Name: methods for cell-attached capacitance measurements in mouse adrenal chromaffin cell
Uploaded: 2014-10-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
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This work is supported by a National Science Foundation award (1145581) to LWG.

HINWEIS: Das gesamte Verfahren wurde in Übereinstimmung mit den Richtlinien der National Institutes of Health durchgeführt, wie von der Animal Care und Verwenden Ausschuss der Universität von Illinois in Chicago genehmigt. 1. Lösungen und Kultur Medien Vorbereitungen <ol><li> Halten Sie alle Lösungen bei -20 ° C für bis zu sechs Monate. Halten Sie das Kulturmedium bei 4 ° C für bis zu 3 Monate. </li><li> Planen 100 ml Kulturmedium durch Mischen von 1 ml Pen-Strep-Lösung und 1 ml itsX (Insulin-Transferrin-Selen-Ergänzung) auf 100 ml mit DMEM. </li><li> Vorbereitung Enzymlösung durch Mischen mit 250 ml DMEM, 2,5 ml 100 mM CaCl 2 und 2,5 ml 50 mM EDTA. </li><li> Vorbereitung Inaktivierung durch Mischen von 225 ml DMEM, 25 ml FBS, 625 mg Albumin und 625 mg Trypsininhibitor. </li><li> Bereiten Sie eine Locke-Lösung von 154 mM NaCl, 5,6 mM KCl, 5,0 mM HEPES, 3,6 mM NaHCO3, 5,6 mM Glucose. Stellen Sie den pH-Wert mit NaOH auf 7,3. </li><li>Vorbereiten einer Poly-D-Lysin (PDL) Lösung von 50 mg / ml. Verwenden eine Endkonzentration von 1 mg / ml beschichtet Deck. </li><li> Vorbereiten eines extrazellulären Lösung von 140 mM NaCl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 10 mM HEPES-NaOH und 10 mM Glucose. Den pH-Wert auf 7,3 mit NaOH mit einer Osmolarität von ~ 310 nmol / kg. </li><li> Vorbereiten einer Pipettenlösung von 50 mM NaCl, 100 mM TEACl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2 und 10 mM HEPES. PH auf 7,3 mit NaOH mit einer Osmolarität von ca. 290 nmol / kg. </li></ol> 2. Nebenniere Isolation <ol><li> Autoklaven ein Paar von großen und kleinen Dissektion Schere und zwei Paar Pinzette. Schutzhandschuhe tragen während des gesamten Prozesses und setzen Sie den Seziersaal Tablett auf einem Eimer Eis. </li><li> Verwenden Mäuse an Tag 0-3 übernommen. Tiere einschläfern mit einem Drucktank CO 2, gefolgt von Enthauptung. </li><li> Nutzen die kleineren Satz von Schere, um die Rückseite der Welpen nach der Wirbelsäule aus Cervi reduzieren<html> cal zu Region kaudal. Achten Sie darauf, oberflächlich unter der Haut geschnitten und nicht in die Körperhöhle zu durchbohren. </li><li> Als nächstes Haut weg von der Wirbelsäule, so dass Muskulatur ausgesetzt ist, um eine klare Sicht auf die Wirbelsäule haben. Von hier aus, machen Sie einen Schnitt an der transectional zervikalen Rückenmark und dann zwei parallele Schnitte an den Seiten der Wirbelsäule. </li><li> Mit einer Zange hält den Hauptkörper des Tieres, mit der anderen Pinzette zu greifen und Wirbelsäule abziehen Wirbelsäule bis Nieren ausgesetzt sind. </li><li> In diesem Moment sichtbar die Nebennieren an der Oberseite der Nieren. Dann vorsichtig die zwei Drüsen von jedem Tier zu einem konischen Rohr mit Locke-Lösung gefüllt. HINWEIS: Manchmal sind die Drüsen auf der Zange festhalten. Wenn dies der Fall ist, leicht zu verwenden weiteres Paar von Zangen, um die Entfernung der Drüsen aus der Zange und in die Locke-Lösung zu unterstützen. Die Drüsen können in diesem Zustand für bis zu 2 Stunden gehalten werden. </li></ol>e &quot;&gt; 3. Tissue Verdauung <ol><li> In der Zwischenzeit Blasen die Enzymlösung mit 5% CO 2 + 95% O 2 für 15 Minuten vor der Verwendung. Stellen Sie sicher, dass die Lösung ins Gleichgewicht dreht sich von einem hellen rosa Farbe in rosa / orange Farbe. </li><li> Füge das Papain auf die frisch geperlt Enzymlösung in einer Endkonzentration von 20-25 Einheiten / ml. Jedes Paar von Drüsen aus jedem Tier inkubieren 40-60 min bei 37 ° C in der Enzymlösung mit Papain. </li><li> Fügen 75% Inaktivierung Lösung in jedes Röhrchen und Inkubation bei 37 ° C für weitere 10 min. Diese Inkubation inaktiviert das Enzym-Aktivität von Papain. </li><li> Nach der 10 min Inkubation mit der Inaktivierung Lösung, übertragen Sie leicht die Drüsen in ein neu beschriftet Rohr und dann waschen die Drüsen 3x mit Kulturmedien. </li></ol> 4. Zelldissoziation und Oberflächen <ol><li> Nach dem Waschen, legen Sie die zwei Drüsen in 200 ul der Kulturmedien und dann sanft titriert die Drüsen undnach unten durch die Pipettenspitze mit einer 200 ul-Pipette, bis es nicht länger ein großes Stück des Gewebes in die Lösung. HINWEIS: Bei der Titration, zu erhalten Verschraubungen am Boden des Röhrchens mit einer Abwärtskraft von 200 ul Pipettenspitze und greifen das Gewebe vorsichtig und langsam. Seien Sie sicher, langsame, kontinuierliche Schläge zu verwenden, nie Pipettieren schnell oder abrupt. </li><li> Fügen Sie eine zusätzliche 250 ul Kulturmedien, um das Gesamtvolumen von Kulturmedien bis zu 450 ul zu bringen. </li><li> Platte 60 ul dieser Zellen enthaltenden Lösung auf jeder der sieben 12 mm PDL-pre-beschichtete Deckgläser, die in einer 60 x 15-mm-Kulturschale gegeben werden. </li><li> Einmal überzogen, die Schale in den Brutschrank, die bis 37 ° C mit einem stetigen Fluss / Versorgung von 5% CO 2 für 30 min eingestellt und gewartet werden, um eine Umgebung für die Lebensfähigkeit der Zellen zu gewährleisten. Nach der Inkubation vorsichtig mit 5 ml vorgewärmten Kulturmedien in der Kulturschale und gibt das Gericht zurück in den Brutschrank für 24 Stunden vor der Zell-Attached-Aufnahmen. HINWEIS: In der Regel können die Zellen für elektrophysiologische Aufzeichnungen für 4 Tage verwendet werden. </li></ol> 5. Zellidentifikation und Gigaohm Seal Bildung <ol><li> Legen Sie die 12 mm Deckglas in der extrazellulären Lösung. Da die ganze Nebennieren sind für die Zellherstellung verwendet, mischen die chromaffinen Zellen (in der Regel sehr hell mit einem bräunlichen / beige Farbgebung und einer fast perfekten Kreisform (Abbildung 1) in Kultur mit Rindenzellen (kleiner und dunkler als chromaffinen Zellen). </li><li> Ziehen Sie die Patch-Pipetten in vier Stufen unter Verwendung eines programmierbaren P-97 Magnet. Tauchen Sie die Pipettenspitze in einem geschmolzenen Wachs, die dazu beitragen, die Kapazität des Glas reduzieren und dann wird Feuer Lack die Spitze zu &quot;Blow-weg&quot; das Wachs aus dem Inneren der Pipettenspitze. HINWEIS: Bei der Patch-Pipette mit Lösung gefüllt, haben Patch-Pipetten typischerweise einen Widerstand von ~ 2 MOhm. </li><li> Nähern Sie sich dem Patch-Pipette in der Nähe der Zelle in mehreren microns. Um einen Cell-Attached-Konfiguration zu erreichen, suchen Sie nach jedem leichten Zell Verformung während der Annäherung der Patch-Pipette näher an der Zelle. Gelten, bis eine sanfte Saugwirkung GOhm Dichtung erreicht wird. </li></ol> 6. Cell-Attached-Kapazität Recordings <ol><li> Sobald ein GOhm Dichtung offenbart, machen Cell-Attached-Aufnahmen durch den Einsatz von einem EPC-7 sowie Patch-Clamp-Verstärker und ein Zwei-Phasen-Analog Lock-in-Verstärker (siehe beigefügte Tabelle der Ausrüstung). Anwenden eines Sinuswelle mit einer Amplitude von 50 mV (RMS) und einer Frequenz von 20 kHz von dem Lock-in-Verstärker. </li><li> Den Ausgangsfilter des Lock-in-Verstärker auf 1 ms Zeitkonstante und 24 db. Stellen Sie die Phase des Lock-in-Verstärkers, so daß transiente durch vorsichtiges Absaugen Impulse erzeugt Kapazitätsänderungen nur in der Patch-Kapazität (Im) Spur ohne Projektion in die Patch Leitfähigkeit (Re) Spur auf (Abbildung 2). HINWEIS: Bitte beachten Sie die Angaben für die Kalibrierung des Systems in reKonferenz 19. </li><li> Identifizieren typische Kapazitätsänderungen durch &quot;nach unten&quot; Schritte (Abbildung 3). HINWEIS: Eine solide Aufnahme wird als eine &quot;Treppe&quot; Art Ähnlichkeit mit vielen nach unten Schritte, die Internalisierung einzelne Vesikel zeigt an, betrachtet werden. Der Patch-Prozess dient als mechanische Stimulation seit Aktionsstrom kann in der Regel von den meisten Zellen aufgenommen werden. </li><li> Benennen Sie die Dateien als einzelne Ordner mit Datum: mm / tt / Jahr und jedes Cell-Attached-Aufnahme als seine eigene individuelle Nummerierung (xx) in dieser Datei. </li></ol>

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	<li>Rettig, J., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+roles+of+presynaptic+proteins+in+Ca++-triggered+exocytosis.">Emerging roles of presynaptic proteins in Ca++-triggered exocytosis.</a> Science. 298, 781-785 (2002).</li><li>Gong, L. 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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Cell-Attached-Kapazitätsmessungen erfordern mehrere wichtige Schritte, um Aufnahmen mit hoher Qualität erfolgreich zu erhalten: 1) lebensfähig und gesunden Zellen von Nebennieren hergestellt werden; 2) PDL Beschichtung der Deck; 3) Gigaohm Dichtung Bildung; 4) Geräuschpegel des Systems; und 5) Phasenkorrektur. Für Tierchirurgie, ist eine potenziell Änderungen machen können, um den chirurgischen Ansatz, um am besten anpassen und Geschicklichkeit, um Schäden bei der Präparation zu verhindern. Darüber hinaus ist eine ausreichende praktische Erfahrung auf das Auffinden und Entfernen der Nebennieren Imperativ als Zellen, die für die elektrophysiologischen Ableitungen verwendet werden, stammen ausschließlich aus der Medulla der Nebenniere. Enzymverdauung, ist es kritisch, die Enzymlösung durch Blasenbildung der Lösung mit 5% CO 2 + 95% O 2 zu äquilibrieren. Seien Sie sicher, dass der Schlauch mit dem Zylinder verbunden ist ausreichend und engen ohne Lecks. Zusätzlich sicher, dass das Ende in Lösung richtig während der gesamten 15 Minuten Zeit Blasenbildung gelegt; Dies kann mit der Platzierung einer 20 G Nadel Ende, das am Ende des Schlauches geglättet worden ist, so daß Luftstrom in geeigneter Weise direkt erreicht werden. Darüber hinaus wird zusätzliche Zeit für diesen Schritt nicht schaden, solange die Luftströmung nicht so stark wie die Lösung in dem Rohr überläuft. Zell Titration ist ein weiterer kritischer Komponente, die der Praxis stattfinden wird. Der Großteil der Zellen geschädigt, wenn über titriert werden; Umgekehrt, wenn die Titration nicht genug ist, wird es sehr wenige einzelne isolierte Zellen aus dem Gewebe getrennt werden. Um effektiv zu titrieren, nutzen eine 200 ul Pipettenspitze Pipette auf und ab 7-8x, sicherstellen, dass die Drüsen werden sanft durch die 200 ul Pipettenspitze übergeben, wie Sie titrieren. PDL-Beschichtung, kann man immer verlängern die Inkubationszeit der PDL auf den Deckgläsern bis zu 3 Stunden, um eine ausreichende Beschichtung der Deckgläser zu gewährleisten. Der PDL-Beschichtung ist für chromaffinen Zellen zu befestigenauf und wachsen an den Deckgläsern nach Zellbeschichtung. Wenn PDL Beschichtung nicht ausreichend ist, werden die meisten der Zellen, die aus dem Deckglas, das die Dichtung Gigaohm Bildung erschwert wird abnehmen werden. Cell-Attached-Aufnahmen können immer modifiziert und verbessert werden, da der Patch-Technik ist ein spezielles Verfahren. Sanften und feinen Ansaugen ist kritisch bei der Erleichterung der Gigaohm Dichtungsbildung bei der Patch-Pipette und Zellen in Kontakt sind. Zu viel Sog der Patch Spitze-Zell-Kontakt zerstören und in extremen Situationen können die Zellen in der Patch-Pipette abgesaugt werden. Dies wird sehr einfach auf dem Oszilloskop, indem in ein Ganzzellkonfiguration oder mit einem sehr geringen Widerstand Rückkehr zu einem sehr große beobachtet werden; Praxis ist von größter Bedeutung, um eine hohe Qualität Gigaohm Dichtung Bildung zu erhalten. Während hohe Dichtungswiderstand ist entscheidend, um den Geräuschpegel in der Cell-Attached-Aufnahmen zu minimieren, sind auch die folgenden zwei Schrittewichtig, um den Geräuschpegel zu reduzieren, um einzelne endozytischen Ereignisse lösen: (1) In der Patch-Pipette Lösung, TEACl wird verwendet, um spannungsabhängigen K +-Kanäle zu blockieren; (2) der Pipettenspitze mit Klebewachs beschichtet und das Wachs im Inneren der Pipettenspitze kann durch Wärme Polieren entfernt werden. Während die Phaseneinstellung in Protokoll 6.2 aufgeführten Schritt ist entscheidend für die Anfangsphase für die Aufnahme einzurichten, kann dieser Schritt nicht ideal. Daher ist es wichtig, die Phasenkorrektur während des Spaltporenanalyse für einzelne Ereignisse durchführen. In einem Ruhemembranpotential von -65 mV, zeigen Ganzzellableitungen, dass eine typische Maus chromaffinen Zelle eine Eingangskapazität von 5 pF und einen Eingangswiderstand von 500 MOhm, die die Membranleitfähigkeit von Maus-chromaffinen Zellen berechnet ~ 0,4 pS / fF. Dies bedeutet, dass ein endozytischen Veranstaltung mit einer Kapazität Größe von 1 fF wird in einem Nettoverlust von Membranleitfähigkeit von ~ 0,4 pS führen. Dieser Wert ist im Vergleich zuypische 50-100 pS Membranleitfähigkeit Wechsel mit endozytischen Spaltung-Porenverschluss in Cell-Attached-Aufnahmen verbunden. Daher sind wir zuversichtlich, dass unsere Phasenkorrektur ermöglicht es uns, die Grundlinie der Membranleitfähigkeit, so dass die Pre-und Post-Spaltung Porenverschluss ist auf der gleichen Ebene zu justieren; Dieser Prozess kann in unserer Datenanalyse zu bringen &lt;1% Fehler. Zusammenfassend ist die hier beschriebene Protokoll zeigt, wie Cell-Attached-Kapazität Aufnahmen können verwendet werden, um zu überwachen einzelne Vesikel Endozytose mit Maus chromaffinen Zellen als Modellsystem werden. Diese Technik erlaubt es, die Regulationsmechanismen für Vesikel Spaltung während der Endozytose zu untersuchen.

Synaptischen Übertragung wird durch Exocytose von Neurotransmitter-haltigen synaptischer Vesikel vermittelten, und diese Vesikel müssen lokale endozytischen Recycling innerhalb der Nervenendigung unterziehen, um neuronale Kommunikation langfristig aufrecht zu erhalten. Angesichts der wesentlichen Rolle der synaptischen Übertragung im Gehirn, das Verständnis der molekularen Maschinerie, die synaptischen Vesikel-Zyklus ist eine wesentliche Grundlage für ein besseres Verständnis der zellulären Kommunikation als Ganzes darstellt. Unter Zellmodellsysteme, hat die chromaffinen Nebennierenzell einige der endgültige Einblick in die molekulare Maschinerie zugrunde liegenden synaptischen Vesikel-Recycling zur Verfügung gestellt. Exozytose, der letzte Schritt in der Neurotransmitterfreisetzung, wurde immens sucht und durch die Verwendung des chromaffinen Nebennierenzellen 1,2 untersucht. In der Tat sind die meisten der molekularen Spieler, die die Bildung, Ausrichtung, Docking und Fusion von sekretorischen Granula instrumentieren wurden aufgrund der Anwendung von div identifizierterse Techniken in chromaffinen Zellen 1. Darüber hinaus, indem sie eine Möglichkeit, sich für einzelne Vesikel-Auflösung der Proteinmaschinerie in Exozytose beteiligt zu ermöglichen, bleibt die chromaffinen Zellen ein leistungsfähiges Modell, um die Fragen der Vesikel-Fusion-3-Adresse. Cell-Attached-Kapazitätsmessungen wurden zunächst bei der Lösung von Einzel Vesikelfusion während Exozytose 3 genutzt. Exocytose von Vesikeln so klein wie ca. 60 nm im Durchmesser, wurde gezeigt, dass durch die Zellmembran Admittanz Messungen mit der Patch-Clamp-Technik in der Zelle verbundene Konfiguration 4-7 detektiert werden. Zulassung als Maß dafür, wie leicht eine Schaltung oder Vorrichtung ermöglicht, dass ein Strom fließen definiert; es ist das Inverse der Impedanz. Somit Admittanz Messungen liefern ein Verständnis der Membrankapazität. Dies wird durch den Einbau der Vesikelmembran in die Plasmamembran durchgeführt; Dieser Einbau zeigt Veränderungen der OberflächenBereich 8. Jedes Schmelzen Vesikel bewirkt eine schrittweise Erhöhung der Membrankapazität 9,10. Zusätzlich liefert diese Admittanzmessung die Membranleitfähigkeit und der Fusionsporen Leitfähigkeit während einer Exozytose-Ereignis 3. Wie diese Technik ein einzigartiges Werkzeug zur Identifizierung Single-Vesikel Kinetik während Exozytose vorgesehen ist, hat unser Labor vor kurzem angewendet dieses Konzept auf die Endozytose von einzelnen Vesikeln 11,12 zu erkennen. Unser Interesse gilt Clathrin-vermittelte Endozytose (CME), die als Grundkomponente Housekeeping in vielen Zellen 13 und ein Hauptpfad für die synaptische Vesikel Endozytose in neuronalen Anschlüsse 14,15 in Betracht gezogen wurde. CME ist bekannt, biologisch wichtig zu sein, bleiben jedoch seine Kinetik nicht gut verstanden aufgrund technischer Einschränkungen bei der Überwachung Singular endozytischen Veranstaltungen. Angesichts der Ähnlichkeiten in Exozytose Mechanismen zwischen chromaffinen Zellen und Neuronen 1 ist es plausible, dass die Spaltung in chromaffinen Zellen Mechanismen kann wahrscheinlich synaptischen Vesikel Endozytose gelten in Neuronen. Die Cell-Attached-Kapazitätsmessungen verwendet worden, um einzelne endozytischen Ereignisse zu überwachen und zu analysieren, die Spalt Kinetik, die die meisten Methoden nicht lösen können. In unserem Zell angebracht Aufnahmen wird eine Sinuswelle bei 20 kHz über die Haltepotential überlagert, und der Ausgangsstrom wird in Membranleitfähigkeit in einem Kanal und Membrankapazität in den anderen Kanal aus einem Zweiphasenverriegelungsverstärker 16 getrennt 18. Aus den Veränderungen in der Membranleitfähigkeit und die Kapazität kann man die Kinetik der Spaltung Poren, die wahrscheinlich entspricht der röhrenförmigen Membran, die den Hals Internalisierungsfaktor Bläschen an der Plasmamembran-Vesikel vor der Abschnürung verbindet berechnen. Kollektiv, gibt uns diese Technik die Möglichkeit, die regulatorischen Mechanismen der Vesikel Spaltung während CME zu prüfen.

<table><tbody><tr><td>Poly-D-Lysine</td><td>Sigma</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td></td><td>15066024</td><td>Keep out of UV</td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s Modified Eagle Medium</td><td>Life Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cover Glass</td><td>Carolina Biological</td><td>633029</td><td>12 mm</td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin</td><td>Life Technologies</td><td>15140122</td><td>100 ml</td></tr><tr><td>Insulin-Trans-Sel-X</td><td>Life Technologies</td><td>51500056</td><td>Only thaw on ICE!</td></tr><tr><td>Papain</td><td>Worthington</td><td>39S11614</td><td></td></tr><tr><td>EPC-7 plus patch amplifier</td><td>HEKA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BNC-2090 data acquisition board</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igor data acquisition software</td><td>Wavemetrics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-97 pipette puller</td><td>Sutter Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Scientific Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Sutter Instruments</td><td>B150-110-10</td><td>Outer diameter: 1.5 mm&lt;br /&gt;
Inner diameter: 1.10 mm&lt;br/&gt;
Length: 10 cm</td></tr></tbody></table>

methods for cell-attached capacitance measurements in mouse adrenal chromaffin cell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion known as exocytosis that mediates synaptic transmission. Subsequent retrieval of synaptic vesicles is necessary to generate new neurotransmitter-filled vesicles in a process identified as endocytosis. During exocytosis, fusing vesicle membranes will result in an increase in surface area and subsequent endocytosis results in a decrease in the surface area. Here, our lab demonstrates a basic introduction to cell-attached capacitance recordings of single endocytic events in the mouse adrenal chromaffin cell. This type of electrical recording is useful for high-resolution recordings of exocytosis and endocytosis at the single vesicle level. While this technique can detect both vesicle exocytosis and endocytosis, the focus of our lab is vesicle endocytosis. Moreover, this technique allows us to analyze the kinetics of single endocytic events. Here the methods for mouse adrenal gland tissue dissection, chromaffin cell culture, basic cell-attached techniques, and subsequent examples of individual traces measuring singular endocytic event are described.

Die Zelllebensfähigkeit und die Qualität der Dichtung Gigaohm sind entscheidend für die Qualität der Cell-Attached-Kapazität Aufnahmen. Daher ist es wichtig, eine effektive und effiziente Zellkultur vor der elektrophysiologischen Ableitungen und typische lebensfähigen Zellen beschaffen sind in Abbildung 1 dargestellt. Üben und Zeit hilfreich, um eine Giga-Ohm Dichtung mit hoher Qualität sein. Wenn man kann deutlich sehen, Zellverformung, wenn der Patch-Pipette nähert sich der Zelle, wie in Schritt-Protokoll 5.3 beschrieben, gibt es eine bessere Chance bei der Erlangung einer hochwertigen Abdichtung. Abbildung 3 zeigt eine typische Aufzeichnung der Membrankapazität mit mehreren Schritten nach unten im Zusammenhang mit Einzel Vesikel Endozytose. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52024/52024fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Beispiele von lebensfähigen Maus chromaffinen Nebennierenzellen24 Stunden nach der Zellkultur. Pfeile zeigen auf 3 tragfähige chromaffinen Zellen. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52024/52024fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52024/52024fig2highres.jpg" /> Abbildung 2. Phase-Einstellung in den Cell-Attached-Aufnahmen. Mit der Anfangsphase Einstellung, sanft saugt zu kurzzeitigen Veränderungen sowohl Kapazität (Im) und Leitfähigkeit (Re) Spuren, und die Vorsprünge in Re-Trace sind von einem 23 °-Phase abgebrochen verschieben. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52024/52024fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52024/52024fig3highres.jpg" /> Abbildung 3. Eine typische cell angeschlossene Kapazität der Aufnahme mit mehreren Schritten nach unten, mit Einzel Vesikel Endozytose assoziiert. <a href="https://www-jove-com.bdigitaluss.remotexs.co/files/ftp_upload/52024/52024fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

Methoden für die Cell-Attached-Kapazitätsmessungen in Maus-chromaffinen Nebennierenzell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.8K Aufrufe.  University of Illinois at Chicago. After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

Serie: Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

Mouse Adrenal Chromaffin Cell Isolation

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting.  This protocol illustrates the method used to dissect the adrenals and then isolate the medullary region by stripping away the adrenal cortex.  The digestion of the medulla into single chromaffin cells is then demonstrated.

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting. This protocol illustrates the method used to dissect the adrenals and then isolate the medullary region by stripping away the adrenal cortex. The digestion of the medulla into single chromaffin cells is then demonstrated.

Maus Adrenal Chromaffin Zellisolation

Adrenal medullary chromaffin cell culture systems are extremely useful for the study of excitation-secretion coupling in an in vitro setting.  This ...

Forschung

Biologie

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate retina. Two classes of retinal neurons, photoreceptors and bipolar cells, accomplish this by using ribbon-type active zones, which enable sustained and high-throughput neurotransmitter release over long time periods. ON-type mixed bipolar cell (Mb) terminals in the goldfish retina, which depolarize to light stimuli and receive mixed rod and cone photoreceptor input, are suitable for the study of ribbon-type synapses both due to their large size (~10-12 &mu;m diameter) and to their numerous lateral and reciprocal synaptic connections with amacrine cell dendrites. Direct access to Mb bipolar cell terminals in goldfish retinal slices with the patch-clamp technique allows the measurement of presynaptic Ca2+ currents, membrane capacitance changes, and reciprocal synaptic feedback inhibition mediated by GABAA and GABAC receptors expressed on the terminals. Presynaptic membrane capacitance measurements of exocytosis allow one to study the short-term plasticity of excitatory neurotransmitter release 14,15. In addition, short-term and long-term plasticity of inhibitory neurotransmitter release from amacrine cells can also be investigated by recordings of reciprocal feedback inhibition arriving at the Mb terminal 21. Over short periods of time (e.g. ~10 s), GABAergic reciprocal feedback inhibition from amacrine cells undergoes paired-pulse depression via GABA vesicle pool depletion 11. The synaptic dynamics of retinal microcircuits in the inner plexiform layer of the retina can thus be directly studied.
The brain-slice technique was introduced more than 40 years ago but is still very useful for the investigation of the electrical properties of neurons, both at the single cell soma, single dendrite or axon, and microcircuit synaptic level 19. Tissues that are too small to be glued directly onto the slicing chamber are often first embedded in agar (or placed onto a filter paper) and then sliced 20, 23, 18, 9. In this video, we employ the pre-embedding agar technique using goldfish retina. Some of the giant bipolar cell terminals in our slices of goldfish retina are axotomized (axon-cut) during the slicing procedure. This allows us to isolate single presynaptic nerve terminal inputs, because recording from axotomized terminals excludes the signals from the soma-dendritic compartment. Alternatively, one can also record from intact Mb bipolar cells, by recording from terminals attached to axons that have not been cut during the slicing procedure. Overall, use of this experimental protocol will aid in studies of retinal synaptic physiology, microcircuit functional analysis, and synaptic transmission at ribbon synapses.

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Here we describe a protocol for the preparation of agar-embedded retinal slices that are suitable for electrophysiology and Ca2+ imaging. This method allows one to study ribbon-type synapses in retinal microcircuits using direct patch-clamp recordings of single presynaptic nerve terminals.

Patch-Clamp Kapazitätsmessungen und Ca 2 + Imaging bei Single Nervenendigungen in Retinal Slices

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate ...

Neurowissenschaften

Implementing Dynamic Clamp with Synaptic and Artificial Conductances in Mouse Retinal Ganglion Cells

Ganglion cells are the output neurons of the retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs arising from specific neural circuits. Patch clamp techniques, in voltage clamp and current clamp configurations, are commonly used to study the physiological properties of neurons and to characterize their synaptic inputs. Although the application of these techniques is highly informative, they pose various limitations. For example, it is difficult to quantify how the precise interactions of excitatory and inhibitory inputs determine response output. To address this issue, we used a modified current clamp technique, dynamic clamp, also called conductance clamp 1, 2, 3 and examined the impact of excitatory and inhibitory synaptic inputs on neuronal excitability. This technique requires the injection of current into the cell and is dependent on the real-time feedback of its membrane potential at that time. The injected current is calculated from predetermined excitatory and inhibitory synaptic conductances, their reversal potentials and the cell's instantaneous membrane potential. Details on the experimental procedures, patch clamping cells to achieve a whole-cell configuration and employment of the dynamic clamp technique are illustrated in this video article. Here, we show the responses of mouse retinal ganglion cells to various conductance waveforms obtained from physiological experiments in control conditions or in the presence of drugs. Furthermore, we show the use of artificial excitatory and inhibitory conductances generated using alpha functions to investigate the responses of the cells.

This video article illustrates the set-up, the procedures to patch cell bodies and how to implement dynamic clamp recordings from ganglion cells in whole-mount mouse retinae. This technique allows the investigation of the precise contribution of excitatory and inhibitory synaptic inputs, and their relative magnitude and timing to neuronal spiking.

Implementieren Dynamische Clamp mit Synaptic und künstliche Leitfähigkeiten in Maus retinalen Ganglienzellen

Ganglion cells are the output neurons of the  retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs  arising from specific neural ...

Isolation, Fixation, and Immunofluorescence Imaging of Mouse Adrenal Glands

Immunofluorescence is a well-established technique for detection of antigens in tissues with the employment of fluorochrome-conjugated antibodies and has a broad spectrum of applications. Detection of antigens allows for characterization and identification of multiple cell types. Located above the kidneys and encapsulated by a layer of mesenchymal cells, the adrenal gland is an endocrine organ composed by two different tissues with different embryological origins, the mesonephric intermediate mesoderm-derived outer cortex and the neural crest-derived inner medulla. The adrenal cortex secretes steroids (i.e., mineralocorticoids, glucocorticoids, sex hormones), whereas the adrenal medulla produces catecholamines (i.e., adrenaline, noradrenaline). While conducting adrenal research, it is important to be able to distinguish unique cells with different functions. Here we provide a protocol developed in our laboratory that describes a series of sequential steps required for obtaining immunofluorescence staining to characterize the cell types of the adrenal gland. We focus first on the dissection of the mouse adrenal glands, the microscopic removal of periadrenal fat followed by the fixation, processing and paraffin embedding of the tissue. We then describe sectioning of the tissue blocks with a rotary microtome. Lastly, we detail a protocol for immunofluorescent staining of adrenal glands that we have developed to minimize both non-specific antibody binding and autofluorescence in order to achieve an optimal signal.

Here we present a method to isolate adrenal glands from mice, fix the tissues, section them, and perform immunofluorescence staining.

Isolierung, Fixierung und Immunfluoreszenz Imaging der Maus Nebennieren

Immunofluorescence is a well-established technique for detection of antigens in tissues with the employment of fluorochrome-conjugated antibodies and has ...

Immunologie und Infektion

Monitoring the Effect of Osmotic Stress on Secretory Vesicles and Exocytosis

Amperometry recording of cells subjected to osmotic shock show that secretory cells respond to this physical stress by reducing the exocytosis activity and the amount of neurotransmitter released from vesicles in single exocytosis events. It has been suggested that the reduction in neurotransmitters expelled is due to alterations in membrane biophysical properties when cells shrink in response to osmotic stress and with assumptions made that secretory vesicles in the cell cytoplasm are not affected by extracellular osmotic stress. Amperometry recording of exocytosis monitors what is released from cells the moment a vesicle fuses with the plasma membrane, but does not provide information on the vesicle content before the vesicle fusion is triggered. Therefore, by combining amperometry recording with other complementary analytical methods that are capable of characterizing the secretory vesicles before exocytosis at cells is triggered offers a broader overview for examining how secretory vesicles and the exocytosis process are affected by osmotic shock. We here describe how complementing amperometry recording with intracellular electrochemical cytometry and transmission electron microscopy (TEM) imaging can be used to characterize alterations in secretory vesicles size and neurotransmitter content at chromaffin cells in relation to exocytosis activity before and after exposure to osmotic stress. By linking the quantitative information gained from experiments using all three analytical methods, conclusions were previously made that secretory vesicles respond to extracellular osmotic stress by shrinking in size and reducing the vesicle quantal size to maintain a constant vesicle neurotransmitter concentration. Hence, this gives some clarification regarding why vesicles, in response to osmotic stress, reduce the amount neurotransmitters released during exocytosis release. The amperometric recordings here indicate this is a reversible process and that vesicle after osmotic shock are refilled with neurotransmitters when placed cells are reverted into an isotonic environment.

Osmotic stress affects exocytosis and the amount of neurotransmitter released during this process. We demonstrate how combining electrochemical methods together with transmission electron microscopy can be used to study the effect of extracellular osmotic pressure on exocytosis activity, vesicle quantal size, and the amount of neurotransmitter released during exocytosis.

Überwachung der Wirkung des osmotischen Druckes auf sekretorischen Vesikel und Exozytose

Amperometry recording of cells subjected to osmotic shock show that secretory cells respond to this physical stress by reducing the exocytosis activity ...

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

The study of electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ handling abnormalities requires isolated cardiomyocytes. In addition, the possibility to investigate myocytes from patients using these techniques is an invaluable requirement to elucidate the molecular basis of cardiac diseases such as atrial fibrillation (AF).1 Here we describe a method for isolation of human atrial myocytes which are suitable for both patch-clamp studies and simultaneous measurements of intracellular Ca2+ concentrations. First, right atrial appendages obtained from patients undergoing open heart surgery are chopped into small tissue chunks ("chunk method") and washed in Ca2+-free solution. Then the tissue chunks are digested in collagenase and protease containing solutions with 20 &mu;M Ca2+. Thereafter, the isolated myocytes are harvested by filtration and centrifugation of the tissue suspension. Finally, the Ca2+ concentration in the cell storage solution is adjusted stepwise to 0.2 mM. We briefly discuss the meaning of Ca2+ and Ca2+ buffering during the isolation process and also provide representative recordings of action potentials and membrane currents, both together with simultaneous Ca2+ transient measurements, performed in these isolated myocytes.

Isolation of Human Atrial Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and Membrane Currents

We describe the isolation of human atrial myocytes which can be used for intracellular Ca2+ measurements in combination with electrophysiological patch-clamp studies.

Isolierung humaner Vorhofmyozyten für gleichzeitige Messungen von Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Transienten und Membrane Currents

The study of  electrophysiological properties of cardiac ion channels with the patch-clamp  technique and the exploration of cardiac cellular Ca2+ ...

Confocal Microscopy to Measure Three Modes of Fusion Pore Dynamics in Adrenal Chromaffin Cells

Dynamic fusion pore opening and closure mediate exocytosis and endocytosis and determine their kinetics. Here, it is demonstrated in detail how confocal microscopy was used in combination with patch-clamp recording to detect three fusion modes in primary culture bovine adrenal chromaffin cells. The three fusion modes include 1) close-fusion (also called kiss-and-run), involving fusion pore opening and closure, 2) stay-fusion, involving fusion pore opening and maintaining the opened pore, and 3) shrink-fusion, involving shrinkage of the fusion-generated &#937;-shape profile until it merges completely at the plasma membrane.
To detect these fusion modes, the plasma membrane was labeled by overexpressing mNeonGreen attached with the PH domain of phospholipase C &#948; (PH-mNG), which binds to phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate (PtdIns(4,5)P2) at the cytosol-facing leaflet of the plasma membrane; vesicles were loaded with the fluorescent false neurotransmitter FFN511 to detect vesicular content release; and Atto 655 was included in the bath solution to detect fusion pore closure. These three fluorescent probes were imaged simultaneously at ~20-90 ms per frame in live chromaffin cells to detect fusion pore opening, content release, fusion pore closure, and fusing vesicle size changes. The analysis method is described to distinguish three fusion modes from these fluorescence measurements. The method described here can, in principle, apply to many secretory cells beyond chromaffin cells.

This protocol describes a confocal imaging technique to detect three fusion modes in bovine adrenal chromaffin cells. These fusion modes include 1) close-fusion (also called kiss-and-run), involving fusion pore opening and closure, 2) stay-fusion, involving fusion pore opening and maintaining the opened pore, and 3) shrink-fusion, involving fused vesicle shrinkage.

Konfokale Mikroskopie zur Messung von drei Modi der Fusionsporendynamik in Nebennierenchromaffinzellen

Dynamic fusion pore opening and closure mediate exocytosis and endocytosis and determine their kinetics. Here, it is demonstrated in detail how confocal ...

Whole Cell Electrophysiology of Primary Cultured Murine Enterochromaffin Cells

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory cells, EC cells sense luminal stimuli and convert them into serotonin (5-hyroxytryptamine, 5-HT) release events. However, the electrophysiology of these cells is poorly understood because they are difficult to culture and to identify. The method presented in this paper outlines primary EC cell cultures optimized for single cell electrophysiology. This protocol utilizes a transgenic cyan fluorescent protein (CFP) reporter to identify mouse EC cells in mixed primary cultures, advancing the approach to obtaining high-quality recordings of whole cell electrophysiology in voltage- and current-clamp modes.

Enterochromaffin (EC) cells comprise a small subset of gastrointestinal epithelial cells. EC cells are electrically excitable and release serotonin, yet difficulties in culturing and identifying EC cells have limited physiological studies. The method presented here establishes a primary culture model amenable to examination of single EC cells by electrophysiology.

Ganze Zelle Elektrophysiologie des primären kultivierten murinen Enterochromaffinen Zellen

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory ...

Camera-based Measurements of Intracellular [Na+] in Murine Atrial Myocytes

Intracellular sodium concentration ([Na+]i) is an important regulator of intracellular Ca2+. Its study provides insight into the activation of the sarcolemmal Na+/Ca2+ exchanger, the behavior of voltage-gated Na+ channels and the Na+,K+-ATPase. Intracellular Ca2+ signaling is altered in atrial diseases such as atrial fibrillation. While many of the mechanisms underlying altered intracellular Ca2+ homeostasis are characterized, the role of [Na+]i and its dysregulation in atrial pathologies is poorly understood. [Na+]i in atrial myocytes increases in response to increasing stimulation rates. Responsiveness to external field stimulation is therefore crucial for [Na+]i measurements in these cells. In addition, the long preparation (dye-loading) and experiment duration (calibration) require an isolation protocol that yields atrial myocytes of exceptional quality. Due to the small size of mouse atria and the composition of the intercellular matrix, the isolation of high quality adult murine atrial myocytes is difficult. Here, we describe an optimized Langendorff-perfusion based isolation protocol that consistently delivers a high yield of high quality atrial murine myocytes.
Sodium-binding benzofuran isophthalate (SBFI) is the most commonly used fluorescent Na+ indicator. SBFI can be loaded into the cardiac myocyte either in its salt form through a glass pipette or as an acetoxymethyl (AM) ester that can penetrate the myocyte&#8217;s sarcolemmal membrane. Intracellularly, SBFI-AM is de-esterified by cytosolic esterases. Due to variabilities in membrane penetration and cytosolic de-esterification each cell has to be calibrated in situ. Typically, measurements of [Na+]i using SBFI whole-cell epifluorescence are performed using a photomultiplier tube (PMT). This experimental set-up allows for only one cell to be measured at one time. Due to the length of myocyte dye loading and the calibration following each experiment data yield is low. We therefore developed an EMCCD camera-based technique to measure [Na+]i. This approach permits simultaneous [Na+]i measurements in multiple myocytes thus significantly increasing experimental yield.

The intracellular Na+ concentration ([Na+]i) in cardiac myocytes is altered during cardiac diseases. [Na+]i is an important regulator of intracellular Ca2+. We introduce a novel approach to measure [Na+]i in freshly isolated murine atrial myocytes using an electron multiplying charged coupled device (EMCCD) camera and a rapid, controllable illuminator.

Intracellular sodium concentration ([Na+]i) is an important regulator of intracellular Ca2+. Its study provides insight into the activation of the ...

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and calcium handling. For this purpose, atrial or ventricular cardiomyocytes of high quality are necessary to perform patch-clamp measurements or to explore calcium handling abnormalities. However, the limited yield of high-quality cardiomyocytes obtained by current isolation protocols does not allow both measurements in the same mouse. This article describes a method to isolate high-quality murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, for subsequent simultaneous measurements of calcium transients and L-type calcium current from one animal. Mouse hearts are obtained, and the aorta is rapidly cannulated to remove blood. Hearts are then initially perfused with a calcium-free solution (37 &#176;C) to dissociate the tissue at the level of intercalated discs and afterwards with an enzyme solution containing little calcium to disrupt extracellular matrix (37 &#176;C). The digested heart is subsequently dissected into atria and ventricles. Tissue samples are chopped into small pieces and dissolved by carefully pipetting up and down. The enzymatic digestion is stopped, and cells are stepwise reintroduced to physiologic calcium concentrations. After loading with a fluorescent Ca2+-indicator, isolated cardiomyocytes are prepared for simultaneous measurement of calcium currents and transients. Additionally, isolation pitfalls are discussed and patch-clamp protocols and representative traces of L-type calcium currents with simultaneous calcium transient measurements in atrial and ventricular murine myocytes isolated as described above are provided.

Isolation of High Quality Murine Atrial and Ventricular Myocytes for Simultaneous Measurements of Ca2+ Transients and L-Type Calcium Current

Mouse models allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis. For this purpose, high quality cardiomyocytes are necessary to perform patch-clamp measurements. Here, a method to isolate murine atrial and ventricular myocytes via retrograde enzyme-based Langendorff perfusion, which allows simultaneous measurements of calcium-transients and L-type calcium current, is described.

Isolierung von hochwertigen atrialen und ventrikulären Myozyten der Maus für die simultane Messung von Ca2+ Transienten und L-Typ Calciumstrom

Mouse models play a crucial role in arrhythmia research and allow studying key mechanisms of arrhythmogenesis including altered ion channel function and ...

Methoden für die Cell-Attached-Kapazitätsmessungen in Maus-chromaffinen Nebennierenzell

Zusammenfassung

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