Diese Arbeit wird von der American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) und NIH T32 HL007101-35 (DMA) unterstützt.

1. Conductance-Katheter Vorbereitungen und Druckkalibrierung <ol><li> Verbinden Konduktanz Katheters zum hämodynamischen Katheter Moduls. Elektronisch kalibriert werden Druck und Volumenmessungen durch Aufnahme voreingestellten Druck und Volumen auf dem Katheter-Modul eingestellt. Nehmen Sie eine Rückverfolgung von 0 mm Hg und 25 mm Hg (Abbildung 1A) und weisen Spannungen auf beide Druck Kurven (Abbildung 1B und 1C). Ebenso nehmen Sie eine Volumenverfolgung von 5 RVU und 25 RVU (1D) und weisen Spannungen auf beide Volumendurchzeichnungen (1E und 1F). </li><li> Bestätigen Sie die elektronische Druckkalibrierung mit einer manuellen Druckkalibrierung, mit einer Quecksilbersäule Blutdruckmessgerät. Montieren Sie die Blutdruckmanschette Port mit einem 3-Wege-Hahn. Füllen Sie ein 3-Port-Hämostase-Ventil-System, die oft für Koronarangioplastie verwendet, mit RT Wasser unter Verwendung der Seitenöffnung. <ol><li> Setzen Sie die Spitze eines Leitwert Katheter in die Flüssigkeit gefüllt Hämostaseventil und sanft zu sichern without Knicken Katheter. Schließen Sie das Hämostase-Ventil, um dem Blutdruckmesser und pumpen bis 200 mmHg und verriegeln 3-Wegehahn. Prüfen, ob der gemessene Druck entspricht dem Druck auf das Blutdruckmessgerät aufgeblasen. </li></ol></li><li> Ort Katheter in Kochsalzlösung auf 37 ° C, die auf der Ebene des Operationsfeldes und messen Druck erhitzt. Passen Druckregelung, bis die aufgezeichneten Druck auf Null steht. </li></ol> 2. Anästhesie / Intubation <ol><li> Verwalten Ketamin / Xylazin (80-100 / 10 mg kg -1) als intraperitoneale Injektion. Hinweis: Alternative Anästhetika verwendet werden. Eine umfangreiche Liste von Anästhetika in vorherigen Bewertungen dieser Technik 11,12 vorgesehen. Proper Betäubung kann durch schonende Schwanz Prise bestätigt werden. </li><li> Einmal betäubt, rasieren den Hals und Brust mit Haarschneidemaschinen und auf ein Heizkissen. Pflegen Sie die Maus rektale Temperatur bei 36,5 bis 37,5 ° C. Niedrige Körpertemperaturenwird bei depressiven Herzfrequenz führen. Bewerben Salbe auf die Augen, um Trockenheit zu verhindern </li><li> Machen Sie einen Mittellinienschnitt in den Nacken und sezieren die tracheale Muskeln weg, um die Luftröhre freizulegen. Platzieren eines Endotrachealtubus durch den Mund, während die Visualisierung der Luftröhre zu Intubation zu gewährleisten, und eine Verbindung mit dem Beatmungsgerät. </li><li> Aufrechterhaltung der Maus an dem Beatmungsgerät während des Verfahrens. Set Beatmungseinstellungen basierend auf Tiergewicht, wie zuvor beschrieben 11. Atemzugvolumen (ml) = 6,2 x (Tiergewicht in Kilogramm) 1.01 und Atemfrequenz = 53,5 x (Tiergewicht in Kilogramm) -0,26. </li></ol> 3. Platzierung von Conductance-Katheter in LV Kammer <ol><li> Karotis-Ansatz <ol><li> Um die Sterilität zu gewährleisten, sind zwei Sätze von sterilen chirurgischen Instrumenten Verwendet man für die erste Hautschnitt und eine an der Thorakotomie arbeiten. Instrumente sollten während eines einzelnen chirurgischen Sitzung ein mit einem trockenen Sterilisator zwischen Tieren dekontaminiert werdennd am Ende jedes Tages chirurgischen autoklaviert. </li><li> Nachdem die Haut wurde mit drei Zyklen einer Chlorhexidin + Alkohol Hautpeeling (0,5% Chlorhexidin / 70% Alkohollösung) dekontaminiert worden ist, einen Einschnitt über die rechte Halsschlag vom Unterkiefer bis Brustbeins. Sezieren umgebende Gewebe, um die rechte Halsfreizulegen, und schneiden den Vagusnerv, die benachbart zu der Halsschlag verläuft. </li><li> Legen Sie eine sterile 6-0 Seidennaht um das distale Ende (weg von der Brust) der Halsschlagader, binden und sicher. Stellen zwei zusätzliche Nähte unterhalb der Arteria carotis proximalen (näher an die Brust) mit dem ersten Naht lose Kopplung der Mittelnaht. Ziehen Sie das proximale Naht und sichern Sie durch Klemmung auf die Haut. Sicherzustellen, dass der Halsschlagader wurde sowohl proximal als auch distal bevor geklemmt. </li><li> Einen kleinen Einschnitt in der R. A. carotis proximal zur ersten Naht und erstrecken sich in Längsrichtung der Brust. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheterspitze,zuvor in warmer Kochsalzlösung für 30 Minuten durch den Einschnitt eingeweicht, in den Behälter zu sichern, den Katheter mit der mittleren Naht. </li><li> Den Katheter vorsichtig voran in der linken Herzkammer durch die Halsschlagader, während Sie den Druck-Volumen-Schleife Tracing korrekte Platzierung zu gewährleisten. Anmerkung: Die optimale Platzierung des Katheters sollte Druck-Volumen-Schleifen, die rechteckig erscheinen zu ergeben (siehe Abbildung 2). Wenn ein Widerstand für den Durchgang des Katheters auftritt, ziehen Sie sich zurück und wieder voranzubringen mit sanftem Druck. Sanfte Drehung der Katheter kann mit der Platzierung in den linken Ventrikel zu helfen. Zwingt die Leitfähigkeit Katheters kann zu schweren kardiovaskulären Komplikationen oder zur Beschädigung des Katheters zu führen. </li><li> Record Basis Druck-Volumen-Schleifen ~ 10 min nach Platzierung des Katheters und der Erzielung eines stabilen Zustand (Figur 2). </li></ol></li><li> Apical Ansatz <ol><li> In einer narkotisierten und belüftet Maus, einen Einschnitt from den Schwertfortsatz und durch die Brustwand seitlich, bis die Membran sichtbar ist geschnitten. </li><li> Geschlitzt, aber der Membran und visualisieren die Herzspitze. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheter in die Spitze des linken Ventrikels durch ein Nadelstichverletzung (unter Verwendung eines 25-30 G-Nadel), bis die proximale Elektrode ist nur innerhalb der Herzkammer. </li><li> Nehmen Sie Grundlinie Druck-Volumen-Schleifen ~ 10 min nach Katheterplatzierung und der Erzielung eines steady state. </li></ol></li></ol> 4. Unterschiedlich Nachlast Mit Transient Aortenokklusionsvorrichtung <ol><li> Um transiente Aortenokklusionsvorrichtung durchführen, stellen einen kleinen horizontaler Schnitt in der oberen Brust und umgebendes Gewebe zu sezieren, um die Quer Aorta freizulegen. </li><li> Legen Sie eine 6-0 Seidenligatur unterhalb des Quer Aorta. Nach dem Druck-Volumen-Schleifen wurden auf die Grundlinie zurückkehrte, umklammern die beiden Enden des Nahtmaterials mit einem Nadelhalter, vorsichtig und langsam die Naht über 1-2 sec zu erhöhen, und die Spannung langsam freisetzen. </li&gt; <li> Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis drei separate optimale Aufnahmen sind aus dem gleichen Tier gemacht. Anmerkung: Optimale Aufnahmen sollte mindestens 5 Druckvolumen Schleifenzyklen und einen stetigen Anstieg der endsystolischen Drücke während der Anwendung der Spannung auf das Nahtmaterial (3A und 3C) haben. </li></ol> 5. Unterschiedlich Preload Mit Transient Untere Hohlvene Occlusion (IVC) <ol><li> Um transiente unteren Hohlvene Okklusion durchführen, stellen einen horizontalen Schnitt unterhalb des Schwertfortsatz unterhalb der Membran, um den IVC aussetzen. </li><li> Legen Sie eine 6-0 Seidenligatur unterhalb des IVC. Nach dem Druck-Volumen-Schleifen wurden auf die Grundlinie zurückkehrte, umklammern die beiden Enden des Nahtmaterials mit einer Nadelklemme; langsam und vorsichtig anheben Naht über 1-2 sec, und die Spannung langsam loslassen. IVC Okklusion kann auch durch die sanfte Anwendung von Druck mit einem Wattetupfer durchgeführt werden. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis drei separate optimale Aufnahmen made von demselben Tier. Anmerkung: Optimale Aufnahmen sollte mindestens 5 Druckvolumen Schleifenzyklen und einen stetigen Rückgang der linksventrikulären enddiastolischen Druck während des Anlegens der Spannung auf das Nahtmaterial haben (4A und 4B). </li></ol> 6. Saline Kalibrierung <ol><li> Am Ende der Studie kann eine Parallelleitfähigkeit (V p) Wert erhalten durch Injektion von 10 &amp; mgr; l Bolus von hypertonen Salzlösung (15%) in das Tier über die Jugularvene (5A und 5B). Anmerkung: Diese Bolus eine scheinbare Volumenzunahme ohne Druckänderung zu bewirken. Diese scheinbare Volumenänderung die Folge einer Änderung in der Blutpool Leitfähigkeit statt aufgrund einer tatsächlichen Volumenzunahme. Ein vorübergehender Rückgang der dP / dt max kann beobachtet werden, wie hypertoner Saline hat eine negative inotrope Wirkung 13. Der errechnete V p entlang in Druck Volumen-Schleife-Analyse-Software eingegeben werdenmit den Küvetten-Kalibrierungsparameter zu und konvertieren von RVUs in Mikroliter. </li></ol> 7. Küvetten-Kalibrierung <ol><li> Um eine Küvetten-Kalibrierung durchzuführen, setzen Sie eine Küvette mit Vertiefungen von bekannten Durchmesser des Herstellers auf einem Heizkissen oder ein Wasserbad gestellt auf 37 ºC. Füllen Sie die ersten 4-5 Löcher mit frischem warmem heparinisiertem Blut von Mäusen unterziehen hämodynamischen Einschätzungen. Hinweis: Eine Küvette Kalibrierung ermöglicht die genaue Beurteilung der linksventrikulären Blut-Pool mit der Maus Blut und ermöglicht die Umwandlung von Volumendaten aus RVUs auf Mikroliter. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheter in die erste Bohrung, bis alle Elektroden eingetaucht sind. Den Katheter zu bewegen vorsichtig in den Brunnen, die unterschiedlichen RVUs generieren. </li><li> Notieren Sie die Leitfähigkeit Änderungen im Volumen Kanal in RVUs. Wählen Sie die höchste RVU für die Kalibrierung. Hinweis: Das Volumen der Vertiefungen können entweder durch 1 unter Verwendung der Gleichung für das Volum berechnet)e eines Zylinders, wobei der Radius der des Küvettenvertiefung und die Länge ist von der Länge zwischen den inneren zwei Sensorelektroden oder 2) die Überprüfung in den Anweisungen des Herstellers berechnet. Der Leitwert Ausgang kann mit den bekannten Volumina korreliert werden, um eine Kalibrierungsgleichung, die die Daten in RVUs Mikroliter 11 wandelt entwickeln. </li></ol> 8. Euthanasie <ol><li> Beim Abschluß des Protokolls werden die Mäuse mit zervikale Dislokation während der Narkose eingeschläfert. </li><li> Um zu gewährleisten, Tod, Mäuse unterzogen wurden Genickbruch muss eine sekundäre Methode der Euthanasie unterzogen werden. Wir verwenden Ausbluten unter Narkose, mit Ernten von Herzgewebe für Experimente oder bilaterale Thorakotomie unter Narkose. </li></ol> 9. Datenanalyse unter Verwendung von Druck Volumen Loop-Analyse-Software <ol><li> Berechnen V p von Saline Kalibrierung <ol><li> Wählen Sie Druck und volume Schleifen während der Ausstoß von hypertonen Kochsalzlösung erhalten (5A und 5B) </li><li> Export-Schleifen, um Druckvolumen-Analyse-Software. Option für Saline-Kalibrierung wählen (5C) </li><li> Tragen Sie die berechnete V p-Wert (5D). Hinweis: Die V p-Wert wird durch die Ermittlung der Schnittpunkt der 1) enddiastolische Volumen vs. endsystolische Volumen aus der Kochsalzlösung Kalibrierung und 2) enddiastolische Volumen = End-systolischen Volumen Linie berechnet. Der Schnittpunkt dieser Linien stellt die V p, die durch die Druck-Volumen-Schleife Analysesoftware berechnet wird. </li></ol></li><li> Geben Leitfähigkeit, um die Lautstärke (RVU) Verhältnis des Volumens Kanaloptionen (1F) </li><li> Messen Sie Baseline-Druck-Volumen-Loop-Verhältnis <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen-Kanäle einmal stabilen Zustand erreicht worden ist (2A) und der Ausfuhr nach Analyse weichenware. Identifizieren 5-6 endexspiratorischen Schleifen (2B) </li><li> Benutzen Sie die V p-Wert für die Parallelleitfähigkeit zu korrigieren. Wählen Sie die Option &quot;Steady State&quot; und erzeugen eine hämodynamische Übersichtstabelle (2C) </li></ol></li><li> Maßnahme Druck-Volumen-Schleife von Beziehungen während Aortakonstriktion <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen Kanäle, die Aortakonstriktion vor der Erhöhung des enddiastolischen Druck (3A) und den Export an die Analysesoftware übereinstimmen. Identifizieren Sie 5-6 endexspiratorischen Schleifen (3C) </li><li> Wählen Sie &quot;Kontraktilität&quot; Analyse (3B), die die End-systolischen Druck Mengenverhältnis berechnet wird (ESPVR) </li></ol></li><li> Maßnahme Druck-Volumen-Schleife von Beziehungen während des IVC Verengung <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen Kanäle, die IVC Verengung entsprechen (Figure 4A) und den Export in Analyse-Software. Identifizieren 5-6 endexspiratorischen Schlaufen (4B) </li><li> Wählen Sie &quot;Kontraktilität&quot; Analyse (3B), die Preload rekrutierbar Schlagarbeit berechnet werden (PRSW) (4C), Maximum dP / dt vs EDV (4D), sowie die ESPVR und End-diastolische Druck Volumen Beziehung (Abbildung 4E) </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Wir beschreiben ein Verfahren zur perfoming Druck-Volumen-Schleife Analyse unter Verwendung einer Leitfähigkeits Katheter in Mäusen, umfassende Analysen sowohl kardialen Kontraktilität und Relaxation abzuleiten. Suga, Sagawa und Kollegen verwendete Druck-Volumen-Schleifen, um Maßnahmen der kardialen Kontraktilität, insbesondere die Steigung der ESPVR oder das endsystolische Elastanz (E n) und E max definieren. Elastanz, die durch das Verhältnis von Druck zu Volumen (P / V) definiert ist, variiert über die Dauer der Systole. Während jeder Systole, die momentane Elastance abhängig von der Herzfrequenz und Kontraktilität des Herzens, aber weitgehend unabhängig von Vorbelastung oder Nachbelastung 3,17. Somit wird der Peak oder Elastanz E max wird die Kontraktilität des Herzens, die weitgehend unabhängig von Lastbedingungen einzelner Herzzyklen 18 zu definieren. Ein eng verwandtes Kontraktionsperiode, E n wird durch die Steigung des ESPVR über eine Reihe von Herzzyklen in einem stabilen con definiertdition. Während E es scheint linear über einen begrenzten Bereich von Lasten kann es E gekrümmt sein und Kurvilinearität mit kontraktilen Zustand 19 korreliert. Eine Zunahme der E n oder E max zeigt erhöhte Kontraktilität und eine Abnahme zeigt verminderte Kontraktilität. Zusätzlich zu E n oder E max, können Druck-Volumen-Loop-Daten verwendet werden, um alternative Kontraktilität Indizes wie abgeleitet werden: dP / dtmax-EDV ein Verhältnis von 20, Vorspann rekrutierbar Schlagarbeit (PRSW) 21 oder maximale Leistung-EDV Beziehungen 22. Diese alternativen Parametern untersuchen die Herzreaktion über einen Bereich von Vorbelastungen und kann mit IVC Verengung erzielt werden. Es ist erwähnenswert, dass, während ESPVR relativ lastunabhängig, ist dies nicht absolut. Es gibt Unterschiede in ESPVRs Aorten- oder IVC Einschnürung 23 abgeleitet wird, mit Aortakonstriktion mit einem größeren Einfluss auf die Dauer der Systole und das Ausmaß der Verkürzung8. Ähnlich dem ESPVR, enddiastolischen Druck-Volumen-Beziehung (EDPVR) eine lastunabhängige Messung von Herz Compliance. Diese Beziehung wird durch Identifizieren enddiastolischen Druck über einen Bereich von Lastbedingungen, die dann passen sich entweder auf ein exponentielles Modell definiert als P = α abgeleitet (e ß V -1) + P 0 (α ist eine Steifigkeit und Skalierungskoeffizienten ß = Kammer Steifigkeitskoeffizient und P 0 = Druck bei einer 0 Volumen) 8 oder ein lineares Modell (in 4C gezeigt). Druck-Volumen-Loop-Analyse kann zusätzliche Informationen über die diastolische Funktion bereitzustellen. Ein Maß für die aktive Erholung wird aus dem Niedergang der Herzkammerdruck während der isovolumetrischen Relaxation abgeleitet. Die monoexponentiellen vom Spitzenrate der Entspannung zu Beginn des LV Füllung wird als Zeitkonstante T 8 ausgedrückt. Die Messung der Parallelleitfähigkeit ist für die Beurteilung der cardiac Volumen. Wir haben den Einsatz von Salzkalibrierungs beschriebenen Parallelleitfähigkeit zu bewerten, wurde eine zunehmende Menge an Literatur, alternative Methoden identifiziert Parallelleitfähigkeit zu beurteilen. Saline-Kalibrierung nutzt Baan-Gleichung 9, bei dem α ist gleichmäßige Feldkorrekturfaktor. Ändert jedoch die bewegliche Herzwand das elektrische Feld so das Problem der dynamischen α konstant 24 erhöhen. Außerdem ist der Beitrag der Ventrikelwand den Leitwert variiert während Systole und Diastole jedoch die Salz Kalibrierung einen festen Wert für die Parallelleitfähigkeit 24 verwendet. Um dem abzuhelfen, werden die Konzepte der zeitveränderliche Feld Korrektur bezeichnet Wei-Gleichung und Momentanparallelleitfähigkeit, die als &quot;Aufnahme&quot;, entwickelt worden 25. Neuere Mikro-Katheter, die Aufnahme zu messen, wurden geschaffen, und in Herzschädigung Modelle 1 erfolgreich genutzt. Diese Technologien eine signi stellenficant Voraus in der Beurteilung der Druck-Volumen-Schleife-Analyse. Die systolischen und diastolischen Parameter von Druck-Volumen-Loop-Analyse erhalten eine umfassende Bewertung der Herzfunktion. Die Richtigkeit und Genauigkeit dieser Analysen hängen von Aufmerksamkeit auf experimentelle Details. Um gute Qualität Herz Druck-Volumen-Schleifen in Mäusen zu erhalten, ist ein geschickter Betreiber von entscheidender Bedeutung. Zusätzlich muß bei der Auswahl der Anästhesie, eine ausreichende Belüftung, die Körpertemperatur, und die Positionierung des Katheters in der LV entnommen werden. Die richtige Analyse der gewonnenen Daten werden auf konsistente Instrument, Kochsalzlösung und Küvetten-Kalibrierung ab. Diese Aspekte werden in dieser schriftlichen Verfahren hervorgehoben und das dazugehörige Video sollte einen Rahmen, auf dem auf diese Herzphysiologie Studien begeben werden. Fehlerbehebung 1. Hypotonie oder Bradykardie in einem Grundzustand: Normal Mausblutdruck und Herz rate wurden durch in vorherigen Bewertungen über dieses Thema 11 zusammengefaßt sind. a) Stellen Sie sicher, dass die Körpertemperatur über 36 ° C unter Verwendung eines Rektalthermometer. Wenn unter 36 ° C kann ein Heizkissen oder Wärmelampen verwendet werden, um die Maus, die Körpertemperatur zu erhöhen. b) eine Beurteilung für Blutungen während der Operation. Blutstillung kann mit Handdruck oder mit Kauter erreicht werden. Deutliche Volumenverlust kann mit Kochsalzlösung Flüssigkeit Bolus behandelt werden. c) prüfen, ob die Maus über-anästhesiert. Wenn dies vermutet wird, können Salzflüssigkeit Boli verwendet, um Blutdruckabfall zu behandeln. Zu beachten ist, Ketamin / Xylazin, die für die Experimente gezeigt verwendet wird, kann kardiodepressiven sein. Alternativ kann inhalativen Anästhesie mit Isofluran (Induktion 3-4%, Wartung 1,5% gemischt mit 95% Sauerstoff und 5% CO 2) ausgewechselt werden. Alternative Anästhetika wie Urethan (800 mg kg -1) / Etomidat (5-10mg kg -1) / Morphin (2 mg kg -1) oder Pentobarbital-Natrium (40-80 mg kg -1) können intraperitoneal 11 verabreicht werden. 2. Rauschen im Druck- oder Volumen Kanäle: Diese können von elektromagnetischen Störungen oder eine gebrochene / schmutzige Leitwert Katheters führen. Machen Sie eine sorgfältige Prüfung von elektronischen Geräten, die Störungen beitragen können. Wenn Rauschen auftritt, überprüfen Sie die Leitfähigkeit Katheter unter einem Mikroskop, um anhaftendes Material oder Schäden an der Katheterspitze zu bewerten. Falls verfügbar, einen frischen Leitwert Katheter an, wenn es behebt das Problem. 3. Volumen Aufzeichnungs driftet mit der Zeit: Dies kann aufgrund einer unzureichenden Aufwärmzeit für den hämodynamischen Modul sein. Lassen Sie das Modul zum Aufwärmen 30 Minuten vor der Kalibrierung Schritte und Analyse. 5. Volumenwert größer ist als erwartet: Dies kann auftreten, wenn das gemessene Volumen wurde nicht für Parallelleitfähigkeit korrigiert. Perform die Salz Kalibrierung im Protokoll Schritt 6 beschrieben, um die Parallelleitfähigkeit zu erhalten. 6. Schlechte Qualität Druckvolumen Schleifen: Der ideale Druck-Volumen-Schleife eine quadratische oder rechteckige Erscheinungsbild (siehe Abbildung 2 zum Beispiel). Wenn die Form der Schleife ist unregelmäßig, leicht zu manipulieren oder verdrehen die Leitfähigkeit Katheter in der LV Höhle, um zu sehen, wenn sie die Form der Schleife ändert. Unsere bevorzugten Ansatz für den Zugriff auf das LV ist durch die Halsschlagader (Protokoll Schritt 3.1), da dies nicht das Öffnen der Brust, die Hämodynamik beeinflussen können, benötigen. Allerdings kann die Halsschlagansatz anfällig für Katheter Artefakt einer unregelmäßigen Schleifen sein. Somit kann ein Scheitelansatz (Protokoll Schritt 3.2) verwendet werden, um dieses Problem anzugehen.

Herzdruckvolumen Schleife Analyse liefert detaillierte Informationen über die Herzfunktion und sind der Goldstandard für die funktionelle Beurteilung 1. Während bildgebende Verfahren wie Echokardiographie oder Kardio-MRT liefern funktionelle Maßnahmen Diese Maßnahmen sind in hohem Maße von Lastbedingungen. Lastunabhängige Maßnahmen der kardialen Kontraktilität und Entspannung erfordern dynamische Messungen des ventrikulären Druck und Volumen Verhältnis über einen Bereich von Vor- und Nachlast. Das Verständnis für die Druck-Volumen-Verhältnis ergibt sich aus der bahnbrechenden Arbeiten von Sagawa und Kollegen 2,3. Sie zeigten in ex vivo perfundierten Hundeherzen, dass die Druck-Volumen-Schleife abgeleitet Kontraktilität Maßnahmen waren unabhängig von Belastungsbedingungen 4. In vivo Anwendung dieser Analysen wurde mit der Entwicklung der Leitfähigkeit Katheter in den 1980er Jahren möglich. Dieser technische Fortschritt erlaubt Kass und Kollegen, um Druck-Volumen-Schleife Analyse beim Menschen 5,6 durchzuführen. Miniaturisierung Konduktanz Katheter und Verbesserungen der chirurgischen Techniken in den späten 1990er Jahren 7 hergestellt Analyse Nagetier Herzfunktion durchführbar ist, so dass für genetische und pharmakologische Studien durchgeführt werden. Dieser Fortschritt hat seitdem führen zu dem weit verbreiteten Einsatz von Druck-Volumen-Loop-Analyse und hat ein hohes Maß an Einblick in Säugerherzphysiologie generiert. Ein Schlüsselkonzept bei der Verwendung der Leitfähigkeit Katheter und der Interpretation der Daten daraus zu erhalten ist das Verhältnis zwischen Volumen und Leitfähigkeit besitzen. Leitfähigkeit umgekehrt proportional zur Spannung, die mit einem Katheter mit Elektroden proximal angeordnet, in der Regel unterhalb der Aortenklappe angeordnet und distal im LV-Apex 8 gemessen wird, verwandt. Änderungen in der Spannung oder Konduktanz durch Stromänderungen von proximal nach distal Elektrode fließt, gemessen. Obwohl die Blut-Pool beitragens wesentlich zur Leitfähigkeit der Beitrag der Ventrikelwand, bezeichnet als Parallelleitfähigkeit (V p), gemessen Leitfähigkeit muss abgezogen werden, um absolute LV Volumenmessungen zu erhalten. Die Verfahren, um diese Korrektur durchzuführen, eine sogenannte Salz Kalibrierung sind in der nachstehenden Protokolls erörtert. Die mathematische Beziehung zwischen der Leitfähigkeit und des Volumens durch Baan und Mitarbeitern beschrieben ist, dass Volumen = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), wobei α = einheitliches Feld Korrekturfaktors, ρ = Blutwiderstand, L = Abstand zwischen den Elektroden, G = Leitfähigkeit und G p = Nichtblutleitfähigkeit 9. Zu beachten ist, das gleichmäßige Feldkorrekturfaktor bei Mäusen 1,0 nähert aufgrund kleiner Kammervolumen 10. Mit Druckwandler gekoppelt ist, stellt die Leitfähigkeit Katheter in Echtzeit gleichzeitige Druck- und Volumendaten. Cardiac pressure-Volumenanalyse zeigt besondere Vorteile gegenüber anderen Maßnahmen der Herzfunktion, da sie die für die Messung der Herzfunktion unabhängig von Belastungsbedingungen und der Herzfrequenz. Spezifische lastunabhängigen Herzindizes Kontraktilität sind: End-systolischen Druck Volumen Beziehung (ESPVR), d P / d t max -Ende-diastolische Volumen bezogen, maximal Elastance (E max) und Vorspannung rekrutierbar Schlagarbeit (PRSW). Eine Last-unabhängiges Maß für diastolischen Funktion ist die enddiastolischen Druck-Volumen-Beziehung (EDPVR) 11. Das folgende Protokoll beschreibt das Verhalten der Herzdruckvolumen Schleifenanalyse, unter Verwendung sowohl einer Karotis und eine apikale Ansatz. Während die Methodik, diese Studien durchzuführen sind im Detail zuvor 8,11 beschrieben worden ist, werden wir wichtige Schritte zu überprüfen, um genaue Druck-Volumen-Messung, einschließlich Kochsalzlösung und Küvetten-Kalibrierungskorrektur zu erhalten, und eine visuelle Demonstration von these Verfahren. Forschung mit Tieren aus für diese Studie durchgeführt wurde nach anerkannten Protokollen und Tierschutzvorschriften der Duke University Medical Center Institutional Animal Care und Verwenden Committee behandelt.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xylazine)&amp;nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA no. 139-236</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anesthesia machine</td></tr><tr><td>Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Tubing kit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-1049</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket&amp;nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Illuminator</td><td>Cole&amp;ndash;Parmer</td><td>41720</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Graefe forceps, curved&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Moria MC31 forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Mayo scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Halsey needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Olsen&amp;ndash;Hegar needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>disposable underpads</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Sterile gauze sponges, sterile&amp;nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators, sterile&amp;nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Surgical suture,&amp;nbsp; silk, 6-0&amp;nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>1 cc Insulin syringes&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Access 9 Hemostasis Valve</td><td>Merit Medical&amp;nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>1.4F conductance catheter&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamic software</td></tr><tr><td>animal clipper</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr></tbody></table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Druck-Volumen-Loop-Analyse kann verwendet werden, um die Herzfunktion in gentechnisch veränderten Mäusen, 14,15 oder Mäusen unterziehen Arzneimittelstudien 16 zu messen. Repräsentative Druckvolumen Schlaufen sind aus früher veröffentlichten Arbeit 16 Untersuchung der Wirkung von ß-Arrestin voreingenommen AT1R Liganden, TRV120023. Um zu testen, ob TRV120023 wirkt sich die Herzfunktion in vivo, wurde Druck-Volumen-Loop-Analysen zu Wildtyp-Mäusen, die herkömmliche und neuartige Angiotensin-Rezeptorblocker durchgeführt. Die intravenöse Infusion von TRV120023 erhöhten kardialen Kontraktilität signifikant (Abbildung 6 und Tabelle 1, Abbildung von Kim et al. AJP 2012 16 modifiziert). Kontraktilität Maßnahmen wurden von Aortakonstriktion abgeleitet. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig1.jpg" /> Abbildung 1. Cardiac Druck und Volumen-Kalibrierung.<a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> In Druck-Volumen-Schleife-Software, weisen Kanäle für Druck und Volumenaufnahmen. (A) Unter Verwendung hämodynamischen Kathetermodul, Set Lautstärkeeinstellung bis 5 RVU und 25 RVU und wählen Sie beide Bände, (B) Option Öffnen unter dem Kanal ausstellenden Volumenaufnahmen, (C ) Wählen Sie Einheitenumrechner und öffnen Sie &quot;2-Punkt-Kalibrierung&quot;, wählen Sie &quot;Nummer 1&quot; und weisen als 5 RVU und wählen Sie &quot;Nummer 2&quot; und weisen als 25 RVU, (D) Setzen Sie Druck auf 0 mm Hg und 25 mm Hg, (E ) Öffnen Optionen unter dem Kanal aufweist Druckmessungen, (F) Wählen Sie Einheitenkonvertierung, und öffnen Sie &quot;2-Punkt-Kalibrierung&quot;, wählen Sie &quot;Nummer 1&quot; und weisen Sie als 0 mm Hg und wählen Sie &quot;Nummer 2&quot; und Eselign als 25 mm Hg. Übernehmen Sie Aufgaben, indem Sie &quot;OK&quot;. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig2.jpg" /> Abbildung 2. Baseline Hämodynamik <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> (A) Screenshots von Druck und Volumen Kanäle repräsentativen Herzzyklen in einem Grundzustand, (B) Ausgewählte endexspiratorischen Basisdruck-Volumen-Kurven, die für Parallelleitfähigkeit zur Analyse korrigiert wurden. (C) Ausgangs hämodynamischen Sichtstabelle von ausgewählten Schleifen berechnet ; Pes, End systolischen Druck; Ped, enddiastolischen Druck; Ves, End systolischen Volumen; Ved, enddiastolische Volumen; SV = Schlagvolumen <img alt="Figur 3" src= &quot;/ files / ftp_upload / 52.942 / 52942fig3.jpg&quot; /&gt; Abbildung 3. Aortakonstriktion Hämodynamik <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig3highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> (A) Screenshots aus Druck und Volumen Kanäle der repräsentativen Herzzyklen während Aortakonstriktion, (B) Menüauswahl, um die Kontraktilität Analysen durch (C) Ausgewählte Druck-Volumen-Schleifen während Aortakonstriktion für die Analyse. (D) ESPVR von Aortakonstriktion Schleifen gemessen . <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig4.jpg" /> Abbildung 4. IVC Verengung Hämodynamik <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig4highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> </a&gt; (A) Screenshots aus Druck und Volumen Kanäle der repräsentativen Herzzyklen während der IVC Verengung, (B) Ausgewählte Druck-Volumen-Schleifen während IVC Gung für die Analyse. Unter Verwendung des PV-Loops von IVC Verengung, Preload rekrutierbar Schlagarbeit (C) können maximale dP / dt vs EDV (D) sowie ESPVR und EDPVR gemessen werden. <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig5.jpg" /> Abbildung 5. Saline Kalibrierung <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942fig5highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> (A) Screenshots aus Druck und Volumen Kanäle der repräsentativen Herzzyklen während der hypertonischen Kochsalzinjektion (B) ausgewählt Kochsalzlösung Injektion Druck-Volumen-Schleifen f<html> oder Analyse. Beachten Sie, dass der Druck konstant bleibt, während die Volumen deutlich erhöhen wird, (C) Menüauswahl, um Kochsalzlösung Kalibrierung durchzuführen, (D) generiert Linien Maßnahme endsystolische vs enddiastolische Volumen während Kochsalzlösung Injektion und endsystolische Volumen = enddiastolischen Volumens. Der Schnittpunkt dieser Linien stellt die Parallelleitfähigkeit von V p. <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/52942/52942fig6.jpg" /> Abbildung 6. Veränderung der Kontraktilität mit Drug Administration Änderung Herzkontraktilität durch endsystolische Elastanz gemessen, in Wildtyp-Mäusen, die mit Kochsalzlösung, Losartan 5 mg / kg / h oder 100 ug TRV023 / kg / h für 5 min behandelt beurteilt. TRV023 behandelten Mäuse eine signifikante Erhöhung der endsystolische Elastanz im Vergleich zu Losartan behandelten Mäusen entwickelten. * p &lt;0,05 vs Losartan um 1-ANOVA. NHALT &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Tabelle 1" src="/files/ftp_upload/52942/52942table1.jpg" /> Tabelle 1. Wild Mäuse-Typ; Hämodynamische Profil in Reaktion des β-Arrestin-2 Biased AT1R Agonist End-systolischen Druck (ESP) wurde signifikant nach TRV120023 (TRV) und Losartan Infusion verringert. Herzkontraktilität, E n und E max wurde deutlich erhöht TRV120023 100 ug · kg -1 · min -1 Infusionsgruppe. (* p &lt;0,01; † p &lt;0,05; ‡ p &lt;0,001; n = 5-6 / Gruppe). p-Werte beziehen sich auf Vergleiche mit basalen Zustand innerhalb derselben Behandlungsgruppe mit der Verwendung von 1-Weg-ANOVA. Herzkontraktilität Parameter wurden unter Verwendung eines Aortakonstriktion Protokoll ergeben. AT1R, ANG II-Typ 1-Rezeptor; HR, Herzfrequenz; EDV, enddiastolische Druck; ESV, endsystolische Volumen; EDV, enddiastolische Volumen; E n, endsystolische Elastance; EF, eProjektions Fraktion; E max, maximale Elastance; dP / dt max und dP / dt min, maximale und minimale Rate der Druckänderung in der Herzkammer verbunden sind; τ, isovolumetrischen Entspannung konstant. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52942/52942table1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Tabelle anzuzeigen.</a>

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Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Katheter bei Mäusen

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

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Universidad San Sebastian

Research

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Biology

19.4K Aufrufe.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 

Serie: Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Herzkatheter in Mäuse, um den Druck Volumen Relationship Maßnahme: Untersuchung der Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Forschung

Medizin

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

Patch-Clamp-und Perfusion Techniken zur Untersuchung von Ionenkanälen ausgedrückt in Xenopus Oozyten

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Biologie

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Hämodynamische Charakterisierung von Nagetiermodellen von pulmonaler arterieller Hypertonie

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Bioengineering humane mikrovaskuläre Networks in immundefizienten Mäusen

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Biventrikuläre Beurteilung der Herzfunktion und der Druck-Volumen-Schleifen durch Closed-Thorax-Katheterisierung bei Mäusen

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

Kardiale Reaktion auf β-adrenerge Stimulation durch Druck-Volumen-Schleifenanalyse bestimmt

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen mit Einlasskathetern im Schweinemodell

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Mess Druck Volumen Loops in der Maus

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Überwachung der Herzfunktion von Ratten mit der Druck-Volumen-Leitfähigkeitstechnik

Real-Time Detection of Ferulic Acid Effects on Rat Left Ventricle Using Pressure-Volume Conductivity Catheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid method for evaluating cardiac function. Real-time monitoring of cardiac function is important for drug evaluation. Under closed-chest conditions, the miniature transducer, which is an important component of the pressure-volume catheter, enters the left ventricle of the rat through the right carotid artery. The device visualizes the changes in cardiac function during the experiment in the form of a pressure-volume loop. The actual volume of the ventricle is calculated by altering the conductivity of the blood by injecting 50 &#181;L of a 20% sodium chloride solution into the rat's left jugular vein. The actual volume of the rat's ventricular cavity is calculated by measuring the conductivity of the blood in a known volume using a pressure-volume conductance catheter. This protocol allows for continuous observation of the effects of drugs on the heart and will promote the rationale for the use of specialty ethnic drugs in cardiovascular disease.

Autor im Rampenlicht: Vorteile der Druck-Volumen-Schleifen-Messmethode in der kardiovaskulären Forschung

This protocol describes a method for measuring left ventricular pressure and volume using the pressure-volume conductance technique. This method enables continuous real-time monitoring of the effects of drugs on the heart.

Echtzeit-Nachweis von Ferulasäure-Effekten auf den linken Ventrikel der Ratte mit einem Druck-Volumen-Leitfähigkeitskatheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid ...

Cardiac Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Katheter bei Mäusen

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Herzkatheter in Mäuse, um den Druck Volumen Relationship Maßnahme: Untersuchung der Bowditch Effect

Patch-Clamp-und Perfusion Techniken zur Untersuchung von Ionenkanälen ausgedrückt in Xenopus Oozyten

Hämodynamische Charakterisierung von Nagetiermodellen von pulmonaler arterieller Hypertonie

Bioengineering humane mikrovaskuläre Networks in immundefizienten Mäusen

Biventrikuläre Beurteilung der Herzfunktion und der Druck-Volumen-Schleifen durch Closed-Thorax-Katheterisierung bei Mäusen

Kardiale Reaktion auf β-adrenerge Stimulation durch Druck-Volumen-Schleifenanalyse bestimmt

Biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen mit Einlasskathetern im Schweinemodell

Mess Druck Volumen Loops in der Maus

Echtzeit-Nachweis von Ferulasäure-Effekten auf den linken Ventrikel der Ratte mit einem Druck-Volumen-Leitfähigkeitskatheter

Echtzeit-Nachweis von Ferulasäure-Effekten auf den linken Ventrikel der Ratte mit einem Druck-Volumen-Leitfähigkeitskatheter