Name: self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles
Uploaded: 2015-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 23 s
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Diese Arbeit wurde durch das Office of Naval Research Young Investigator Programm Auszeichnung N000141110914, Office of Naval Research Grant N000141010827, NSF Career Award CCF1054898, NIH Direktor Neue Innovator Award 1DP2OD007292 und Wyss Institut für biologisch inspirierte Wesen Fakultät Gründerfonds (bis PY) finanziert und Tsinghua-Peking Center for Life Sciences Gründerfonds (BW).

1. DNA Reihenfolgen-Entwurf <ol><li> Verwenden UNIQUIMER Software 27 einen SST-finite Struktur durch die Angabe der Anzahl der Doppelhelix, Längen von oben und unten Helix für jede Doppelhelix und die Crossover-Muster, um ein 24H × 28T Leinwand erstellen zu entwerfen. Nach der Definition dieser Parameter wird die Gesamtarchitektur (Strang-Zusammensetzung und die Komplementarität Anordnung) graphisch im Programm veranschaulicht. </li><li> Erzeugen eine Folge für die Stränge der angegebenen Struktur, um die Komplementarität Anordnung und zusätzliche Anforderungen (falls vorhanden) zu erfüllen. Design-DNA-Sequenzen durch die Minimierung der Sequenzsymmetrie 28 (für die meisten Strukturen). <ol><li> Erzeugen Nukleotide (A, C, G und T) nach dem Zufallsprinzip einer nach dem anderen. </li><li> Spiel Nukleotide komplementär zu denen erzeugt nach dem Basenpaarungsregel: von A bis T und umgekehrt; C bis G und umgekehrt. </li><li> Verwenden Sie keine sich wiederholenden Segmenten über acht oder neun Nukleotiden. Wenn solche repEssen Segmente bei der Konstruktion entstehen, mutieren die zuletzt erzeugten Nukleotide, bis der sich wiederholenden Segmenten Anforderung erfüllt ist. </li><li> Verwenden Sie keine vier aufeinander folgenden A, C, G oder T-Basen. </li><li> Verwenden vorgegebenen Nukleotide an den einzelsträngigen Anlenkpunkte (zum Beispiel T und G wie die einundzwanzigsten und zweiundzwanzigsten Nukleotiden, jeweils für die meisten der Stränge), um zu vermeiden Gleitunterlagen um die Anlenkpunkte (beispielsweise, wenn sowohl einundzwanzigste und zweiundzwanzigste Nukleotide T, es möglich war, das einundzwanzigste Nucleotid an das Nukleotid bindet, dass der zweiundzwanzigsten Nukleotid soll, zu binden). </li></ol></li><li> DNA-Sequenzen zu modifizieren manuell Streptavidin Kennzeichnung, die Transformation von Rechtecken in Röhrchen, die Bildung von verschiedenen Rechtecken und Röhren in verschiedenen Maßstäben und die Aggregation durch freiliegende Bereiche auf SST verhindern. <ol><li> Ersetzen Sie die freiliegenden Bereiche auf der Grenze des Molekular Leinwand mit Poly-T-tracts. </li><li> Für Streptavidin Kennzeichnung, entwerfen die Griffsegmente (das zusätzliche Segment mit dem Bauteil-Strang, der mit einem komplementären Gegenstück wie einem Anti-handle Stranges binden können angehängt), so dass sie eine Anti-handle Strang mit 3&#39;-Biotin-Modifikation unterzubringen. </li><li> Für die Umwandlung von einem Rechteck in ein Rohr, entfernen Sie die oberen und unteren Zeilen aus dem Rechteck und setzen Sie eine neue Zeile, deren SSTs haben spezifische Ergänzung zu den entsprechenden Fliesen auf der zweiten bis oberen Reihe und der zweiten Reihe nach unten. </li><li> Für eine freiliegende Einzelstrang-Domäne von verschiedenen Formen, ersetzen mit Poly-T-Segmente von 10-11 Nukleotiden Länge, oder Abdeckung mit Kantenschutz, die komplementär zu der freiliegenden Domäne sind und mit 10-11 Nukleotide lange Poly-T-Segmente zu kündigen. </li></ol></li></ol> 2. Herstellung der Molecular Canvas <ol><li> DNA-Komponente erhalten Stränge in RNase-freiem Wasser von einem oligonucleoti gelöst angegebenen Sequenzende-Hersteller in V Boden 96-Well-Platten mit Oligonukleotiden bei einer 10 nmol Maßstab mit Standard Entsalzung synthetisiert. Zentrifugation der 96-Well-Platten mit der DNA-Stränge zu etwa 10 s lang bei 600 x g. <ol><li> Pipette 1 ul von jeder der 362 Vertiefungen, die mit DNA-Strängen zur 24H × 28T Rechteck (3A) bei 100 &amp; mgr; M pro Strang (Herstellerangabe) in eine 2-ml-Röhrchen. Add 138 ul destilliertem entionisiertem H 2 O, um das 2-ml-Röhrchen, um eine Stammlösung des Stranges Mischung bei einer Konzentration von 200 nM pro Strang bilden. </li></ol></li><li> Dann werden 50 ul der 200 nM Stammlösung von Strang Mischung wurden 10 ul 10x Annealing-Puffer A (50 mM Tris, pH 7,9, 10 mM EDTA, 250 mM MgCl 2), 40 ul destilliertes entionisiertes H 2 O, um eine 0,2 ml PCR-Röhrchen. Dies ermöglicht eine 100 ul-Probe des molekularen Leinwand in 1X Glühen Puffer A (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 25 mM MgCl 2). </li><li> Glühen die sample für 17 h in einem Thermocycler Abkühlen von 90 ° C bis 25 ° C. Den Thermocycler wie folgt: Lauframpe von 90 ° C bis 61 ° C bei einer konstanten Geschwindigkeit von 5 min pro ° C; Lauframpe von 60 ° C bis 25 ° C bei einer konstanten Geschwindigkeit von 20 min pro ° C; und Inkubieren bei 4 ° C, bis die Probe aus dem Thermocycler genommen werden. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel. <ol><li> Messen von 2,4 g Agarose in einen 600 ml Becher. Zugabe von 120 ml 0,5 × TBE-Puffer (44,5 mM Tris-Borat, pH 8,3, 1 mM EDTA) und 30 ml destilliertem entionisiertem Wasser in den Becher. </li><li> Mikrowelle für 3 Minuten (oder 40 - 60 sec mehr nach dem Kochen). Füllt die Wasser während der Verdampfung durch Zugabe von 30 ml Wasser, die zu der Konzentration von Agarose in dem Gel bei 2% zu halten hilft, verloren. </li><li> Schwenken Sie den Inhalt des Becherglases für 1 min in ein kaltes Wasserbad. 1 ml 1,2 M MgCl 2 (um eine 10 mM MgCl 2 -Konzentration in dem Gel zu machen) und Pre-Fleck das Gel with 6 ul Farbstoff SYBR Tresor (1: 20.000). </li><li> Gießen Sie das Gel-Lösung in ein trockenes Gel Box und legen Sie eine 1,5 mm dick und 12 Gelelektrophorese Kamm. Die Lösung erstarren lassen für 15 - 30 min auf einer ebenen Plattform. </li><li> Pour Gel-Laufpuffer (44,5 mM Tris-Borat, pH 8,3, 1 mM EDTA und 10 mM MgCl 2) in das Gel ein. Last 2-3 ul 1 kb DNA-Leiter in eine Vertiefung des Agarosegels. Mischungs 4 ul 6X Bromphenolblau-Farbstoff (0,25% Bromphenolblau, 5 mM Tris, 1 mM EDTA, 10 mM MgCl 2 und 30% Glycerin) mit 20 ul der Probe des molekularen Leinwand und laden die Lösung in einen anderen Napf der Agarose-Gel. </li></ol></li><li> Führen Sie den nativen 2% igen für 2 Stunden bei 100 V in einem Eiswasserbad (Bromphenolblau blau dargestellt, läuft schneller als Komponentenstränge, damit es als Indikator dienen kann, dass, wenn 2 Stunden Laufzeit angemessen ist). </li><li> Bild des Gels mit einem Gel-Scanner mit einem geeigneten Filter für die SYBR Safe Fleck (2B </strong&gt;). </li><li> Auf einem blauen Licht Transilluminator, Verbrauchs die dominante Bande mit ähnlichen Mobilität der Band von 1500 Basenpaare des 1 kb DNA-Leiter mit einer scharfen Rasierklinge. Legen Sie die gewünschte Gel Einheit (en) in einer Spin-Säule und dann quetschen Sie das Gel in feine Stücke mit Hilfe eines Mikroröhrchen Stößel. Zentrifuge bei 438 × g für 3 min bei 4 ° C. </li><li> Messen der Konzentration der DNA unter Verwendung eines Ultraviolett-Spektrophotometer bei 260 nm. <ol><li> Verwenden Sie 2 ul ultrareinem DNase / RNase-Free destilliertem Wasser als leer, um die Maschine zu kalibrieren. </li><li> Verwenden ein äquivalentes Volumen der gesammelten Probe von der Spinsäule, um eine Schätzung der DNA-Konzentration zu erhalten. Die Konzentrationsmesswert (&quot;a&quot; = ng / &amp; mgr; l) bei einer UV-Absorption von 260 nm erhalten wird helfen, den Verdünnungsfaktor für AFM und TEM-Bildgebung. </li><li> Wandeln die gemessene Konzentration von &quot;a&quot; (ng / &amp; mgr; l), um &quot;b&quot; (nM) nach b = a × 10 6 / (330 &amp;# 215; Anzahl der Nukleotide). ANMERKUNG: Das Molekulargewicht eines Nukleotid 330 g / mol. Die berechnete molare Konzentration Wert des Verdünnungsfaktors für AFM und TEM-Aufnahmen zu bestimmen. Wie für den Fall eines 24H × 28T Rechtecks ​​die gemeinsame Messung für die gereinigte Probe liegt bei etwa 10 bis 60 ng / &amp; mgr; l. Da die Anzahl der Nukleotide, die für eine solche Struktur ist 14616 Da, die molare Konzentration etwa 2-12 nM. Die Endkonzentration wird durch die Sammelausbeute bestimmt (~ 20 bis 50%) aus der Zentrifugation und dem Volumen des Gels Bande ausgeschnitten aus (je höher das Volumen, je verdünnter die gereinigte Probe). </li></ol></li></ol> 3. Atomic Force Microscopy Imaging <ol><li> Schälen Glimmer auf eine Probe Metallscheibe mit Klebeband, um eine ebene Fläche zu erhalten und setzen Sie den Probenteller auf die Abbildungsstufe befestigt. </li><li> Dann werden 40 &amp; mgr; l 1X Anelierungspuffer A, gefolgt von 5 ul (2-5 nM) der gereinigten Probe der 24H × 28TRechteck, um die frisch gespaltenen Glimmeroberfläche. Lassen Sie die Mischung für ca. 2 min zu begleichen. </li><li> Installieren Siliziumnitrid AFM Cantilever-Chips auf einem freitragenden Halterung. Benutzen Sie einen C Dreiecksspitze (Resonanzfrequenz f 0 = 40 bis 75 kHz; Federkonstante, k = 0,24 Nm -1) für die Bildgebung. </li><li> Ein Musterbild in dem Fluid-Tapping-Modus. Verwenden Sie die folgenden Abbildungsparameter für das Scannen: Scannen Größe von 2 &amp; mgr; m, 1024 Zeilen für die Auflösung und einer Abtastrate von 0,5 bis 1 Hz (2C). </li><li> Falls erforderlich, werden 10 &amp; mgr; l oder mehr der 10 mM NiCl 2 -Lösung, die Stärke der DNA-Bindung Glimmer 29 zu erhöhen. </li></ol> 4. Probenvorbereitung für Streptavidin Labeling <ol><li> Manuell Design der 24H × 28T Rechtecks, so dass Griff Stränge an spezifischen Stellen eingebaut sind, die komplementär zu der anti-Griff-Stränge mit Biotin Modifikation, die ihrerseits in der Lage sind zu binden streptavid seinin speziell. <ol><li> Modifizieren des Molekular Leinwand durch Anbringen eines 3 &#39;17-Nucleotid-Segment, das aus einem zwei Nukleotidsequenz (TT) als Abstandshalter besteht und eine 15-Nucleotid-Griff (GGAAGGGATGGAGGA) an die Fliesen 14 in der oberen Reihe und 14 Fliesen auf dem Boden Reihe des Rechtecks ​​(3A), um die Grenze zu beschriften. Diese Sequenz ist komplementär zu einem 3&#39;-Biotin-modifizierten Antigriff Strang (TCCTCCATCCCTTCC-Biotin). </li></ol></li><li> Für die interne Kennzeichnung, bringen Sie die 3 &#39;17 Nukleotid-Segment zu 8 interne Fliesen und 6 Randfliesen des Rechtecks ​​(4A). <ol><li> Mischen Sie die 28 Stränge mit Griffen (Grenzkennzeichnung) mit dem Rest der Komponenten-Stränge des 24H × 28T Rechteck (334 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu machen. Mischen Sie die 14 Stränge mit Griffen (interne Markierung) mit dem Rest der Komponenten-Stränge des 24H × 28T Rechteck (348 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu erhalten. </li></ol></li><li> Für boundary Kennzeichnung, werden 50 ul der 200 nM Stammlösung der Stränge, 6 &amp; mgr; l der 100 &amp; mgr; M Biotin-modifizierten Antigriff Stränge 10 ul der 10X Anelierungspuffer A und 34 ul destilliertem deionisiertem Wasser auf eine 0,1 bis 0,2 ml PCR Reagenzglas. Die Endkonzentration der Komponente Strang 100 nM und die Endkonzentration des Antigriff Biotin modifizierten Strang 6.000 nM. Man beachte, dass 28 Moleküle des Antihand Biotin modifiziert Strang bindet an eine 24H × 28T Rechteck so die Anti-Biotin-modifizierten Griff Strangs von mehr als 100% der Bindung günstig zu gestalten. </li><li> Für interne Kennzeichnung, werden 50 ul der 200 nM Stammlösung der Stränge, 3 ul der internen Antihand Biotin modifizierten Strang bei 100 &amp; mgr; M, 10 &amp; mgr; l des 10X-Annealing-Puffer A, 37 ul destilliertem entionisiertem Wasser auf eine 0,1 - 0,2 ml PCR-Röhrchen. Die Endkonzentration der Komponente Strang 100 nM und die Endkonzentration des Antigriff Biotin modifi<html> ed Strang 3.000 nM. Man beachte, dass 14 Moleküle des Antigriff Biotin modifiziert Strang bindet an eine 24H × 28T Rechteck so anti-Griff Biotin modifizierten Strangs von mehr als 100% der Bindung günstig zu gestalten. </li><li> Glühen beide Proben in einem Thermocycler für 17 Stunden unter Verwendung der in 2.3 beschriebenen Schritte. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel, wie in Schritt 2.4 beschrieben. </li><li> Reinigen Sie beide Proben wie in den Schritten 2.5 beschrieben. </li><li> Messung der Konzentration der gewünschten DNA-Strukturen, wie in Schritt 2.6 beschrieben. </li></ol> 5. Rasterkraftmikroskopie für Streptavidin Labeling <ol><li> Bild jede Probe unter Verwendung eines AFM, wie in Schritt 3 (3B und 4B) beschrieben. </li><li> Nach der ersten Runde der Bildgebung, 40 &amp; mgr; l 1X Annealing-Puffer A, gefolgt von 1 &amp; mgr; l Streptavidin bei 10 mg / ml zu der Probe. Lassen Sie die Mischung für ca. 2 min vor der Reimaging (3C und 4C) zu begleichen. </li></ol>_title &quot;&gt; 6. Konvertieren Sie ein Rechteck in ein Rohr <ol><li> Um ein Rohr auf der Basis des Rechtecks ​​zu gestalten, halten alle Komponenten SSTs an Ort und Stelle mit Ausnahme der oberen und unteren Reihe. Einführung einer neuen Zeile, deren SSTs werden durch Verknüpfung der oberen und unteren Halb Fliesen der jeweiligen Spalten, um das ursprüngliche Rechteck in ein Rohr Konformation (5A) cyclisieren konzipiert. </li><li> Mischen Sie die neue Reihe der Litzen (14 Stränge) mit den Komponentenstränge des 24H × 28T Rechteck mit Ausnahme der oberen und unteren Reihe (336 Fäden), eine 200 nM Stammlösung zu erhalten. </li><li> Folgen Sie der Gelreinigung Schritte 2,2-2,7 (5B). </li></ol> 7. Die Transmission Electron Microscope Imaging <ol><li> Wiegen 0,06 g Uranyl Formiat in 3 ml destilliertem Wasser zu einer 2% igen wässrigen Uranyl Formiat Färbemittellösung herzustellen. Filtern der 2% igen wässrigen Uranyl Formiat Färbelösung wird mittels eines 0,2 um-Filter in eine Spritze befestigt. <ol><li> In 5 ul5 N NaOH auf die 1 ml des gefilterten Farblösung. Vortexen Sie die Lösung und Zentrifuge bei 20.000 x g. </li></ol></li><li> Glimmentladungs ​​die kohlenstoffbeschichteten Gitter (beschichtete Seite nach oben) mit den folgenden Einstellungen: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar und negativen Hochspannungspolarität. </li><li> Verwenden Sie selbstschließenden Pinzette, um einen Schein-Entlader behandelt Gitter von der Kante greifen. </li><li> Pipette 3,5 ul Probe auf das Gitter für 4 min. Mit einem Stück Filterpapier Docht von der Probe, indem das Filterpapier in Kontakt mit dem Gitter von der Seite. </li><li> 3,5 &amp; mgr; l der Färbelösung sofort hinzufügen auf das Gitter für 1 min. </li><li> Wick Sie den Fleck wie in 7.4 und halten das Filterpapier gegen den Netz für 1-2 min. </li><li> Übertragen Sie das Gitter auf eine TEM Probenhalter und Bild unter Verwendung eines JEOL JEM-1400 bei 80 kV mit einer Vergrößerung von 10 K bis 80 K (5C) betrieben. </li></ol> 8. Konstruieren beliebiger Form Mit dem Molecular Leinwand <ol><li> Identifizieren Sie eine Form, und wählen Sie die Stränge, die an die Form auf der molekularen Leinwand entsprechen. Für eine Dreiecksform zum Beispiel, wählen Sie 206 aus 362 Stränge für die molekulare Leinwand. </li><li> Ersetzen Sie die freiliegenden Domain (dh entlang der Hypotenuse des Dreiecks) mit einem Poly-T-Segment 10 - 11 Nukleotide lang (Design 1 in 6A), oder fügen Sie einen Kantenschutz, die komplementär zu der freiliegenden Domäne ist und beenden Sie es mit ein 10 - 11 Nukleotide lange poly-T-Segment (Design 2 in 6A), um die Aggregation zu verhindern. HINWEIS: Einfach Tempern der SSTs die an die Pixel des Dreiecks entsprechen (ohne Verwendung von Schutz Stränge) werden, um die Aggregation und keine gesonderten Produktbandbildung auf einem Gel führt. Verwenden Sie den Kantenschutz-Design für verschiedene Formen, wie es ist, ressourceneffizientere; nur vier zusätzliche Sätze von Strängen (6C) im Vergleich zu 14 zusätzliche Sätze in Einbauentwurf erfordert (Figure 6B). </li><li> Erstellen Sie eine Strang-Bibliothek für die 310-Pixel-Molekular Leinwand, die den Kernsatz (der 362 SST Leinwand), Set 1 * (Kantenschutz, die Domäne 1 binden eines SST), Set 2 * (Kantenschutz, die Domäne 2 binden beinhaltet einer SST), Set 3 * (Kantenschutz, die Domäne 3 eines SST binden) und Set 4 * (Kantenschutz, die Domäne 4 eines SST) zu binden, um insgesamt 1344 Kantenschutz zu geben. </li><li> Zentrifugieren Sie die Platten mit 96 Vertiefungen für die verschiedenen Sets für etwa 10 s. Pipettieren Sie die gewünschte Stränge von den Platten, um eine Stammlösung für eine bestimmte Form zu machen. <ol><li> Für die Form eines Dreiecks mit Kantenschutz, Pipette 1 ul 206 Stränge aus der Kernsatz, 0 von Satz 1 *, 0 aus der Serie 2 *, 0 von Satz 3 * und 24 Stränge von Satz 4 * in ein 2-ml-Zentrifugen Rohr. Mit 20 ul destilliertes entionisiertes Wasser zu dem Rohr, um eine 400 nM Stammlösung der DNA-Stränge bilden. </li></ol></li><li> In 50 ul der 400 nM Stammlösung von DNA stra<html> NDS, 10 ul der 10X Glühen Puffer B (50 mM Tris, pH 7,9, 10 mM EDTA, 125 mM MgCl 2) Stammlösung und 40 ul destilliertes entionisiertes H 2 O, um eine 0,2 ml PCR-Röhrchen. Dies ermöglicht eine 100 ul-Probe des Dreiecks in 1X Glühen Puffer B (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 12,5 mM MgCl 2) mit Fäden in einer Konzentration von etwa 200 nM pro Strang. </li><li> Tempern des Gemisches in einem Thermozykler für 17 Stunden, wie in Schritt 2.3 beschrieben. </li><li> Bereiten Sie eine native 2% Agarose-Gel, wie in Schritt 2.4 beschrieben. </li><li> Reinigen die Probe wie in Schritt 2.5 beschrieben. </li><li> Messen der Konzentration der DNA, wie in Schritt 2.6 beschrieben. </li><li> Bild die Probe unter AFM wie in Schritt 3 (7C und 7D) beschrieben. </li><li> Pick and mix Stränge für verschiedene Formen unter Verwendung des gleichen Strang Bibliothek. Glühen die verschiedenen Lösungen und kombinieren gereinigten Proben von verschiedenen Formen zu Zeit während AFM zu speichern. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Optional:. Robot Automation Of Shape Design und Liquid Mixing <ol><li> Verwenden Sie eine benutzerdefinierte MATLAB-Programm, um das Design von komplexen Formen zu unterstützen. </li><li> Verwenden Sie die Software, um Anweisungen in Form eines Pipettierungssequenz an einen Roboter Liquid Handler liefern. Verwenden Sie den Roboter Liquid Handler auswählen und mischen Sie die Stränge, die die Zielform darstellen. HINWEIS: Shape Design und Strangmischung wurde automatisiert, um menschliche Fehler zu reduzieren und die Konstruktion weniger arbeitsintensiv. </li></ol> 10. Rechtecke und Tubes in verschiedenen Skalen <ol><li> Konstrukt unterschiedlich große Rechtecke (10), indem einfach die Anzahl der parallelen Helices (H) und die Anzahl der schraubenförmigen Windungen (T). </li><li> Folgen Sie Schritt 3 für eine bestimmte Größe Rechteck. </li><li> Folgen Sie Schritt 6 für eine bestimmte Größe Rohr. </li></ol>

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Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

In der Strukturbildung Schritt ist es wichtig, eine geeignete Konzentration an Magnesiumkationen zu halten (z. B. 15 mM) in dem DNA-Strang-Mischung zur Selbstorganisation DNA-Nanostrukturen. Ähnlich wird in dem Agarosegel Charakterisierung / Reinigungsschritt ist es wichtig, eine geeignete Magnesium-Kationen-Konzentration zu halten (z. B. 10 mM) in dem Gel und dem Gel-Laufpuffer, um die DNA-Nanostrukturen während der Elektrophorese zu erhalten. Zur 24H × 28T Rechteck Struktur testeten wir Glühen in...

5,8,10 - - vorherige Nukleinsäureselbstmontagearbeiten 1-25 hat zur erfolgreichen Aufbau einer Vielzahl von komplexen Strukturen, einschließlich DNA 2 geführt 13,17,23 oder RNA 7,22 periodischen 3,4,7, 22 und algorithmische 5 zweidimensionalen Gittern, Bänder 10,12 und Röhren 4,12,13, 3D-Kristalle 17, 11 Polyeder und endlich, 2D-Formen 7,8. Ein besonders wirksames Verfahren ist eingerüstet DNA-Origami, wobei eine einzelne Gerüststrang wird durch viele kleine Hilfsklammer Stränge gefaltet, um eine komplexe Form zu bilden 9,14 - 16,18 - 21,25. Vor kurzem berichteten wir ein Verfahren zum Konstruieren diskrete Nanostrukturen mit vorgegebenen 2D-Formen unter Verwendung von Einzelstrang-Fliesen (SST), und zeigte Strukturen Komplexität vergleichbar Origami 26. Diese article ist eine Anpassung unserer früheren Arbeit 26 und enthält detaillierte Protokolle für die Anordnung einzeln adressierbaren SSTs in anspruchsvolle Finite 2D-Formen mit genau vorgeschriebenen Abmessungen (Breite und Länge) und Morphologien. Ein entscheidender Vorteil des SST-Methode ist seine Modularität. Jede Komponente SST einer Struktur dient als modulares Bauteil in der Baugruppe, und unterschiedliche Untergruppen von diesen SSTs produzieren unterschiedliche Formen. Daher haben wir eine allgemeine Plattform, um Nanostrukturen mit vorgegebenen Größen und Formen von kurzen, synthetischen DNA-Stränge zu konstruieren. SSTs enthält vier Domänen, die jeweils 10 oder 11 Nukleotide lang ist (Figur 1A). Die SSTs binden, so dass ihre parallelen Helices schaffen eine DNA Gitter von Crossover-Bindungen zusammengehalten werden. Jede Überkreuzung der Phosphat zwischen den Domänen 2 und 3. Das Phosphat wird künstlich in den Diagrammen für klare gestreckt. Die Frequenzweichen sind beabstandet zwei Helixwindungen (21 Basen) auseinander (&lt;strong&gt; 1B). Die Verbundrechtecke werden durch ihre Abmessungen der Anzahl der Helices und Wendelgänge bezeichnet. Zum Beispiel, die ein Rechteck sechs Helices breit und acht Schrauben dreht lange als 6H × 8T Rechteck verwiesen. SSTs kann weggelassen werden, hinzugefügt, oder auf andere Weise neu angeordnet, um Strukturen von beliebigen Formen und Größen (1C) zu erstellen. Beispielsweise kann eine rechteckige Gestaltung zu einem Rohr mit gewünschter Länge und Radius (1D) gerollt werden. Alternativ dazu kann die rechteckige Gitter SST als Molekular Leinwand aus SST Pixeln, jeweils 3 nm von 7 nm betrachtet werden. In dieser Studie verwenden wir ein Molekular Leinwand von 310 in voller Länge internen SSTs, 24 voller Länge SSTs, aus denen die linken und rechten Grenzen, und 28 halbe Länge SSTs Bildung der oberen und unteren Grenzen. Die Leinwand hat 24 Doppelhelix durch Frequenzweichen verbunden und jede Helix enthält 28 Helixwindungen (294 Basen) und wird daher bezeichnet alsa 24H × 28T rechteckigen Leinwand. Die 24H × 28T Leinwand hat ein Molekulargewicht ähnlich der von einer DNA-Origami-Struktur aus einem M13-Phagen Gerüst erstellt.

<table><tbody><tr><td>DNA Strands&amp;nbsp;</td><td>Integrated DNA Technology</td><td></td><td>Section 3.1</td></tr><tr><td>SYBR Safe DNA gel stain</td><td>Invitrogen</td><td>S33102</td><td>Section 3.4.2</td></tr><tr><td>Freeze&#039;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td><td>BIO-RAD</td><td>731-6166</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Bruker&#039;s Sharp Nitride Lever Probes</td><td>Bruker AFM Probes</td><td>SNL10</td><td>Section 4.3</td></tr><tr><td>Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td><td>Invitrogen</td><td>G6600</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Centrifuge 5430R</td><td>Eppendorf</td><td>5428 000.414</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Transmission Electron Microscope&amp;nbsp;</td><td>Jeol</td><td>Jem 1400</td><td>Section 7.4</td></tr><tr><td>Multimode 8</td><td>Veeco</td><td></td><td>Section 4</td></tr><tr><td>Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td><td>GE Heathcare Life Sciences</td><td>28-9558-08</td><td>Section 3.5</td></tr><tr><td>Ultrapure Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>10977-023</td><td>Section 3.7.1</td></tr><tr><td>Mica disk</td><td>SPI Supplies</td><td>12001-26-2</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>Steel mounting disk</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16218</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>carbon coated copper grid for TEM</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>FCF400-Cu</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>tweezers</td><td>Dumont</td><td>0203-N5AC-PO</td><td>Section 7.31</td></tr><tr><td>glow discharge system</td><td>Quorum Technologies</td><td>K100X</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td><td>BIO-RAD</td><td>PTC&amp;ndash;0240G</td><td>Section 3.3</td></tr><tr><td>Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td><td>ThermoScientific</td><td>B2</td><td>Section 3.4.3</td></tr><tr><td>Seekam LE Agarose 500G</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td>Section 3.4.1</td></tr><tr><td>GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td><td>ThermoScientific</td><td>SM1333</td><td>Section 3.4.4</td></tr><tr><td>Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td><td>ThermoScientific</td><td></td><td>Section 3.7</td></tr><tr><td>0.2 um filter</td><td>Corning Inc.</td><td>431219</td><td>Section 7.1.2</td></tr></tbody></table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

Die Selbstorganisation der SSTs (Figur 1) wird eine 24H × 28T Rechtecks ​​ergeben, wie in Abbildung 2 dargestellt. DNA-Sequenzen für die verschiedenen SSTs modifiziert / werden optimiert, um Streptavidin Kennzeichnung ermöglichen (Figur 3 und 4), die Transformation einer Rechteck in ein Rohr (5), die programmierbare Selbstorganisation von SSTs Rohre und Rechtecke unterschiedlicher Größen (10) bilden, und die Ko...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Die Selbstorganisation von Complex zweidimensionale Formen von Einzelstrang-DNA-Fliesen

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.6K Aufrufe.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Serie: Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspired Selbstorganisation von Patterned und Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Forschung

Chemie

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Falten und Charakterisierung eines Bio-responsive Robot von DNA-Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Herstellung von Mica und Siliziumsubstraten für die DNA-Origami-Analyse und Experimentieren

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

Designing a Bio-responsive Robot from DNA Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in parallel computing2,3 , recognize and bind molecular or cellular targets4,5 , catalyze chemical reactions6,7 , and generate calculated responses in a biological system8,9. Importantly, nucleic acids can be programmed to self-assemble into 2D and 3D structures10-12, enabling the integration of all these remarkable features in a single robot linking the sensing of biological cues to a preset response in order to exert a desired effect.
Creating shapes from nucleic acids was first proposed by Seeman13, and several variations on this theme have since been realized using various techniques11,12,14,15 . However, the most significant is perhaps the one proposed by Rothemund, termed scaffolded DNA origami16. In this technique, the folding of a long (&gt;7,000 bases) single-stranded DNA 'scaffold' is directed to a desired shape by hundreds of short complementary strands termed 'staples'. Folding is carried out by temperature annealing ramp. This technique was successfully demonstrated in the creation of a diverse array of 2D shapes with remarkable precision and robustness. DNA origami was later extended to 3D as well17,18 .
 
The current paper will focus on the caDNAno 2.0 software19 developed by Douglas and colleagues. caDNAno is a robust, user-friendly CAD tool enabling the design of 2D and 3D DNA origami shapes with versatile features. The design process relies on a systematic and accurate abstraction scheme for DNA structures, making it relatively straightforward and efficient.
In this paper we demonstrate the design of a DNA origami nanorobot that has been recently described20. This robot is 'robotic' in the sense that it links sensing to actuation, in order to perform a task. We explain how various sensing schemes can be integrated into the structure, and how this can be relayed to a desired effect. Finally we use Cando21 to simulate the mechanical properties of the designed shape. The concept we discuss can be adapted to multiple tasks and settings.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here, we describe how DNA origami can be utilized to design a robotic robot capable of sensing biological cues and responding by shape shifting, subsequently relayed to a desired effect.

Entwerfen einer Bio-responsive Robot von DNA Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in ...

Biotechnik

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Stabile DNA-Motive, 1D und 2D Nanostrukturen aus kleinen kreisförmigen DNA-Moleküle gebaut

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...

DNA Origami-Mediated Substrate Nanopatterning of Inorganic Structures for Sensing Applications

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA nanofabrication technique is called DNA origami, and it allows high-throughput synthesis of accurate and highly versatile structures with nanometer-level precision. Here, it is shown how the spatial information of DNA origami can be transferred to metallic nanostructures by combining the bottom-up DNA origami with the conventionally used top-down lithography approaches. This allows fabrication of billions of tiny nanostructures in one step onto selected substrates. The method is demonstrated using bowtie DNA origami to create metallic bowtie-shaped antenna structures on silicon nitride or sapphire substrates. The method relies on the selective growth of a silicon oxide layer on top of the origami deposition substrate, thus resulting in a patterning mask for following lithographic steps. These nanostructure-equipped surfaces can be further used as molecular sensors (e.g., surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)) and in various other optical applications at the visible wavelength range owing to the small feature sizes (sub-10 nm). The technique can be extended to other materials through methodological modifications; therefore, the resulting optically active surfaces may find use in development of metamaterials and metasurfaces.

Here, we describe a protocol to create discrete and accurate inorganic nanostructures on substrates using DNA origami shapes as guiding templates. The method is demonstrated by creating plasmonic gold bowtie-shaped antennas on a transparent substrate (sapphire).

DNA Origami-vermittelte Substrat Nanomusterung von anorganischen Strukturen für Sensoranwendungen

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA ...

Synthesis of Information-bearing Peptoids and their Sequence-directed Dynamic Covalent Self-assembly

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded oligomeric strands mediated by paired dynamic covalent interactions in a manner mimicking the thermal cycling commonly employed for the self-assembly of complementary nucleic acid sequences. Primary amine monomers bearing aldehyde and amine pendant moieties are functionalized with orthogonal protecting groups for use as dynamic covalent reactant pairs. Using a modified automated peptide synthesizer, the primary amine monomers are encoded into oligo(peptoid) strands through solid-phase submonomer synthesis. Upon purification by high-performance liquid chromatography (HPLC) and characterization by electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS), sequence-specific oligomers are subjected to high-loading of a Lewis acidic rare-earth metal triflate which both deprotects the aldehyde moieties and affects the reactant pair equilibrium such that strands completely dissociate. Subsequently, a fraction of the Lewis acid is extracted, enabling annealing of complementary sequence-specific strands to form information-encoded molecular ladders characterized by matrix assisted laser desorption/ionization mass spectrometry (MALDI-MS). The simple procedure outlined in this report circumvents kinetic traps commonly experienced in the field of dynamic covalent assembly and serves as a platform for the future design of robust, complex architectures.

A protocol is presented for the synthesis of information-encoded peptoid oligomers and for the sequence-directed self-assembly of these peptoids into molecular ladders using amines and aldehydes as dynamic covalent reactant pairs and Lewis acidic rare-earth metal triflates as multi-role reagents.

Synthese von informationstragenden Peptoiden und deren sequenzgesteuerter dynamischer kovalenter Selbstmontage

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded ...

Design and Synthesis of a Reconfigurable DNA Accordion Rack

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m resolution, show great potential in various fields of nanotechnology such as the molecular reactors, drug delivery, and nanoplasmonic systems. The reconfigurable DNA accordion rack, which can collectively manipulate a 2D or 3D nanoscale network of elements, in multiple stages in response to the DNA inputs, is described. The platform has potential to increase the number of elements that DNA nanomachines can control from a few elements to a network scale with multiple stages of reconfiguration.
In this protocol, we describe the entire experimental process of the reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes. The protocol includes a design rule and simulation procedure of the structures and a wet-lab experiment for synthesis and reconfiguration. In addition, analysis of the structure using TEM (transmission electron microscopy) and FRET (fluorescence resonance energy transfer) is included in the protocol. The novel design and simulation methods covered in this protocol will assist researchers to use the DNA accordion rack for further applications.

We describe the detailed protocol for design, simulation, wet-lab experiments, and analysis for a reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes.

Design und Synthese eines rekonfigurierbaren DNA-Akkordeon-Racks

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m ...

Self-Assembly of Gamma-Modified Peptide Nucleic Acids into Complex Nanostructures in Organic Solvent Mixtures

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated media. In this article, we describe detailed protocols that enable the construction of nanofiber architectures in organic solvent mixtures through the self-assembly of uniquely addressable, single-stranded, gamma-modified peptide nucleic acid (&#947;PNA) tiles. Each single-stranded tile (SST) is a 12-base &#947;PNA oligomer composed of two concatenated modular domains of 6 bases each. Each domain can bind to a mutually complimentary domain present on neighboring strands using programmed complementarity to form nanofibers that can grow to microns in length. The SST motif is made of 9 total oligomers to enable the formation of 3-helix nanofibers. In contrast with analogous DNA nanostructures, which form diameter-monodisperse structures, these &#947;PNA systems form nanofibers that bundle along their widths during self-assembly in organic solvent mixtures. Self-assembly protocols described here therefore also include a conventional surfactant, Sodium Dodecyl Sulfate (SDS), to reduce bundling effects.

This article provides protocols for the design and self-assembly of nanostructures from gamma-modified peptide nucleic acid oligomers in organic solvent mixtures.

Selbstmontage von Gamma-modifizierten Peptid-Nukleinsäuren in komplexe Nanostrukturen in organischen Lösungsmittelmischungen

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated ...

Simple, Affordable, and Modular Patterning of Cells using DNA

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells of the same or different type, micropatterning techniques have proved useful. DNA Programmed Assembly of Cells (DPAC) is a micropatterning technique that targets the adhesion of cells to a substrate or other cells using DNA hybridization. The most basic operations in DPAC begin with decorating cell membranes with lipid-modified oligonucleotides, then flowing them over a substrate that has been patterned with complementary DNA sequences. Cells adhere selectively to the substrate only where they find a complementary DNA sequence. Non-adherent cells are washed away, revealing a pattern of adherent cells. Additional operations include further rounds of cell-substrate or cell-cell adhesion, as well as transferring the patterns formed by DPAC to an embedding hydrogel for long-term culture. Previously, methods for patterning oligonucleotides on surfaces and decorating cells with DNA sequences required specialized equipment and custom DNA synthesis, respectively. We report an updated version of the protocol, utilizing an inexpensive benchtop photolithography setup and commercially available cholesterol modified oligonucleotides (CMOs) deployed using a modular format. CMO-labeled cells adhere with high efficiency to DNA-patterned substrates. This approach can be used to pattern multiple cell types at once with high precision and to create arrays of microtissues embedded within an extracellular matrix. Advantages of this method include its high resolution, ability to embed cells into a three-dimensional microenvironment without disrupting the micropattern, and flexibility in patterning any cell type.

Here we present a protocol to micropattern cells at single-cell resolution using DNA-programmed adhesion. This protocol uses a benchtop photolithography platform to create patterns of DNA oligonucleotides on a glass slide and then labels cell membranes with commercially available complementary oligonucleotides. Hybridization of the oligos results in programmed cell adhesion.

Einfache, erschwingliche und modulare Musterung von Zellen mit DNA

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells ...