.), 25890005 (to Y.O.) and 26640025 (to Y.T.), the National Agriculture and Food Research Organization (to Y.U.), the World Premier International Research Center Initiative (WPI) from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science, and Technology (to Y.O., Y.T., Y.U. and M.L.) and the Nestl&#233; Nutrition Council, Japan (to M.L.).

Ethics Statement: Verfahren, die Tier Themen wurden von der Institutional Animal Experiment Ausschusses an der Universität Tsukuba genehmigt. 1. Herstellung der Elektroden und Kabel für EEG / EMG Recordings <ol><li> Vorbereitung EEG / EMG-Aufzeichnung Elektrode nach dem folgenden Verfahren. Hinweis: Die Elektroden wegwerfbar und kann nur für 1 Tier verwendet werden. Planen Sie sorgfältig die Verdrahtung für alle Anschlüsse. Zeigen Markierungen an den Anschlüssen für die richtige Ausrichtung. <ol><li> Löten Sie jeden Stift von einem 4-Pin-Header an eine 2-cm Edelstahldraht. Kurz gesagt, halten Sie das eine Ende des Drahtes an den Stift, legen Sie einen heißen Lötkolben auf den Draht-Bolzengelenk und schmelzen etwas Lötzinn zu gewährleisten, dass gerade genug Lot läuft reibungslos in das Gelenk. Seien Sie vorsichtig, nicht zu viel Wärme an das Stift anzuwenden; andernfalls wird der Kunststoff um die Stifte zu schmelzen. </li><li> Löten Sie das freie Ende von jedem der 2 Drähte an die Stiftleiste am Kopf befestigtaus einem rostfreien Stahlschraube 1.0 mm Durchmesser. Kurz gesagt, halten Sie das freie Ende des Drahtes an den Thread unter dem Schraubenkopf, legen Sie einen heißen Lötkolben auf den Draht-Verschraubung und schmelzen etwas Lötzinn zu gewährleisten, dass gerade genug Lot läuft reibungslos in das Gelenk. Die 2 Adern mit Schrauben dienen als EEG-Aufzeichnungselektroden, während die 2 Adern ohne Schrauben dienen als EMG Aufzeichnungselektroden. </li><li> Mit einer Schere abzustreifen 1 mm der Isolierung am Ende der EMG-Elektroden, um die Qualität des EMG-Signals zu erhöhen. </li><li> Alle verlötet Pins mit Epoxid-Klebstoff vollständig zu bedecken, indem Sie einen dünnen Holzstab oder Zahnstocher, um die elektrische Geräusche während des EEG / EMG-Aufnahmen zu reduzieren. </li></ol></li><li> Bereiten Sie ein Kabel für die Verbindung der Elektrode mit dem Schleifring, wie unten beschrieben. Dieses Kabel kann wieder verwendet werden. <ol><li> Löten Sie jeden Stift von einem 4-poligen FFC / FPC-Steckverbinder mit einem Draht aus einem 30-cm-Flachkabel. Kurz gesagt, halten Sie die abisolierten Ende des Drahtes an den Stift, legen Sie einen heißen Lötkolbenauf den Draht-Bolzengelenk und schmelzen etwas Lötzinn zu gewährleisten, dass gerade genug Lot läuft reibungslos in das Gelenk. Hinweis: Wählen Sie die Länge des Flachkabels, die für die Höhe des Versuchstieres Käfig für EEG / EMG-Aufnahmen verwendet angemessen ist. </li><li> Lötmittel Crimpbuchsen zu einer Spitze der Adern am anderen Ende des Flachkabels. Kurz gesagt, halten eine Crimp-Buchse mit dem abisolierten freien Ende des Drahtes, legen Sie einen heißen Lötkolben auf den Draht Gelenk und schmelzen etwas Lötzinn zu gewährleisten, dass gerade genug Lot läuft reibungslos in das Gelenk. </li><li> Legen Sie jeweils Crimp Buchse in eine 4-Position Crimp-Gehäuse. </li><li> Vollständig zu bedecken den Crimp-Buchsen mit Epoxid-Klebstoff mit Hilfe eines dünnen Holzstab oder Zahnstocher. </li></ol></li></ol> 2. Die Implantation von Elektroden in der Maus-Kopf (Dauer: ca. 20 Min.) <ol><li> Sterilisieren Sie alle chirurgischen Werkzeugen in eine heiße Perle Sterilisator vor der Operation. Betäuben männlichen Maus (10 - 20 Wochen alt, 20 bis 30 g)mit einer intraperitonealen Injektion von Pentobarbital (50 mg / kg). Nach der Überprüfung, dass die Maus tief durch Kneifen eine Zehe betäubt, rasieren Sie die Haare auf dem Kopf und Hals mit Klipper. </li><li> Bewegen Sie die Maus an den stereotaktischen Rahmen, und befestigen Sie den Kopf zwischen den 2 Ohr-Bars. Vaseline auf die Augen bis zur Trockenheit zu verhindern. Reinigen Sie die rasierte Haut mit Alkohol und schneiden Sie es entlang der Mittellinie mit einem Skalpell, um den Schädel freizulegen. Clip der Haut, um das Operationsfeld offen zu halten. </li><li> Durch die Verwendung eines Hartmetallfräser (Bohrergröße: 0,8 mm Durchmesser), 2 Löcher in den Schädel, einen über den frontalen kortikalen Bereich (1 mm anterior Bregma, 1,5 mm lateral der Mittellinie) und die andere über den Scheitelbereich ( 1 mm anterior lambda, 1,5 mm lateral zur Mittellinie) der rechten Hemisphäre nach stereotaktischen Koordinaten des Paxinos und Franklin. 23 </li><li> Durch die Verwendung von Schraubendreher ein Juwelier, Ort, Edelstahl EEG-Aufzeichnung Schrauben in den Löchern und 2 - 2,5 Umdrehungen pro screw für die epidurale Positionierung über dem Kortex. Hinweis: Schrauben zu tief, um Schäden am Hirngewebe zu verhindern, stecken. Überprüfen Sie, dass die Schrauben fest am Schädel befestigt. Dies ist wichtig, um eine stabile EEG-Signale über einen langen Zeitraum von mehreren Aufnahmen (typischerweise mehr als 1 Monat) zu haben. Wiggly Schrauben produzieren EEG Artefakten und kann sich lösen, bevor das Ende des Versuchsplan. </li><li> Befestigen Sie den Elektroden-Einheit (siehe Abschnitt 1.1, wandte Stifte nach oben) mit Sekundenkleber auf den Schädel und Abdeckung mit Zahnzement. Stellen bilateral kleine Löcher mit einer Pinzette in den trapezius (Hals) Muskeln und legen Sie die Drähte aus rostfreiem Stahl, die als EMG-Elektroden in die Löcher zu dienen. Naht der Haut mit einem Seidenfaden (0,1 mm Durchmesser), um die Exposition des Muskels zu vermeiden. </li><li> Entfernen Sie die Maus von der stereotaktischen Rahmen. Verabreichen Ampicillin (100 mg / kg) und Meloxicam (1 mg / kg) intraperitoneal an der Maus, um eine bakterielle Infektion zu verhindern und postoperativen Schmerzen zu verringern sind. Keep der Maus auf ein Heizkissen und zu überwachen, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt, um Brustlage zu halten. Haus der Maus einzeln während der Wiederherstellung, um das Entfernen von Elektroden zu vermeiden, von anderen Tieren, und zu verwalten, Meloxicam (1 mg / kg) intraperitoneal am ersten Tag nach der Operation. </li></ol> 3. Aufnahme und den Erwerb von EEG / EMG Daten <ol><li> Nach einer 1-wöchigen Erholungsphase, Haus jede Maus einzeln in einem Versuchskäfig in einem schalldichten Aufnahmekammer angeordnet. Pflegen Sie eine Umgebungstemperatur von 23 ± 1 ° C und automatisch zu steuern Zyklen von 12 Stunden Licht / 12 Stunden Dunkelheit (Licht an um 08:00 Uhr, Beleuchtungsstärke ~ 100 lux). </li><li> Schließen Sie das EEG / EMG-Elektroden-Einheit auf der Maus Kopf auf ein Aufzeichnungskabel. Sicherzustellen, dass der Aufnahmekabel ist mit einem Schleifring (die so ausgelegt ist, dass Bewegungen der Maus werden durch Verdrehen des Kabels eingeschränkt) und einen EEG / EMG-Signalverstärker verbunden ist. Filter EEG / EMG-Signale (EEG, 0,5-64 Hz; EMG, 16-64 Hz), Digitalisieren bei einer Abtastrate von 128 Hz durch einen Analog-Digital-Umsetzer (A / D) und schließlich auf einem Computer läuft EEG / EMG Aufnahmesoftware (4 th Eintragstabelle &quot;Materialien&quot;, aufzeichnen von unten). </li><li> Gewöhnen Sie die Maus für 2 - 3 Tage im Aufnahmeraum. Wenn das EEG / EMG Aufzeichnung enthält intraperitoneale Drogen Verwaltungen, vorsichtig handhaben Sie die Maus auf jeder Gewöhnung Tag zum Zeitpunkt der Verabreichung des Arzneimittels. </li><li> Anschließend starten EEG / EMG-Recording-Software (Tabelle &quot;Materialien&quot;, 4. Eintritt von unten). <ol><li> Wählen Sie die &quot;Daten Datei-Informationen&quot; und klicken Sie das Kontrollkästchen neben dem Dateinamen. Geben Sie einen Dateinamen ein und klicken Sie auf &quot;Speichern&quot;. </li><li> Wählen Sie die Registerkarte &quot;Aufnahmebedingungen&quot;, und wählen Sie alle EEG / EMG-Kanäle, die aufgezeichnet werden sollen. </li><li> Wählen Sie die Sampling-Frequenz (128 Hz) auf der Registerkarte &quot;Aufnahmezustand&quot;. </li><li> Überprüfen Sie, ob die ausgewählten Kanäle richtig in th angezeigt&#39;Kanalinformation &quot;Tab e. </li><li> Wählen Sie die Registerkarte &quot;Timer-Einstellung&quot; und klicken Sie auf &quot;Monitor&quot;, um EEG- und EMG-Anzeige. </li><li> Überprüfen Sie, ob EEG / EMG-Signale werden korrekt angezeigt. </li><li> Wählen Sie die Registerkarte &quot;Timer-Einstellung&quot; und stellen Sie die Uhrzeit für den Beginn und das Ende der Aufnahme in die &quot;Haupt Timer &#39;Bereich. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Monitor&quot; in der Registerkarte &quot;Timer-Einstellung&quot;, um die Aufnahme zu starten. </li></ol></li><li> Nehmen EEG / EMG-Signale im Basislinie (dh., Schlaf / Wach-Verhalten eines frei verhalten Maus) und verschiedenen Behandlungsbedingungen (z. B. Koffein Verwaltung oder Scheinbehandlung) über mehrere Tage. Euthanize die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von Pentobarbital (200 mg / kg) nach der letzten Versuchstag. </li></ol> 4. Bewertung der Verhaltenszustand Basierend auf EEG / EMG Daten <ol><li> Starten Sie die Software für EEG / EMG-Analyse (Tabelle &quot;Materialien&quot;, 4. Eintritt von unten). Öffnen Sie die EEG / EMG Rohdaten (.kcd-Datei) unter dem Schritt 3 hergestellt Klicken Sie auf die Registerkarte &quot;Schlaf&quot; und wählen Epoch Zeit. Wählen Sie 10 Sek. </li><li> Klicken Sie auf die Registerkarte &quot;Schlaf&quot; und wählen Sie &quot;Multi-Screening&quot;, um alle 10-sec Epochen automatisch ein Tor in 3 Stufen (dh., NREM und REM-Schlaf und Wachzustand) auf der Grundlage der Amplituden der EEG- und EMG-und Power-Spektralanalyse des EEG. 3 </li><li> Klicken Sie auf &#39;FFT Bedingung für EEG &quot;. </li><li> Stellen Sie die Parameter für die Strom Spektralanalyse [256 Bezugspunkte (entspricht 2 sec der EEG), Hanning-Fensterfunktion, und der Durchschnitt von 5 Spektren pro Epoche]. 3 Klicken Sie auf &quot;OK&quot;. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Start Screening&quot;, um die automatische Screening beginnen. Öffnen Sie die erzielte Daten (.raf Datei). </li><li> Überprüfen Sie die Ergebnisse der automatischen Screening und, falls erforderlich, korrigieren Sie diese manuell auf der Grundlage der Standardkriterien (siehe Repräsentative Ergebnisse, 1B und Tabelle 1 </strong&gt;). 2, 3 kurz, klicken Sie mit gedrückter linker Maustaste auf ein falsch bewertet Epoche und ziehen Sie den Cursor über die Kette von falsch bewertet Epochen. Lassen Sie die linke Maustaste und wählen Sie den richtigen Verhaltenszustand im Popup-Fenster. Hinweis: Gelegentlich gibt Epochen am Übergang zwischen zwei Zuständen wachsam schwierig, eindeutig einem Zustand punkten. In solchen Fällen sollte die Zeit zum scheinbaren Zustand erzielt werden, und die gleichen Kriterien sollten ähnliche Epochen während des Experiments angewandt werden, um Daten Reproduzierbarkeit zu gewährleisten. </li></ol>

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The authors Yujiro Tauguchi and Sayaka Kohtoh are employees of Kissei Comtech Co., Ltd that develops SleepSign software for acquisition and automatic scoring of EEG/EMG data used in this article.

Dieses Protokoll beschreibt ein Set-up für EEG / EMG-Aufnahmen, die die Bewertung von Schlaf und Wachsein unter geräuscharme, kostengünstige und Hochdurchsatzbedingungen ermöglicht. Aufgrund der geringen Größe des EEG / EMG Elektrodenkopfanordnung kann dieses System mit anderen Implantaten zur intra-Hirn Versuche einschließlich Optogenetik (Glasfaser-Implantation) oder in Verbindung mit gleichzeitiger Kanüle Implantation Mikroinfusion von Medikamenten in die Maus kombiniert werden Gehirn. 31. Darüber hinaus ist die Gestaltung des Elektrodenkopfanordnung in Bezug auf Multi-Pin-Header bietet Flexibilität in der Anzahl der Aufzeichnungskanäle, wenn die Messung von zusätzlichen elektrischen Signale (z. B. kontralaterale EEG, Elektrookulogramm oder lokale Feldpotential) wird benötigt . Es wird jedoch einzelne Gehäuse für die in diesem Protokoll, die daher begrenzt die Beurteilung der Verhaltenszustände, dh beschrieben Kabel-basierte Design erforderlich., Schlaf und wakefulness, in Kombination mit sozialer Interaktion oder komplexe Verhaltenstests. In diesen Fällen ist eine drahtlose Schlafüberwachungssystem wahrscheinlich besser geeignet, obwohl Telemetrieeinrichtungen sind nicht ohne ihre eigenen Begrenzungseigenschaften, insbesondere Batterie Kosten und Lebensdauer. Die Qualität der EEG / EMG-Signale ist wichtig für die Scoring von Verhaltenszustand entsprechend den in Abbildung 1 und Tabelle 1. Verwackeln Elektroden gezeigten Kriterien (dh., Schrauben usw.) sind oft die Ursache für elektrische Störungen und damit Artefakte im EEG und FFT Analyse. Darüber hinaus ist es wichtig, dass die Qualität des EEG-Signal vollständig zu bedecken, die Elektrodenstifte mit Zahnzement, um Luftblasen zwischen den Schrauben und Zement zu vermeiden, was zu einer erhöhten elektrischen Rauschen. Die Qualität der EEG-Signale können in einem offensichtlich Schlaf Maus durch visuell bestätigt wurde, dass sie eine hohe Amplitude und niedriger Frequenz geprüft werden. Kosten undZeit Implantatelektroden sind kritische Faktoren für viele Schlafforschungslaboratorien und werden als ein großer Nachteil für große Screening von Schlaf-Wach-Verhalten bei Mäusen. Die hier beschriebene EEG / EMG Aufzeichnungssystem etabliert und betrieben werden niedrigen bis moderaten Kosten, einschließlich wiederkehrende Kosten für die Elektrodenmaterialien und Medizinbedarf (ca. 2 USD pro Maus) und Investitionen für EEG / EMG Aufnahmegeräte (Schleifring, Verstärker und A / D-Wandler; rund 2.000 USD pro Maus). Mit Bezug auf die Zeit, kann ein erfahrener Forscher, die Elektrodenimplantation für 1 Maus in weniger als 20 min zu schließen; und somit ist es möglich, auf mehr als 20 Mäuse pro Tag arbeiten. Ein weiterer wichtiger Faktor für die Gesamteffizienz der Beurteilung des Schlafs auf der Grundlage des EEG / EMG-Messung ist die Verwendung von Software zur Erfassung und automatischen Scoring EEG / EMG-Daten. Für diese Zwecke eine Vielzahl von kommerziellen und selbst entwickelte Software ist mit einemhohe Variabilität in der Preisgestaltung oder Scoring-Genauigkeit.

Technische Fortschritte haben oft im Verständnis der neurobiologischen Prozessen gefällte Quantensprünge. Zum Beispiel Hans Berger Entdeckung im Jahre 1929, daß elektrische Potentiale aus der menschlichen Kopfhaut aufgezeichneten die Form von Sinuswellen, deren Frequenz direkt auf das Niveau der Wachsamkeit des fachbezogenen, führte zu raschen Fortschritten im Verständnis der Schlaf-Wach- Regulierung, in Tieren und Menschen gleichermaßen. 1 Bis heute ist das electroencephlogram (EEG), in Verbindung mit dem Elektromyogramm (EMG), dh., elektrische Aktivität von der Skelettmuskulatur produziert, stellt die Daten &quot;Rückgrat&quot; fast jeder experimentellen und klinischen Einschätzung, die das Verhalten und die Physiologie mit der Aktivität der kortikalen Neuronen in benimmt Tieren, einschließlich Menschen korrelieren sucht. Im einfachsten Schlafforschungslaboratorien diese EEG-Aufzeichnungen werden unter Verwendung einer kabelgebundenen System (1), wobei d erworbenen geführtata off-line, um Muster und Spektrumsanalyse unterzogen [z. B. die Anwendung einer schnellen Fouriertransformation (FFT) -Algorithmus] zum Bestimmen der Wachsamkeit des Subjekt aufgezeichnet. 2, 3 Schlaf besteht aus S-Augenbewegung (REM) und Nicht-REM (NREM) schlafen. REM-Schlaf wird durch einen raschen Niederspannungs-EEG, zufällige Augenbewegung und Muskelatonie, einem Zustand, in dem die Muskeln effektiv gelähmt ist. REM-Schlaf ist auch als paradoxer Schlaf bekannt, weil die Aktivität des Gehirns ähnelt der Wachheit, während der Körper ist weitgehend getrennt vom Gehirn und scheint in tiefen Schlaf. Im Gegensatz dazu werden Motoneuronen während der NREM-Schlaf stimuliert aber es gibt keine Augenbewegung. 4 Hz im EEG - Human NREM-Schlaf kann in 4 Stufen, wobei Stufe 4 wird als Tiefschlaf oder Tiefschlaf und wird von großen, langsamen Gehirnwellen mit Delta-Aktivität zwischen 0,5 identifiziert aufgeteilt werden. Auf der anderen Seite, eine Unterteilung zwischen den Phasen des NREM-Schlaf in kleinere Tiere, wie Ratten einnd Mäusen, wurde nicht untersucht, vor allem, weil sie nicht über lange Konzernschlafperioden, wie in den Menschen gesehen. Im Laufe der Jahre, und auf der Basis von EEG Auslegung, mehrere Modelle von Schlaf-Wach-Regelung, sowohl leitungs- als auch humorale-basierte, wurden vorgeschlagen. Das neuronale und zelluläre Grundlage des Schlafbedürfnis oder alternativ &quot;Schlaf-Antrieb,&quot; bleibt ungelöst, aber wurde als homöostatischen Druck, der während der Wachperiode baut und wird durch Schlaf abgeführt konzipiert worden. Eine Theorie ist, dass endogene somnogenic Faktoren im Wachzustand und ihre allmähliche Ansammlung ist der Unterbau des Schlafes homöostatischen Druck aufzubauen. Während die erste formelle Hypothese, dass durch humorale Faktoren Schlaf reguliert hat Rosenbaum Arbeit veröffentlicht im Jahre 1892 4 gutgeschrieben ist, war es Ishimori 5, 6 und Pieron 7, die unabhängig voneinander und vor über 100 Jahren, zeigte die Existenz von schlaffördernde Chemikalien. Beide Forscher vorgeschlagen, und in der Tat bewiesen, dass Hypnogenic Stoffe oder &#39;hypnotoxins&#39; in der Rückenmarksflüssigkeit (CSF) von übermüdeten Hunde anwesend waren. 8 Im Laufe des letzten Jahrhunderts einige zusätzliche mutmaßliche Hypnogenic Substanzen im Schlaf homöostatischen Prozess verwickelt sind identifiziert worden (für eine Übersicht siehe ref. 9), einschließlich Prostaglandin (PG) D 2, 10 Cytokine, 11 Adenosin, 12 Anandamid, 13 und dem Urotensin-II-Peptid. 14 Experimentelle Arbeiten von Economo 15, 16, Moruzzi und Magoun 17, und andere in den frühen und mittleren 20. produziert Erkenntnisse Jahrhundert, das zu einem gewissen Grad inspiriert leitungsbasierten Theorien von Schlaf und Wachsein, und, überschattete die dann herrschenden humorale Theorie Schlaf. Bis heute mehrere &quot;Schaltungsmodelle&quot; wurden vorgeschlagen, die jeweils von Daten unterschiedlicher Qualität und Quantität informiert (zur Übersicht siehe Ref. 18). Ein ModellBeispielsweise schlägt vor, langsame Wellen Schlaf wird durch Adenosin-vermittelte Hemmung der Acetylcholin-Freisetzung aus cholinergen Neuronen im basalen Vorderhirn, eine Fläche hauptsächlich consisiting des Kerns des horizontalen Schenkels des diagonalen Bandes von Broca und Substantia inominata generiert. 19 Ein weiteres beliebtes Modell der Schlaf- / Wach-Regulation wird eine Flip-Flop-Schaltmechanismus auf der Grundlage von gegenseitig hemmenden Wechselwirkungen zwischen einschläfernde Neuronen im ventrolateralen präoptischen Bereich und Wake-Induktion Neuronen im Hypothalamus und Hirnstamm. 18, 20, 21 Außerdem wird für die Umschaltung in die und aus der REM-Schlaf eine ähnliche ineinander inhibitorische Wechselwirkung wurde für Bereiche im Hirnstamm vorgeschlagen worden sind, ist, dass die ventralen periaqueductal grau, seitlichen Brückenhaube und sublaterodorsal Kern. 22. Zusammengenommen haben diese Modelle nützlich erwiesen Heuristik und lieferte wichtige Interpretationsrahmen für die Studien in der Schlafforschung; jedoch ein yet besseren Verständnis der molekularen Mechanismen und Schaltungen Regulierung des Schlaf-Wach-Zyklus wird eine vollständigere Kenntnis seiner Komponenten. Das System für die Druck- und Papierschneide Aufnahme unten detailliert sollte in diesem Ziel zu unterstützen.

<table><tbody><tr><td>4-pin header</td><td>Hirose</td><td>A3B-4PA-2DSA(71)</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin</td><td>Meiji Seika</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analog-to-digital converter</td><td>Contec</td><td>AD16-16U(PCIEV)</td><td></td></tr><tr><td>Caffeine</td><td>Sigma</td><td>C0750</td><td></td></tr><tr><td>Carbide cutter</td><td>Minitor</td><td>B1055</td><td></td></tr><tr><td>Crimp housing</td><td>Hirose</td><td>DF11-4DS-2C</td><td></td></tr><tr><td>Crimp socket</td><td>Hirose</td><td>DF11-30SC</td><td></td></tr><tr><td>Dental cement (Toughron Rebase)</td><td>Miki Chemical Product</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Epoxy adhesive</td><td>Konishi</td><td>#16351</td><td></td></tr><tr><td>FFC/FPC connector</td><td>Honda Tsushin Kogyo</td><td>FFC-10BMEP1(B)</td><td></td></tr><tr><td>Flat cable</td><td>Hitachi Cable</td><td>20528-ST LF</td><td></td></tr><tr><td>Instant glue (Aron Alpha A)</td><td>Toagosei</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Signal amplifier</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sleep recording chamber</td><td>APL</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>SleepSign software</td><td>Kissei Comtec</td><td>N/A</td><td>for EEG/EMG recording/analysis</td></tr><tr><td>Slip ring</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel screw</td><td>Yamazaki</td><td>N/A</td><td>&amp;phi;1.0 &amp;times; 2.0</td></tr><tr><td>Stainless steel wire</td><td>Cooner Wire</td><td>AS633</td><td></td></tr></tbody></table>

polygraphic recording procedure for measuring sleep in mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

1B veranschaulicht Beispiele der Maus EEG in den verschiedenen Wachsamkeit Staaten. Wie in Tabelle 1 gezeigt, sind Epochen NREM-Schlaf klassifiziert, wenn das EEG zeigt große, langsam Gehirnwellen mit einem Delta Rhythmus unterhalb von 4 Hz und die EMG nur eine schwache oder kein Signal. Epochen wie REM-Schlaf klassifiziert, wenn das EEG zeigt schnellen Niederspannungs-Gehirnwellen in Theta-Bereich zwischen 6 und 10 Hz und die EMG zeigt eine geringe Amplitude. Andere Epochen sollte als Wach eingestuft werden (dh., Geringe bis mäßige Spannung EEG und das Auftreten von EMG-Aktivität). Zum Beispiel kann die in diesem Protokoll beschriebenen EEG / EMG Aufzeichnung Set-up verwendet, um die Schlafmenge und Schlaf / Wach-Profil der C57BL / 6 Mäusen unter Ausgangsbedingungen oder nach der Behandlung mit Koffein zu bestimmen (Abbildung 2 und 3). Unter baseline Bedingungen, Mäusen, die nachtaktive Tiere sind, zeigte eine deutliche zirkadianen Schlaf-Wach-Rhythmus, wie in diesen Figuren während der Lichtperiode als im Dunklen (2A) zu sehen ist, mit größeren Mengen an Schlaf. Während der 12-stündigen Lichtperiode zeigten die Mäuse 6,7 h und 0,9 h von NREM und REM-Schlaf sind; wohingegen während der 12-stündigen Dunkelperiode war Wachheit vorherrschende (2B). Auf der anderen Seite kann die Qualität des Schlafes auf der Grundlage der Wachsamkeit Staat und EEG-Leistungsspektrum-Analyse (2C-F) ausgewertet werden. In der Regel können die Polygraphie Aufnahmen von EEG- und EMG-zur Folge Dauer Verteilung zu bestimmen, mittlere Dauer und Bühnenübergangszahl für jede Wachsamkeit Zustand (2C-E) werden. Darüber hinaus ist die EEG-Leistungsspektrum für NREM und REM-Schlaf bei Mäusen während der hellen und dunklen Periode (2F) zeigt starke EEG Leistungsdichte im Frequenzbereich von 0,5 bis 4 Hz und 6-10Hz. Es sei darauf hingewiesen, dass der EEG während des REM-Schlafes enthält kleine Mengen von Deltawellen werden (0,5 bis 4 Hz), da die vermischten Zustände NREM und REM sind manchmal eine Verunreinigung. Drogen Auswirkungen auf die Schlaf-Wach-Verhalten von Mäusen zu bewerten, sind 24-30 EEG- und EMG-Regel für 2 aufeinanderfolgenden Tagen aufgezeichnet. Am Tag 1 um 10:00 Uhr in der frühen Phase der Lichtperiode; zu bestimmen, beispielsweise die Erregung Wirkung von Koffein auf C57BL / 6-Mäuse, 24 wurden die Mäuse mit Vehikel (intraperitoneal 10 ml / kg Kochsalzlösung) behandelt. Die Tiere wurden dann mit Coffein (15 mg / kg) 24 Stunden später behandelt, und die Wachsamkeit Zustände wurden offline in wachen, REM und NREM-Schlaf klassifiziert. 3A zeigt typische Beispiele für EEG, EMG, und hypnograms nach der Verabreichung von Koffein (untere polysomnographischen Platten) oder Vehikel (obere polysomnographischen Platten) in einer C57BL / 6-Maus. Caffeine increuf die Menge der Wachheit in C57BL / 6-Mäusen 2,8-fach für 3 h nach der Injektion (3B). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53678/53678fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schlaf-Bioassay-System für Mäuse. (A) Um EEG-Signale zu überwachen, sind Edelstahlschrauben epidural den frontalen und parietalen kortikalen Bereichen 1 Hemisphäre implantiert. Zusätzlich wird die EMG-Aktivität von Edelstahldrähten bilateral in den Trapezmuskeln platziert überwacht. (B) Typische Beispiele für EEG, EMG, EEG und Leistungsdichte für 10 sec im NREM oder REM-Schlaf oder Wachsamkeit in einer Maus. In NREM-Schlaf, EEG zeigt hoher Amplitude Wellen; und das Delta-Band (0,5 bis 4 Hz) dominant ist (links). Im REM-Schlaf, EEG zeigt niedrige Amplitude Wellen, mit dem Theta-Band (6-10 Hz) dominant (Mitte). Im Wachzustand, dem EEG zeigt geringer Amplitude Wellen, mit keine Frequenz dominant (rechts). EMG-Signale sowohl in der unteren NREM und REM-Schlaf als im Wachzustand sind. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53678/53678fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53678/53678fig2.jpg" /> Abbildung 2. Schlaf-Wach-Profile unter Ausgangsbedingungen in C57BL / 6-Mäuse durch EEG / EMG-Aufnahmen beurteilt. (A) Zeitverlauf Veränderungen im Stundenbetrag jeder Verhaltens Bühne. Weiße und schwarze Balken über der x-Achsen zeigen die Hell- und Dunkelperioden auf. (B) Gesamtbetrag jeder Stufe 12 h zeigt eine größere Menge von NREM und REM-Schlaf während der Lichtperiode im Vergleich zu dem in der dunklen Zeit. (C) Verteilung von episode Dauer der einzelnen Phasen. (D) mittlere Dauer der einzelnen Phasen ist länger für die Wachsamkeit bei der Dunkelperiode. (E) Bühnenübergangszahl jeder Stufe zeigt häufigere Übergänge während der Lichtperiode. (F) EEG-Leistungsspektrum im NREM und REM-Schlaf zeigt im Wesentlichen keine Leistungsdichteunterschiede zwischen hellen und dunklen Perioden. Daten sind als Mittelwert ± SEM angegeben (n = 5). * P &lt;0,05, ** p &lt;0,01, wie von gepaarten zweiseitigen Student t-Test beurteilt. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53678/53678fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" height="890" src="/files/ftp_upload/53678/53678fig3.jpg" width="700" /> Abbildung 3. Arousal Wirkung von Koffein durch EEG / EMG-Aufnahmen beurteilt. (A) Typische Beispiele für EEG, EMG, und hypnograms nach der Verabreichung von Vehikel (oberes Feld) oder Koffein in einer Dosis von 15 mg / kg (unteres Feld). (B) Zeitverläufe der die Wachsamkeit bei Mäusen, die mit Koffein. (C) Wakefulness über einen 3-Stunden-Zeitraum nach der Injektion von Koffein behandelt. Daten sind als Mittelwert ± SEM angegeben (n = 5). ** P &lt;0,01 im Vergleich zur Fahrzeug Injektion, wie durch gepaarten zweiseitigen Student t-Test beurteilt. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/53678/53678fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="519"><colgroup><col /><col span="2" /><col /></colgroup><tbody><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;width:156px;"></td><td style="width:139px;"> NREM-Schlaf </td><td style="width:139px;"> REM-Schlaf </strong&gt; </td><td style="width:87px;"> Wachsamkeit </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> EEG-Amplitude </td><td> Hoch </td><td> Niedrig </td><td> Niedrig </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> Dominant EEG-Frequenz </td><td> Delta-Band (0,5-4 Hz) </td><td> Theta-Band (6-10 Hz) </td><td> Keine </td></tr><tr height="20"><td height="20" style="height:20px;"> EMG-Amplitude </td><td> Niedrig </td><td> Niedrig </td><td> Hoch </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Allgemeine Kriterien zur Behavioral Staaten von EEG / EMG Signale Note.

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Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Polygraphic Recording Verfahren zur Messung von Schlaf bei Mäusen

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

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Universidad San Sebastian

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JoVE Journal

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Neuroscience

Unit 1

Functions of the Central and Peripheral Nervous System

SCIENTISTS IN ACTION

23.4K Aufrufe.  University of Tsukuba. The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Serie: Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms (ECoGs) and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little research to reveal the possible mechanisms behind these effects. To investigate the effect of acupuncture on epilepsy and sleep, several issues need to be addressed. The first is to identify the acupoints, which correspond between humans, rats, and mice. Furthermore, the depth of insertion of the acupuncture needle, the degree of needle twist in manual needle acupuncture, and the stimulation parameters for electroacupuncture (EA) need to be determined. To evaluate the effects of acupuncture on epilepsy and sleep, a feasible model of epilepsy in rodents is required. We administer pilocarpine into the left central nucleus of the amygdala (CeA) to simulate focal temporal lobe epilepsy (TLE) in rats. Intraperitoneal (IP) injection of pilocarpine induces generalized epilepsy and status epilepticus (SE) in rats. Five IP injections of pentylenetetrazol (PTZ) with a one-day interval between each injection successfully induces spontaneous generalized epilepsy in mice. Recordings of electrocorticograms (ECoGs), electromyograms (EMGs), brain temperature, and locomotor activity are used for sleep analysis in rats, while ECoGs, EMGs, and locomotor activity are employed for sleep analysis in mice. ECoG electrodes are implanted into the frontal, parietal, and contralateral occipital cortices, and a thermistor is implanted above the cerebral cortex by stereotactic surgery. EMG electrodes are implanted into the neck muscles, and an infrared detector determines locomotor activity. The criteria for categorizing vigilance stages, including wakefulness, rapid eye movement (REM) sleep, and non-REM (NREM) sleep are based on information from ECoGs, EMGs, brain temperature, and locomotor activity. Detailed classification criteria are stated in the text.

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms ECoGs and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

This paper demonstrates the performance of acupuncture, epilepsy models, and the analysis of sleep in rodents. The acupuncture procedure and the identification of acupoints are described. Pilocarpine or pentylenetetrazol (PTZ) is used to induce epilepsy. Electrocorticogram (ECoG), electromyogram (EMG), brain temperature, and locomotor activity recordings are employed for sleep analysis.

Manipulation von Epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) und Schlaf bei Ratten und Mäusen durch Akupunktur

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little ...

Forschung

Verhalten

Noninvasive, High-throughput Determination of Sleep Duration in Rodents

Traditionally, sleep is monitored by an electroencephalogram (EEG). EEG studies in rodents require surgical implantation of the electrodes followed by a long recovery period. To perform an EEG recording, the animal is connected to a receiver, creating an unnatural tether to the head-mount. EEG monitoring is time consuming, carries risk to the animal, and is not a completely natural setting for the measurement of sleep. Alternative methods to detect sleep, particularly in a high-throughput fashion, would greatly advance the field of sleep research. Here, we describe a validated method for detecting sleep via activity-based home-cage monitoring. Previous studies have shown that sleep assessed via this method has a high degree of agreement with sleep defined by traditional EEG-based measures. Whereas this method is validated for total sleep time, it is important to note that sleep bout duration should be assessed by an EEG which has better temporal resolution. The EEG can also differentiate rapid eye movement (REM) and non-REM sleep, giving more detail about the exact nature of sleep. Nevertheless, activity-based sleep determination can be used to analyze multiple days of undisturbed sleep and to assess sleep as a response to an acute event (like stress). Here, we show the power of this system to detect the response of mice to daily intraperitoneal injections.

We describe a high-throughput method of measuring sleep by means of activity-based home-cage monitoring. This method offers advantages over traditional EEG-based methods. It is well validated for the determination of total sleep duration and can be a powerful tool to monitor sleep in rodent models of human disease.

Nicht-invasive High-Throughput-Bestimmung der Schlafdauer bei Nagern

Traditionally, sleep is monitored by an electroencephalogram (EEG). EEG studies in rodents require surgical implantation of the electrodes followed by a ...

A High-performance Liquid Chromatography Measurement of Kynurenine and Kynurenic Acid: Relating Biochemistry to Cognition and Sleep in Rats

The kynurenine pathway (KP) of tryptophan degradation has been implicated in psychiatric disorders. Specifically, the astrocyte-derived metabolite kynurenic acid (KYNA), an antagonist at both N-methyl-d-aspartate (NMDA) and &#945;7 nicotinic acetylcholine (&#945;7nACh) receptors, has been implicated in cognitive processes in health and disease. As KYNA levels are elevated in the brains of patients with schizophrenia, a malfunction at the glutamatergic and cholinergic receptors is believed to be causally related to cognitive dysfunction, a core domain of the psychopathology of the illness. KYNA may play a pathophysiologically significant role in individuals with schizophrenia. It is possible to elevate endogenous KYNA in the rodent brain by treating animals with the direct bioprecursor kynurenine, and preclinical studies in rats have demonstrated that acute elevations in KYNA may impact their learning and memory processes. The current protocol describes this experimental approach in detail and combines a) a biochemical analysis of blood kynurenine levels and brain KYNA formation (using high-performance liquid chromatography), b) behavioral testing to probe the hippocampal-dependent contextual memory (passive avoidance paradigm), and c) an assessment of sleep-wake behavior [telemetric recordings combining electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) signals] in rats. Taken together, a relationship between elevated KYNA, sleep, and cognition is studied, and this protocol describes in detail an experimental approach to understanding function outcomes of kynurenine elevation and KYNA formation in vivo in rats. Results obtained through variations of this protocol will test the hypothesis that the KP and KYNA serve pivotal roles in modulating sleep and cognition in health and disease states.

Alterations in the kynurenine pathway (KP) neuroactive metabolites are implicated in psychiatric illnesses. Investigating the functional outcomes of an altered kynurenine pathway metabolism in vivo in rodents may help elucidate novel therapeutic approaches. The current protocol combines biochemical and behavioral approaches to investigate the impact of an acute kynurenine challenge in rats.

Ein High-Performance Liquid Chromatography-Messung von Kynurenin und Kynurenic Säure: Biochemie zur Kognition und Schlaf bei Ratten

The kynurenine pathway (KP) of tryptophan degradation has been implicated in psychiatric disorders. Specifically, the astrocyte-derived metabolite ...

Quantifying Infra-slow Dynamics of Spectral Power and Heart Rate in Sleeping Mice

Three vigilance states dominate mammalian life: wakefulness, non-rapid eye movement (non-REM) sleep, and REM sleep. As more neural correlates of behavior are identified in freely moving animals, this three-fold subdivision becomes too simplistic. During wakefulness, ensembles of global and local cortical activities, together with peripheral parameters such as pupillary diameter and sympathovagal balance, define various degrees of arousal. It remains unclear the extent to which sleep also forms a continuum of brain states-within which the degree of resilience to sensory stimuli and arousability, and perhaps other sleep functions, vary gradually-and how peripheral physiological states co-vary. Research advancing the methods to monitor multiple parameters during sleep, as well as attributing to constellations of these functional attributes, is central to refining our understanding of sleep as a multifunctional process during which many beneficial effects must be executed. Identifying novel parameters characterizing sleep states will open opportunities for novel diagnostic avenues in sleep disorders.
We present a procedure to describe dynamic variations of mouse non-REM sleep states via the combined monitoring and analysis of electroencephalogram (EEG)/electrocorticogram (ECoG), electromyogram (EMG), and electrocardiogram (ECG) signals using standard polysomnographic recording techniques. Using this approach, we found that mouse non-REM sleep is organized into cycles of coordinated neural and cardiac oscillations that generate successive 25-s intervals of high and low fragility to external stimuli. Therefore, central and autonomic nervous systems are coordinated to form behaviorally distinct sleep states during consolidated non-REM sleep. We present surgical manipulations for polysomnographic (i.e., EEG/EMG combined with ECG) monitoring to track these cycles in the freely sleeping mouse, the analysis to quantify their dynamics, and the acoustic stimulation protocols to assess their role in the likelihood of waking up. Our approach has already been extended to human sleep and promises to unravel common organizing principles of non-REM sleep states in mammals.

Here, we present experimental and analytical procedures to describe the temporal dynamics of the neural and cardiac variables of non-REM sleep in mice, which modulate sleep responsiveness to acoustic stimuli.

Quantifizierung der infra-langsamen Dynamik der spektralen Kraft und der Herzfrequenz bei schlafenden Mäusen

Three vigilance states dominate mammalian life: wakefulness, non-rapid eye movement (non-REM) sleep, and REM sleep. As more neural correlates of behavior ...

Neurowissenschaften

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Optogenetische Manipulation von neuronalen Schaltkreisen während der Überwachung von Schlaf-/Wachzustanden bei Mäusen

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Computer-based Multitaper Spectrogram Program for Electroencephalographic Data

Current web resources provide limited, user friendly tools to compute spectrograms for visualizing and quantifying electroencephalographic (EEG) data. This paper describes a Windows-based, open source code for creating EEG multitaper spectrograms. The compiled program is accessible to Windows users without software licensing. For Macintosh users, the program is limited to those with a MATLAB software license. The program is illustrated via EEG spectrograms that vary as a function of states of sleep and wakefulness, and opiate-induced alterations in those states. The EEGs of C57BL/6J mice were wirelessly recorded for 4 h after intraperitoneal injection of saline (vehicle control) and antinociceptive doses of morphine, buprenorphine, and fentanyl. Spectrograms showed that buprenorphine and morphine caused similar changes in EEG power at 1&#8722;3 Hz and 8&#8722;9 Hz. Spectrograms after administration of fentanyl revealed maximal average power bands at 3 Hz and 7 Hz. The spectrograms unmasked differential opiate effects on EEG frequency and power. These computer-based methods are generalizable across drug classes and can be readily modified to quantify and display a wide range of rhythmic biological signals.

This protocol provides an open source, compiled MATLAB program that generates multitaper spectrograms for electroencephalographic data.

Computerbasiertes Multitaper-Spektrogrammprogramm für elektroenzephalographische Daten

Current web resources provide limited, user friendly tools to compute spectrograms for visualizing and quantifying electroencephalographic (EEG) data. ...

Analyzing Long-Term Electrocardiography Recordings to Detect Arrhythmias in Mice

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ineffective in many patients. To improve patient care, novel and innovative therapeutic concepts causally targeting arrhythmia mechanisms are needed. To study the complex pathophysiology of arrhythmias, suitable animal models are necessary, and mice have been proven to be ideal model species to evaluate the genetic impact on arrhythmias, to investigate fundamental molecular and cellular mechanisms, and to identify potential therapeutic targets.
Implantable telemetry devices are among the most powerful tools available to study electrophysiology in mice, allowing continuous ECG recording over a period of several months in freely moving, awake mice. However, due to the huge number of data points (&gt;1 million QRS complexes per day), analysis of telemetry data remains challenging. This article describes a step-by-step approach to analyze ECGs and to detect arrhythmias in long-term telemetry recordings using the software, Ponemah, with its analysis modules, ECG Pro and Data Insights, developed by Data Sciences International (DSI). To analyze basic ECG parameters, such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration, an automated attribute analysis was performed using Ponemah to identify P, Q, and T waves within individually adjusted windows around detected R waves. 
Results were then manually reviewed, allowing adjustment of individual annotations. The output from the attribute-based analysis and the pattern recognition analysis was then used by the Data Insights module to detect arrhythmias. This module allows an automatic screening for individually defined arrhythmias within the recording, followed by a manual review of suspected arrhythmia episodes. The article briefly discusses challenges in recording and detecting ECG signals, suggests strategies to improve data quality, and provides representative recordings of arrhythmias detected in mice using the approach described above.

Here we present a step-by-step protocol for a semiautomated approach to analyze murine long-term electrocardiography (ECG) data for basic ECG parameters and common arrhythmias. Data are obtained by implantable telemetry transmitters in living and awake mice and analyzed using Ponemah and its analysis modules.

Analyse von Langzeit-Elektrokardiographie-Aufnahmen zum Nachweis von Arrhythmien bei Mäusen

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ...

Medizin

LFP-Aufzeichnung im Gehirn von Mäusen für die Kognitionsforschung und Wirkstoffanalytik

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Auswirkungen von Medikamenten auf Gehirnsignale unter Verwendung des dualen LFP-Aufzeichnungsprotokolls bei Mäusen

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

Polygraphic Recording Verfahren zur Messung von Schlaf bei Mäusen

Zusammenfassung

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Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex

Duale extrazelluläre Aufzeichnungen im Hippocampus der Maus und im präfrontalen Kortex